评估 体内 聚酸酐IL-1α纳米颗粒的抗肿瘤活性

这些方案为研究免疫调节剂攻击的抗肿瘤活性提供了有效的方法。此外，还可利用这些提议的方法分析循环细胞因子和免疫细胞群体的相关变化。本方案的主要优势在于其简便且直接的肿瘤植入及生长监测方式。该技术的直接应用是评估特定疗法或抗癌研究中所面临挑战的有效性。此外，这些技术的某些方面也适用于毒性研究。首先，在37摄氏度预热的水浴中解冻一管冻存的小鼠EERL细胞，并将其转移至含有温热培养基的15毫升锥形管中。在25摄氏度下以277 × g离心5分钟，去除培养基。然后将细胞沉淀重悬于3至5毫升新鲜培养基中，并转移至T25细胞培养瓶中。将细胞置于37摄氏度、5%二氧化碳的湿化培养箱中培养，扩增至更大的培养瓶，并每三天传代一次。当细胞数量足以满足所有小鼠所需的植入量时，取出培养瓶，弃去培养基，并用PBS轻轻冲洗细胞。随后加入4毫升0.25%胰蛋白酶-EDTA溶液，在37摄氏度下孵育2分钟。加入新鲜培养基以终止胰酶反应，并将细胞悬液收集至50毫升锥形管中。将细胞重悬于新鲜培养基中并进行计数。再次离心后，向细胞中加入冷PBS，使其最终浓度为每毫升1000万个细胞。注射前将细胞悬液置于冰上保存。用乙醇棉片对小鼠 flank 区域进行消毒。为向小鼠注射细胞悬液，先用注射器吸取100微升细胞悬液，并彻底排除顶部的气泡和死腔。然后以缓慢而稳定的方式将细胞悬液皮下注射至麻醉后的小鼠体内。将动物放回各自笼中，并持续观察直至其从麻醉中恢复。采集血液时，用非优势手抓住肩部上方松弛的皮肤，使用18号针头或采血针穿刺下颌静脉。将200至300微升血液收集至1.5毫升聚丙烯微量离心管或血清分离管中。采血后，在穿刺部位施加轻柔压力直至出血停止。将小鼠放回各自笼中，并观察至其从麻醉中恢复。让采集的血液在室温下静置凝固20至30分钟。然后将试管置于冰上，待离心前保持低温。将凝固的血液在4摄氏度下以1,540 × g离心15分钟，小心收集上层血清。在保持样本处于冰上的同时解冻血清或血浆样本。随后在4摄氏度下以1,540 × g离心5分钟，以沉淀任何细胞碎片，并小心收集上层血清。将多重检测试剂盒置于室温，并按照制造商提供的方案进行检测。将每只小鼠仰卧放置，并在其腹部皮肤喷洒70%乙醇。使用镊子和剪刀从小鼠右侧切取淋巴结，从左侧取出肿瘤组织。若肿瘤较大，可将其切成小块，并取约500至600毫克组织。将组织分别放入含有3至5毫升RPMI培养基的组织解离管中。使用自动组织解离仪对组织进行均质化处理。均质化完成后，通过70微米滤网将细胞悬液过滤至50毫升锥形管中。在25摄氏度下以277 × g离心5分钟，去除培养基。用1至2毫升冷PBS洗涤并重悬细胞。使用0.4%台盼蓝染色法，在血细胞计数板上计数活细胞。计算获得200万至300万个细胞所需的体积，并将其转移至相应的流式管中。将已计数的细胞在25摄氏度下以277 × g离心5分钟。弃去上清液，并将细胞重悬于300微升PBS中。每管加入0.5至1微升Zombie染料，在避光条件下室温孵育20分钟。离心细胞，用1至2毫升流式缓冲液洗涤，并重悬于200微升流式缓冲液中。根据制造商方案加入Fc受体阻断剂，孵育10分钟。再次按前述条件离心，并用1至2毫升流式缓冲液洗涤细胞。加入抗体混合物，在4摄氏度避光条件下孵育30分钟。孵育结束后，离心并用1至2毫升流式缓冲液洗涤细胞。加入300至400微升2%多聚甲醛溶液，重悬细胞以进行固定。固定后的细胞可在4摄氏度保存数天，或立即使用多色流式细胞仪进行分析。在本研究中，研究了聚酸酐IL-1的抗肿瘤活性