Name: 立体定向移植人胶质瘤多形性移植小鼠细胞毒性免疫细胞模型的研究 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-01T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 15 s
Description: 学习立体定向注射技术用于胶质母细胞瘤的细胞免疫治疗研究。本方法展示如何在免疫缺陷小鼠模型中制备并递送人淋巴细胞，验证其在脑肿瘤中的抗肿瘤效果与可行性。

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作者感谢南特大学医院动物实验中心（UTE）在动物饲养与护理方面的支持，感谢南特大学细胞与组织成像中心（MicroPICell）提供的成像技术支持，以及南特细胞计量平台（Cytocell）提供的专业技术协助。本研究由法国国家健康与医学研究院（INSERM）、法国国家科学研究中心（CNRS）、南特大学、法国国家癌症研究所（INCa#PLBio2014-155）、法国抗癌联盟（Ligue Nationale contre le Cancer，AO InterRégional 2017）以及欧洲ERA-Net Transcan2 consortium（Immunoglio）资助。研究团队还获得法国医学研究基金会（Fondation pour la Recherche Médicale，DEQ20170839118）的资助。本工作是在LabEX IGO和IHU-Cesti项目框架下完成的，上述项目由法国国家科研署“未来投资”计划（Investissements d'Avenir）支持。 通过 分别由项目ANR-11-LABX-0016-01和ANR-10-IBHU-005资助。IHU-Cesti项目还得到南特都会区和卢瓦尔河地区大区的支持。作者感谢Chirine Rafia在修改稿件过程中提供的帮助。

