Name: 一个简单的方法小鼠肺插管 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: 学习小鼠肺插管方法，通过光纤光源直视气管实现机械通气或液体灌注。该技术操作简便、成本低廉，小鼠可恢复并用于后续研究，适用于肺功能测量等神经科学与生物学实验。

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由美国国立卫生研究院（NIH）HL-10342 项目资助。

1. 准备操作
必须首先获取并准备好以下物品：
<ol>
	<li>导管。 对于20–35 g小鼠的插管，我们使用长度为1或1.5英寸、20号的静脉留置针（BD Insylte，Sparks，MD 或 Jelco Optiva，Carlsbad，CA）。每只小鼠可使用新的无菌留置针，但留置针亦可在70%乙醇中浸泡过夜消毒后重复使用。尽管小鼠的咽部和气管并非无菌环境，但仍应遵循适当的清洁操作规程，包括使用无菌手套和无菌器械。</li>
	<li>光纤电缆。 我们使用 &asymp;来自 Edmund Optics 的 70 cm 长、0.5 mm 直径的光纤，但长度并非关键。重要的是确保光纤端面经过抛光处理，因为使用剃刀将光纤切割至所需长度后，其端面会较为锋利，容易刺穿气管壁。然而，可通过手持光纤末端约 2 cm 处，使光纤尖端边缘在 1,000 目砂纸上轻轻画小圆圈数秒钟，即可轻松完成端面抛光（参见视频演示及 Macdonald 的图 1）。 等 10）。另一端穿过橡胶塞。最简便的方法是先将一根18号针头穿入橡胶塞，再将光纤通过针头的孔道插入，随后抽出针头。橡胶塞连接至一个150瓦的卤素光源（例如 NCL-150、Volpi USA 或任何其他光源（即使功率低于 150 瓦）。必须确保使用硅橡胶（或其他耐热材料）制成的塞子，因为普通橡胶或软木塞在靠近高温光源时可能燃烧。</li>
</ol>
2. 进行插管操作
<ol>
	<li>参见 图1和图2将光纤插入一段较短的硅胶管中（&asymp;0.8 mm 内径 × 4 mm 外径，Cole-Palmer，EW-96410-13）。将橡胶管绑得较紧，同时仍允许光纤电缆进行调节。将硅胶管紧密插入套管的鲁尔端，以固定光纤电缆在套管内的位置。调节光纤电缆的位置，使其穿过套管延伸出去 &asymp;套管尖端前 4 mm 处</li>
	<li>将麻醉后的小鼠用上门齿悬挂在垂直支架上图3）。大多数研究者发现，将小鼠腹侧朝向自己时视野最佳。非常轻柔地拉出舌头并用拇指和食指夹住，中指置于颈部与塑料支撑物之间。用拇指和食指牵引舌头以打开口腔，同时用中指抵住颈部后方调整头部角度，以拉直插管路径，如图所示。 图3.</li>
	<li>使用光纤电缆作为光源和导入器，将其穿过可视的声门。如果声门不可见，以中指作为支撑，轻轻用力向后牵拉舌头。插入后，推进导管 &asymp;5 毫米。然后， 小心操作，避免移动套管。 撤出光纤电缆。将小鼠放倒，用胶带固定套管，并将套管接头支撑在一块油泥（雕塑黏土）上，如图所示。 图4.</li>
	<li>第3步中的操作不易教授甚至难以演示，因为这是一个单人操作。然而，通过轻微调整对舌头的牵引力以及头部后方的支撑，几乎所有尝试者很快都能找到正确的位置，以观察小鼠的声带。</li>
</ol>

<ol><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li>
<li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li>
<li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Laryngoscopy+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
<li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li>
<li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930(2007).</li>
</ol>

所有作者均无任何利益冲突需要披露。

此处所述方法具有多项优势。首先，该装置结构简单且相对经济。装置的制备无需任何特殊工具或昂贵设备。使用导管作为光源，可确保在引导器接近气管开口时始终能观察到气管开口的位置。采用0.5 mm的引导器也有助于在初次插入时尽量减少因插入较大套管可能造成的创伤。需要指出的是，类似光学探针可从商业供应商处获得（Braintree Scientific, Braintree, MA）。其设备采用电池供电的光源和光纤。
在本研究中，我们通过重复测量肺力学参数来验证该操作流程，但这种气管插管方法同样可用于向肺内灌注化学物质或细胞，正如已有文献报道的脂多糖（LPS）重复给药方法12。此外，先前一项采用较原始插管技术的研究曾描述可在单只小鼠中重复进行支气管肺泡灌洗（BAL）2，而采用本研究提出的新插管方法将能更简便地实现这一操作。
在实际应用中，该方法已成功教授给从未尝试过插管的进修人员、学生和技术人员。事实上，在集体培训过程中，部分学生在熟练掌握后，甚至能够转而指导其他尚未尝试该操作的同学。因此，该方法...