涉及动物受试者的以下实验程序均按照机构指南（协议编号 #00186.02；法国卢瓦尔河地区区域伦理委员会）进行。人外周血单个核细胞（PBMCs）来自知情健康供体的血液样本（法国南特法国血液中心）。所有操作均在无菌条件下进行。
1. 细胞毒性效应T淋巴细胞的非特异性扩增
<ol>
	<li>准备并以35 Gy照射饲养细胞。用于刺激2 x 105 - 4 × 105 效应细胞，准备 10 x 106 PBMCs 和 1 x 106 来自三位不同健康供体的BLCLs。</li>
	<li>将饲养细胞和效应细胞均用15 mL RPMI重悬，RPMI中添加10%热灭活FCS、2 mM L-谷氨酰胺、青霉素（100 IU/mL）、链霉素（0.1 µg/mL）和300 IU/mL重组IL-2。</li>
	<li>加入PHA-L至终浓度为1 µg/mL，轻轻混匀，然后将150 µL细胞悬液分装至96孔U型底培养板的每孔中。</li>
	<li>37 °C、5% CO₂ 条件下培养2 在湿润的环境中。</li>
	<li>每天观察培养板，直至培养孔中形成较大的细胞团块（约第7天）。</li>
	<li>将细胞以 1 x 106 cells/mL 新鲜培养基中。</li>
	<li>通过计数（每周两次）确定总细胞数量，并将其维持在 1 x 106 细胞/毫升的新鲜培养基。 
	注意：效应免疫细胞应在静息状态下准备好用于治疗（通常在初次扩增刺激后3周）。在使用前应检测这些效应细胞的纯度和活性 体内 注射（例如，与 体外 检测方法。</li>
</ol>
2. 术前效应细胞的制备
<ol>
	<li>检查效应细胞数量后，通过离心（300 × g，5 分钟）将效应细胞收集至 50 mL 离心管中。 
	注意：为弥补可能的细胞损失，需准备过量细胞（例如，50 × 106）。</li>
	<li>小心弃去上清液，用 15 mL 无菌 PBS 重悬细胞，并在 300 × g 条件下离心 5 分钟以进行洗涤。</li>
	<li>小心且彻底地移除上清液，然后将细胞沉淀用 1 mL 无菌 PBS 重悬。</li>
	<li>将重悬的细胞转移至 1.5 mL 微量离心管中，在 300 × g 条件下离心 5 分钟。</li>
	<li>使用移液器缓慢地小心且彻底地移除上清液。</li>
	<li>按每只小鼠 8 µL 无菌 PBS 重悬细胞沉淀。 
	注意：此步骤至关重要。</li>
	<li>使用微量移液器测量细胞悬液的体积；如有必要，加入无菌 PBS（每剂 20 × 106 个细胞溶于 15 µL PBS 中），并轻轻混匀。</li>
	<li>使用微量移液器确认每只小鼠的最终体积在 15 至 20 μL 之间（必须 &#60; 20 µL）。</li>
	<li>将细胞置于冰上保存，直至进行立体定位注射。 
	注意：未测试超过 3 小时的时间点。</li>
</ol>
3. 立体定位注射
<ol>
	<li>设备设置
	<ol>
		<li>按照制造商的说明组装并校准小型动物立体定位仪，以确保颅内注射的准确性（例如注射器规格、所需体积和注射速率。 
		注意：建议采用缓慢的输注速率（即，2 - 3 µL/min。</li>
		<li>在微生物安全柜（MSC）中安装材料，以保持器械的无菌状态，并防止小鼠感染。 
		注意：放置&#34; 恒温模块&#34; 在37 °C的水浴中。该系统可限制小鼠在手术期间出现低体温。在持续体温监测期间，必须使用加热垫，这是术后护理所必需的。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>术前动物准备
	<ol>
		<li>通过腹腔注射氯胺酮（10 mg/mL）和赛拉嗪（0.1 mg/mL）对小鼠进行麻醉，剂量为每克体重10 µL。</li>
		<li>进行脚趾捏压测试，以确认动物已完全麻醉并达到镇痛效果。 
		注意：任何运动均表明未达到深度镇痛状态，若出现此情况，需再等待数分钟，方可重复操作。</li>
		<li>小鼠充分麻醉后，使用剪刀去除手术区域（两耳之间至鼻部）的毛发。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>术前细胞准备
	<ol>
		<li>每次注射前，用移液器轻轻重悬细胞（数次），以防止细胞聚集。</li>
		<li>用22号微量注射器小心吸取所需的细胞悬液体积（15–20 µL），避免吸入气泡。 
		注意：将细胞加载至微注射器的这一步骤至关重要，可尽量减少注射体积的差异。每次注射操作之间均需重新加载细胞，以防止细胞聚集，并确保队列中效应细胞给药数量均一。</li>
		<li>然后，将注射器放入适配的注射泵中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>操作护理
	<ol>
		<li>使用浸有5%聚维酮碘溶液的棉签对术区进行消毒，至少3次。</li>
		<li>在小鼠眼部涂抹润滑性眼膏，以防止角膜干燥。</li>
		<li>将麻醉后的小鼠置于立体定位仪上，放置于覆盖无菌塑料膜的恒温加热板上，以维持小鼠术中体温并降低死亡率。 
		注意：小鼠的鼻子和牙齿应适当地置于齿栏上方，以确保操作过程中呼吸通畅。</li>
		<li>将小鼠置于齿栏上方后，紧固耳杆，使其位于小鼠耳朵下方，以固定头部。 
		注意：操作时需小心，避免损伤耳膜或影响呼吸。</li>
		<li>使用无菌剪刀沿颅骨上部中线从前向后做1-2厘米的矢状切口，以暴露颅骨。</li>
		<li>确定矢状缝与冠状缝的交点（Bregma），作为注射前立体定位的解剖标志（如图所示） 图1).</li>
		<li>将微量注射器置于该点上方。</li>
		<li>将微量注射器移至前囟右侧2 mm、前方0.5 mm处。</li>
		<li>使用微型钻孔器，在预定坐标处用无菌钻头于颅骨上钻出小孔。操作时需注意保持浅层钻孔，以避免对脑组织造成创伤性损伤。 
		注意：在本方案中，免疫细胞被注射至已形成的肿瘤内（在肿瘤细胞注射后一周进行）。应重新切开皮肤（瘢痕处），并在先前植入肿瘤细胞时使用的相同坐标位置进行注射（注射孔通常在注射后两周内仍可存在）。所选坐标用于将肿瘤细胞和效应细胞注射至脑实质中13,14.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>免疫效应细胞注射
	<ol>
		<li>小心地将微量注射器插入钻孔中，缓慢推进针头，使其在硬膜内向下移动3 mm，然后向上回撤0.5 mm，最终深度为2.5 mm，随后注射效应细胞。</li>
		<li>以2-3 µL/min的速度注射效应细胞，并在注射期间持续监测小鼠状态。</li>
		<li>注射完成后，将针头回撤1 mm，微注射器保持原位1分钟，然后缓慢完全抽出微注射器，以防止灌注部位发生渗漏。 
		注意：在将动物从立体定位仪中取出后，应立即清洁注射设备，以备后续实验使用。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>小鼠术后护理与随访
	<ol>
		<li>将动物从立体定位仪中取出，立即在切口处涂抹5%聚维酮碘溶液，并使用适当的外科缝线缝合皮肤。</li>
		<li>在伤口处直接涂抹2%利多卡因凝胶，并通过皮下注射给予0.15 µg/g的丁丙诺啡，用于术后镇痛。</li>
		<li>将麻醉后的小鼠放回笼中，置于设定为37 °C的加热垫上，以维持小鼠正常的体温，避免发生低体温。 
		注意：无需单独饲养。</li>
		<li>监测小鼠直至其从麻醉中完全恢复，然后将其转移至饲养室。 
		注意：迄今为止，该方案已得到充分验证，因意外并发症极少发生（&#60; 5% 的注射小鼠</li>
		<li>每日监测小鼠，一旦观察到健康状况下降的迹象，立即实施安乐死例如、驼背姿势、活动能力下降、卧地不起或显著的体重减轻（≥ 15%）。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