1999年，Brown 等发表了一篇论文，描述了一种小鼠肺部插管的方法1。该技术在纵向研究中对单个小鼠重复进行肺功能检测或支气管肺泡灌洗具有重要应用价值2。自该原始论文发表以来，已有若干其他研究报道了不同的小鼠插管方法3-9。尽管这些方法均可成功使用，但通常需要大量培训或较高成本。此类插管操作的主要问题之一在于：当插管导管接近气管准备插入时，导管本身会遮挡光线，从而阻碍对目标位置的观察。因此，在最关键的时刻，插管操作实际上处于盲视状态。本文介绍了一种简单且低成本的方法，可有效解决这一视野受阻问题，从而在无需大量培训或经验的情况下确保插管成功。

<table><tbody><tr><td>插管套管 </td><td>BD Insylte, Sparks, MD 或 Jelco Optiva, Carlsbad, CA</td><td></td><td>1 英寸长，20 号静脉（IV）导管 </td></tr><tr><td>光纤电缆 </td><td>Edmund Optics, Barrington, NJ</td><td>#NT02-542</td><td>约 2 英尺长的 0.5 毫米光学纤维（通信级塑料光纤）。插入气管的一端应进行轻微圆化处理：将光纤末端约 &amp;#8776;2 cm 处固定，然后在 1000 目砂纸上轻轻拖动尖端并做小圆周运动数秒。 </td></tr><tr><td>光源 </td><td>Volpi</td><td>NCL-150</td><td>尽管我们使用 150 W 卤素光源，但任何等效光源（即使功率低得多）均可使用。 </td></tr><tr><td>铝管 </td><td></td><td></td><td>外径 1 英寸，壁厚 1/16 英寸。可能需要根据所用光源调整尺寸。 </td></tr><tr><td>橡胶塞 </td><td></td><td></td><td>4 号橡胶塞适用于 1 英寸管。 </td></tr><tr><td>小型硅胶橡胶管 </td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-96410-13</td><td>一段长约 &amp;#8776;1.5 cm 的硅胶橡胶管（内径 0.8 mm，外径 4 mm） </td></tr><tr><td>倾斜支撑架 </td><td></td><td></td><td>我们的支撑架由有机玻璃制成，但任何可固定线或金属丝以将近乎垂直角度固定小鼠的材料均可使用。 </td></tr></tbody></table>

一种小鼠肺部插管的简易方法

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

一种用于肺功能测量的小鼠插管简易方法，在动物数量有限或动物成本较高的纵向研究中具有多项优势。目前该方法未能更常规应用的原因之一在于其操作相对困难，尽管已有若干已发表的研究描述了实现该操作的方法。本文中，我们展示了一种可消除插管主要障碍的技术，该障碍即在插管全程中难以观察气管。该方法采用直径0.5 mm的光纤光源，作为引导工具将插管导管引入小鼠气管。我们证明，利用此方法可在数周以上的时间进程中对单个小鼠进行肺力学测量。该技术的建立所需成本和专业技能较低，且经过相对较少的培训即可常规实施。这使得任何实验室均可常规开展此类插管操作，从而能够在单个小鼠上进行纵向研究，以每只小鼠自身作为对照，减少所需实验动物数量，并提高统计效能。

作为对本方法的评估，我们使用了四只20周龄的雄性BALB/c小鼠，其平均体重（± 标准误）为27.7 ± 0.40 g。实验连续进行五周，期间采用先前描述的系统测量肺阻力11。每只小鼠通过腹腔注射生理盐水配制的氯胺酮（100 μg/g 体重）和赛拉嗪（15 μg/g 体重）进行麻醉。随后按照上述方法进行气管插管。如果对导管是否进入气管而非食管存在疑问，可使用一个小的牙科镜进行验证。将牙科镜保存在冷冻环境中，使用时将其置于导管鲁尔接头前方。若导管位于气管内，呼出的气体将在镜面上形成可见的冷凝水雾。
插管后，将小鼠连接至呼吸机并测量气道阻力。小鼠的通气频率为 2 Hz，潮气量为 0.2 ml，采用吸气阻断法测量呼吸阻力，方法如前所述11。图5展示了每只小鼠在连续5周内的测量结果。数据重复性良好，表明至少以每周一次的频率进行测量时，先前的测量对后续结果无影响。该结果与既往在BALB/c小鼠中进行的每周力学参数及支气管肺泡灌洗（BAL）细胞谱型评估结果一致，而此前的研究采用了更为复杂且可能具有创伤性的操作<sup...