选择性地过继转移天然或经基因工程改造的免疫效应细胞，是一种有效治疗肿瘤（如浸润性脑癌）的有前景策略，同时有助于限制对非转化细胞的免疫反应15,16,17,18。然而，包括大脑在内的中枢神经系统具有特殊的免疫状态，这主要归因于血脑屏障的存在以及缺乏经典的淋巴引流系统19,20。这些生理特征会影响免疫细胞在组织中的迁移，可能削弱免疫细胞的全身性注射疗效。为克服这些障碍，研究人员已探索通过脑实质内注射的方式，将抗肿瘤细胞直接局部递送至肿瘤附近区域，类似于携带药物化合物的微球递送系统21,22。一方面，淋巴细胞在器官内的稀释程度较低，可能提高其抗肿瘤效率；但另...

胶质母细胞瘤（GBM，WHO IV级星形细胞瘤）是成人中最常见且最具侵袭性的原发性脑癌。尽管采用手术联合放化疗的强化治疗手段，GBM的预后仍然极差（中位生存期为14.6个月，2年死亡率&#62;73%）1。这表明在过去十年中，仅有少数有效的治疗进展得到验证2。在设计更有效治疗策略的诸多候选方案中3,4,5，免疫疗法6目前正被探索用于追踪并清除具有高度侵袭性且对放疗/化疗耐受的肿瘤细胞，这些细胞被认为在肿瘤快速且致命的复发过程中起关键作用7。已鉴定出多种潜在的免疫学靶点，并被提出用于免疫治疗，包括天然或经修饰的αβ或ϒδ T淋巴细胞，以及GBM特异性肿瘤抗原或应激诱导分子8,9,10。给予特定的对GBM有反应的免疫效应细胞，为将大量效应淋巴细胞直接递送至残留恶性病灶部位提供了独特机会。为支持这一策略，我们近期研究表明，基于免疫缺陷小鼠携带原位人源GBM异种移植的模型，能够真实再现GBM患者脑肿瘤的发展过程9,11。此外，这些模型已被用于证明异基因人源Vϒ9Vδ2 T淋巴细胞过继转移具有强大的抗肿瘤效应。
本方案描述了基于异基因T淋巴细胞过继转移治疗脑肿瘤（如胶质母细胞瘤，GBM）的立体定向免疫治疗中的关键实验步骤。本文介绍了：（i）治疗性异基因免疫效应T淋巴细胞（如人Vϒ9Vδ2T淋巴细胞）的扩增；（ii）效应T淋巴细胞注射前的制备；（iii）在脑内近肿瘤区域进行立体定向注射的操作流程。本文还提供了关于这些细胞效应物在立体定向注射后行为特征的深入见解。
本文所述的治疗方案基于注射 20 x 106 效应细胞 每 每只荷瘤免疫缺陷小鼠的给药剂量。初始 体外 扩增步骤是大量生产免疫细胞所必需的。因此，使用植物血凝素（PHA-L）和经照射的同种异体饲养细胞进行非特异性细胞扩增：来自健康供体的外周血单个核细胞（PBMCs）以及通过PBMCs衍生的EB病毒（EBV）转化的B淋巴母细胞样细胞系（BLCLs）。 体外 使用含EBV的Marmoset B95-8细胞系培养上清液感染，并添加1 µg/mL环孢素A。
GBM反应性效应免疫细胞的比较与筛选 体外 检测方法9。这些效应细胞根据其特性，采用标准方案进行激活和扩增（例如人Vγ9Vδ2 T淋巴细胞9 或人抗疱疹病毒αβ T淋巴细胞12) 纯度不低于 &#62; 80%，通过流式细胞术分析常规检测确认。以下详述的细胞扩增步骤适用于多种人类淋巴细胞亚群。

<table><tbody><tr><td>PBMCs</td><td></td><td></td><td>来自3个不同健康供体</td></tr><tr><td>BLCLs</td><td></td><td></td><td>来自3个不同供体</td></tr><tr><td>Roswell Park Memorial Institute培养基（RPMI）</td><td>Gibco</td><td>31870-025</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>Dutscher</td><td>S1810-500</td><td></td></tr><tr><td>L-谷氨酰胺</td><td>Gibco</td><td>25030-024</td><td></td></tr><tr><td>青霉素/链霉素</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>IL-2</td><td>诺华（Novartis）</td><td>proleukin</td><td></td></tr><tr><td>PHA-L</td><td>Sigma</td><td>L4144</td><td></td></tr><tr><td>立体定位仪</td><td>Stoelting Co.</td><td>51600</td><td></td></tr><tr><td>小鼠立体定位仪适配器&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Stoelting Co.</td><td>51624</td><td></td></tr><tr><td>微量注射泵&amp;nbsp;</td><td>WPI</td><td>UMP3-4</td><td></td></tr><tr><td>NanoFil注射器</td><td>WPI</td><td>NF34BV-2</td><td></td></tr><tr><td>NSG小鼠</td><td>Charles River</td><td>NSGSSFE07S</td><td></td></tr><tr><td>氯胺酮</td><td>Merial</td><td>Imalg&amp;egrave;ne 1000</td><td></td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td>Bayer</td><td>Rompur 2%</td><td></td></tr><tr><td>剪刀</td><td>WPI</td><td>201758</td><td></td></tr><tr><td>镊子</td><td>WPI</td><td>501215</td><td></td></tr><tr><td>OmniDrill 115/230V</td><td>WPI</td><td>503598</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 4-0</td><td>Ethicon</td><td>VCP397H</td><td></td></tr><tr><td>利多卡因</td><td>阿斯利康（Astrazeneca）</td><td>3634461</td><td></td></tr></tbody></table>

立体定向过继性移植细胞毒性免疫细胞至原位人源多形性胶质母细胞瘤异种移植小鼠模型

Stereotactic Adoptive Transfer of Cytotoxic Immune Cells in Murine Models of Orthotopic Human Glioblastoma Multiforme Xenografts

多形性胶质母细胞瘤（GBM）是成人中最常见且最具侵袭性的原发性脑癌，通常预后不良，过去十年中提出的有效疗法极为有限。在设计新型治疗策略的诸多有前景的候选方案中，细胞免疫疗法旨在清除高度侵袭性且具有化疗和放疗耐药性的肿瘤细胞，这些细胞很可能导致该癌症的快速且致命的复发。因此，在肿瘤附近施用同种异体GBM反应性免疫效应细胞（例如人Vϒ9Vδ2 T淋巴细胞），将是一种将高效且高浓度治疗剂直接递送至脑部恶性肿瘤部位的独特机会。本文介绍了一种针对携带原位人源性原发性脑肿瘤的免疫缺陷小鼠，制备并进行立体定向注射同种异体人淋巴细胞的实验方案。本研究为依赖于在脑内肿瘤区域立体定向注射同种异体人淋巴细胞的这类细胞免疫疗法的可行性及其抗肿瘤疗效提供了临床前概念验证。