本文介绍了一种简单高效的气管插管方法，可用于小鼠肺功能测定或肺部灌注，且允许小鼠在术后恢复并进行后续研究。该操作使用一种廉价的光纤光源，可直接照亮气管。

一种用于肺功能测量的小鼠插管简易操作方法在样本量有限的纵向研究中具有多项优势

本操作的总体目标是对小鼠进行插管，以实现机械通气或液体注入。首先需组装套管和光源，第二步是将小鼠通过上切牙垂直悬挂。在调整小鼠头部和身体位置以建立直通的插管路径后，将光纤引导器及套管经声门插入。最后撤出光纤，将带有套管的小鼠置于仰卧位，以进行通气或给药。好的，今天我们将演示一种对小鼠肺部进行插管的简单操作步骤。可视化非常重要，因为小鼠的定位在插管操作中往往是关键步骤，因此需要稍加练习。只要经过一定练习，任何人都应能在相对较短的时间内重复完成该操作。今天演示此操作的是肺病学部及医学院的初级教员 Sandy Doss 博士。第一步是进行准备。为成年小鼠准备套管时，使用一根1至1.5英寸长、20号的静脉留置针。接下来，通过切割一段0.5毫米长的光纤电缆来制备光纤，以使边缘平滑。切割后，握住光纤末端，使其顶端在1000目砂纸上做小幅度圆周运动，直至端面抛光。另一端插入适合光源开口尺寸的硅橡胶塞中。首先，用18号针头穿刺硅胶塞。接着，将光纤通过针头的内孔插入，然后拔出针头。然后将橡胶塞连接至一个150瓦的卤素光源。接着，将光纤电缆穿过一段较短的硅胶橡胶管。固定该管的位置，同时仍允许调节光纤电缆。就位后，将硅胶管紧密插入套管的诱饵端。调整光纤的位置，使其穿过套管，并延伸至套管尖端前方约四毫米处。待一切准备就绪后，将麻醉小鼠小心地悬挂在垂直支撑装置上，使其上切牙固定于支撑处。固定后，非常轻柔地拉出舌头，并用拇指和食指捏住。将中指置于颈部与塑料支撑物之间，用食指对舌头施加牵引力。用手指和拇指打开口腔，并使插管路径伸直。用中指抵住颈部后方来调整头部的角度，如图所示。接下来，观察声带。如果声带不可见，可使用中指作为支撑，轻轻用力向后牵拉舌头。观察到声门后，使用光纤电缆作为光源和引导器，将其穿过声带。导管进入气管的一个提示是小鼠在导管初次插入时可能会出现喘息。插入后，再将导管向前推进约五毫米，然后注意保持导管位置不动，撤出光纤电缆，将小鼠平放，用胶带固定导管，并将导管接头支撑在一块油泥上。将一个小的牙科镜放入冰箱冷冻后，可用于确认套管是否位于气管内而非食管内。将镜面置于导管的接头前端。如果导管位置正确，呼出的气体将在镜面上形成冷凝水雾。如果气管插管操作仅用于将气溶胶试剂导入肺部，可在小鼠仰卧位时进行。然而，在此体位下进行液体给药效率较低，更有效的方法是在小鼠仍处于垂直悬挂状态时完成液体给药，随后立即拔除导管以进行肺功能测定。然后将已插管的麻醉小鼠连接至机械呼吸机，如图所示。应在开始插管前完成呼吸机参数的设置，以避免通气延迟。本图显示了该插管小鼠的通气压力和通气量记录。我们评估了该方法在五周期间内获得可重复气道阻力测量结果的能力。该图中的数据显示，重复测量并无影响，因为基线阻力保持相对恒定。在每周间隔研究的四只小鼠中，我们通过在处死小鼠后向肺部注入空气团来评估气管与插管套管之间密封的紧密性。尽管在应力-松弛恢复后可能会有极缓慢的泄漏，但压力泄漏似乎极小。进行此操作时，从支撑架上取下小鼠需格外小心，因为很容易意外拔出套管。

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