本研究描述了一种在荷瘤小鼠脑内进行细胞免疫效应细胞过继转移的策略，该方法基于直接在肿瘤床内进行的立体定向注射。
为尽量降低与大体积注射相关的脑损伤风险，效应细胞悬液需要浓缩（20 × 106 个细胞置于 15–20 µL PBS 中）。为检测该细胞浓缩步骤是否可能影响效应细胞的活力，按照所述方案制备细胞并将其装入微量注射器中。在装入后立即或10分钟后收集效应细胞，并用碘化丙啶（PI）染色。PI是一种荧光DNA嵌入剂，不能穿透活细胞膜，随后在不同时间点（0、24和72小时）通过流式细胞术进行分析。结果显示，细胞的制备及装入微量注射器的过程在至少24小时内对效应细胞的活力无显著影响（图2A 和 2B）。在72小时时，观察到PI阳性细胞略有增加，但无统计学意义（14%，而未装入的细胞为11%）。类似地，对制备后在冰上保存3...

本文介绍了一种在携带原位人源性原发性脑肿瘤的免疫缺陷小鼠中，制备并进行立体定向移植同种异体人淋巴细胞的实验方案。本研究为细胞免疫疗法经颅内递送的可行性和抗肿瘤疗效提供了概念验证。

多形性胶质母细胞瘤（GBM）是成人中最常见且最具侵袭性的原发性脑癌，通常预后不良，且治疗选择有限。

多形性胶质母细胞瘤仍然是成人中最常见且最具侵袭性的原发性脑肿瘤。尽管采用手术联合放疗和化疗的积极治疗方案，胶质母细胞瘤（GBM）的预后仍然极差，中位生存期不足15个月。由于过去十年中治疗进展有限，目前正探索细胞免疫疗法以清除高度侵袭性和耐药的GBM细胞，这些细胞可能与肿瘤的快速复发密切相关。在肿瘤附近局部给予特定的对胶质母细胞瘤（GBM）具有反应性的细胞毒性免疫因子，可能为将浓缩的细胞免疫治疗直接递送至残余恶性病灶部位提供独特机会。我们课题组近期研究表明，携带原位移植人源性初级GBM异种移植瘤的免疫缺陷型NSG小鼠能够更真实地模拟患者体内GBM的进展过程。这些GBM模型已被用于评估细胞毒性免疫效应细胞经瘤内注射后的治疗效果。本方案描述了我们的治疗过程，首先分离并扩增对胶质母细胞瘤（GBM）有反应的免疫效应细胞；其次，扩增这些效应细胞以用于颅内注射；最后，通过立体定位技术将这些细胞注射至小鼠脑内的肿瘤部位。还研究了免疫效应细胞在原位注射后的行为。在PHA刺激胎儿组织三周后，效应细胞应在培养瓶底部形成细胞团块，并已恢复至静息状态，可准备用于后续实验。在检测效应细胞数量后，将细胞重悬并收集至115毫升离心管中，随后离心。小心且彻底地移除上清液。用无菌 PBS 重悬细胞并离心以洗涤。小心且彻底地吸走上清液。然后将细胞重悬于1毫升无菌PBS中。将细胞转移至微量离心管中进行离心。再次小心地缓慢用移液器彻底吸除上清液。下一步非常关键，将细胞重悬于最终体积一半的无菌 PBS 中，并轻柔小心地进行匀浆。用微量移液器确认最终体积，每只小鼠的最终体积必须在 15 至 20 µL 之间，对应 2000 万细胞。确保每只小鼠不超过 20 µL。将细胞置于冰上直至注射。通过脚趾夹捏确认动物已充分麻醉，然后去除手术区域的毛发，范围包括两耳之间直至鼻部。缓慢重悬细胞，防止细胞聚集，并小心将细胞悬液装入注射器，避免产生气泡。然后，将注射器放入适配的注射泵中。用生理盐水和5%聚维酮碘溶液对手术部位进行消毒，并在小鼠眼睛中涂抹润滑性眼膏，以防止角膜干燥。随后，将麻醉后的小鼠置于温控板上的立体定位仪框架中。 将小鼠的鼻子和牙齿恰当地置于门齿杆上方。将耳杆牢固地固定在小鼠耳部，以固定头部。注意避免损伤鼓膜或影响呼吸，同时确保头部得到良好固定。使用无菌剪刀沿颅骨上部正中矢状面做皮肤切口，暴露颅骨。确定矢状缝与冠状缝的交点，作为立体定位的解剖标志，并将注射器置于该点上方。根据预设坐标移动注射器。在右侧外侧2毫米、前部0.5毫米处，使用微型钻头在颅骨上钻出一个小孔。注意保持浅层操作，以避免脑组织损伤。将注射器小心插入钻出的孔中。将针头缓慢向前推进，在硬膜下深入3毫米，然后回撤0.5毫米，最终到达2.5毫米深度进行细胞注射。以每分钟2至3微升的速度进行细胞注射，并在整个注射过程中持续监测小鼠状态。注射完成后，仅将针头回撤1毫米，并保持注射器位置不动，额外停留1分钟，然后缓慢完全抽出注射器，以防止灌注部位发生任何渗漏。小心地将动物从立体定位仪中取出。使用适当的外科缝线闭合皮肤，并将2%利多卡因凝胶直接涂抹于伤口处。将麻醉状态的小鼠转移至预热至37摄氏度的加热垫上方的相应笼舍中，以维持小鼠正常的体温，直至其完全从麻醉中恢复。由于悬液浓度很高，因此检测了细胞的活力和反应性。将效应细胞装入注射器，以模拟体内注射。立即或10分钟后收集细胞，并通过流式细胞术分析碘化丙啶染色情况。如您所见，24小时后，效应细胞的制备和加载并未影响其活力。还使用未经处理的细胞或经制备并在眼部停留3小时的效应细胞检测了其对胶质母细胞瘤肿瘤细胞的反应性。通过激活标志物CD107A的阳性染色来监测反应性。这些结果表明，效应细胞的反应性未受到制备过程的影响。效应细胞注射后7天，收集小鼠脑组织，切片并进行嗜血染色，以识别肿瘤结构。随后通过抗人CD3染色对效应细胞进行定位。有趣的是，效应细胞不仅存在于肿瘤周围及肿瘤核心区域，还出现在对侧脑半球。注射后48小时从小鼠脑中分离出的人效应T细胞占脑细胞总数的2%。这些细胞在PHA、饲养细胞及IL2刺激下仍具有增殖能力，扩增后纯度可达99%。通过该方案，静息状态的人效应细胞在立体定向注射后可在小鼠脑实质中存活并巡逻数天。总之，通过立体定向注射进行人效应细胞的过继转移是一种极具前景的治疗策略，可高效治疗浸润性恶性脑肿瘤，同时对健康细胞产生有限的有害影响。这种给药途径的优势在于可将人源细胞直接递送至肿瘤部位附近，从而限制其在组织和机体内的稀释。在此，我们描述了一种将大量免疫细胞递送至脑肿瘤内的方法，该方法对效应细胞无有害影响，且重要的是，对小鼠未观察到任何明显的不良反应。此外，局部注射到小鼠脑内的免疫细胞不仅能够在体内存活并保持其在体外被激活和扩增的能力，还能够清除周围脑组织中的播散性肿瘤细胞。总体而言，这些特性对于清除表征胶质母细胞瘤（GBM）的强浸润性肿瘤细胞至关重要。该方案为建立脑肿瘤小鼠模型中的过继性转移技术提供了新的机遇。在考虑临床CD之前的关键步骤。

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免疫学与感染

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立体定向颅内植入与 体内 多形性胶质母细胞瘤小鼠模型系统中肿瘤异种移植的生物发光成像

本视频演示了一种立体定向注射技术，用于将人效应T淋巴细胞注入携带人脑肿瘤的小鼠模型中。将荷瘤的麻醉小鼠固定于立体定向仪上，并在颅骨注射部位钻出小孔后，将效应T淋巴细胞注射至肿瘤部位。...

将效应T淋巴细胞递送至携带人脑肿瘤的小鼠体内

恶性胶质瘤是一类具有显著临床和分子特征的高度侵袭性胶质肿瘤，其构成具有异质性。在临床前动物模型中，原位移植的原代异种移植瘤能够重现恶性胶质瘤亚型的组织病理学和分子特征。...

原位胶质瘤原代异种移植模型重现浸润性生长及异柠檬酸脱氢酶I突变

表型正常的星形胶质细胞和神经干细胞取自携带floxed条件性致癌等位基因的基因工程小鼠，通过病毒介导的Cre重组进行转化，可用于建立星形细胞瘤发病机制的模型 体外 和 体内...

星形细胞瘤发病机制建模 体外 和 体内 利用条件性基因工程小鼠的皮层星形胶质细胞或神经干细胞

大脑是一个具有独特特性的部位，其特性无法通过 体外 或异位分析。通过使用立体定位固定仪和低压注射泵进行颅内注射，可可靠地建立具有可重复位置和生长特征的原位小鼠模型。...

创建解剖学上精确且可重复的人脑肿瘤颅内异种移植模型

化疗和放疗作为标准治疗手段，具有淋巴清除和免疫调节作用，可被用于增强T细胞免疫治疗的抗肿瘤疗效。本文概述了一种生成针对EGFRvIII特异性的嵌合抗原受体（CAR）T细胞的方法，并介绍了在胶质母细胞瘤标准治疗背景下给予该细胞的实施方案。...

在胶质母细胞瘤标准治疗背景下用于过继性治疗的CAR T细胞的制备

具有肿瘤趋向性的治疗用间充质干细胞（MSCs）在治疗侵袭性胶质母细胞瘤方面展现出良好前景。最佳移植策略涉及将MSCs接种于支架材料后递送至肿瘤切除腔内。本文提供了用于研究MSC治疗胶质母细胞瘤的临床前技术，包括：影像引导下的肿瘤切除；接种MSC的支架植入；以及术后治疗监测。...

图像引导下胶质母细胞瘤切除及治疗性干细胞接种支架的颅内植入

在此，我们描述了一种用于胶质母细胞瘤（GBM）的临床前原位小鼠模型，该模型通过将来源于基因工程小鼠模型肿瘤的细胞进行颅内注射而建立。该模型呈现出人类GBM疾病的典型特征。在转化研究中，小鼠脑肿瘤可通过影像学手段进行追踪 体内 MRI 与组织病理学...

多形性胶质母细胞瘤的转化性原位模型

建立原位儿童脑瘤模型需要极为精细的操作，需使用立体定位仪精确植入癌细胞。本文所述方法概述了脑瘤细胞制备、颅内注射操作以及术后监测系统实施的各个步骤，以评估脑瘤的移植情况。...

使用立体定位仪建立脑肿瘤患者来源异种移植原位模型

胶质母细胞瘤是一种破坏性极强的原发性脑癌，而激光间质热疗正逐渐成为无法手术切除的胶质母细胞瘤的一种有前景的替代传统手术切除的治疗方法。本方案描述了一种优化的临床前小鼠模型，可用于研究治疗效果或辅助治疗与联合治疗方案。...

一种用于胶质母细胞瘤激光间质热疗的免疫活性小鼠模型

本实验方案的目的是为研究人员提供一种高度可重复的颅内植入技术。...

小鼠脑内立体定向接种胶质母细胞瘤患者来源异种移植细胞系

学习立体定向注射技术用于胶质母细胞瘤的细胞免疫治疗研究。本方法展示如何在免疫缺陷小鼠模型中制备并递送人淋巴细胞，验证其在脑肿瘤中的抗肿瘤效果与可行性。

立体定向过继性移植细胞毒性免疫细胞至原位人源多形性胶质母细胞瘤异种移植小鼠模型

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