Projektierung eines zweischichtigen Hydrogel ASC Differenzierungskontrolle

Zusammenfassung

Dieses Protokoll konzentriert sich auf die Nutzung der inhärenten Fähigkeit von Stammzellen zu Stichwort von der sie umgebenden extrazellulären Matrix induziert nehmen und in mehrere Phänotypen zu unterscheiden. Dieses Verfahren erweitert unser Manuskript Beschreibung und Charakterisierung eines Modells unter Verwendung einer zweischichtigen Hydrogel, von PEG-Fibrin und Kollagen zusammen, um gleichzeitig Co-differenzieren Fettgewebe gewonnene Stammzellen ¹.

Zusammenfassung

Natürliche Polymere im Laufe der Jahre haben mehr Bedeutung wegen ihrer Biokompatibilität und Host-Fähigkeit, mit Zellen in vitro und in vivo interagieren gewonnen. Ein Forschungsgebiet, das Versprechen hält in der regenerativen Medizin ist die kombinatorische Verwendung von neuartigen Biomaterialien und Stammzellen. Eine grundlegende Strategie im Bereich des Tissue Engineering ist die Verwendung von dreidimensionalen Gerüst (zB dezellularisiert extrazellulären Matrix, Hydrogele, Mikro / Nanopartikel) zum Richten Zellfunktion. Diese Technologie wurde von der Entdeckung, dass die Zellen entwickelt ein Substrat, auf dem sie anhaften können müssen, proliferieren und drücken ihre differenzierten zelluläre Phänotyp und Funktion ^2-3. In jüngerer Zeit wurde auch festgestellt, dass Zellen nicht nur diese Substrate für die Einhaltung, sondern auch interagieren und unter dem Einfluss dieser Matrixsubstrat (zB extrazelluläre Matrix, ECM) ^4. Daher müssen die Zellen und Gerüsten eine gegenseitige Verbindung,dient dazu, Gewebe-Entwicklung, Organisation und ultimative Funktion zu kontrollieren. Fettgewebe gewonnene Stammzellen (ASC) sind mesenchymale, präsentieren nicht-hämatopoetischen Stammzellen im Fettgewebe, die Multi-Linie Differenzierung aufweisen können und dienen als leicht verfügbare Quelle von Zellen (dh vor der vaskulären Endothelzellen und Perizyten). Unsere Hypothese ist, dass aus Fettgewebe gewonnenen Stammzellen zu unterschiedlichen Phänotypen gleichzeitig einfach durch Co-Kultivierung ihnen in zweischichtigen Matrices ¹ gerichtet werden kann. Unser Labor ist auf die dermale Wundheilung konzentriert. Zu diesem Zweck haben wir einen einzigen zusammengesetzten Matrix aus den natürlichen Biomaterialien, Fibrin, Kollagen und Chitosan, die die Eigenschaften und Funktionen eines dermo-spezifischen Wundheilung ECM-Umgebung nachahmen kann.

Protokoll

1. Isolieren von aus Fettgewebe gewonnenen Stammzellen (ASC) ^{1, 5}

Hinweis: Alle Verfahren wurden bei Raumtemperatur durchgeführt, wenn nichts anderes angegeben ist.

1. Isolieren Ratte perirenalen und Nebenhoden Fettgewebe und wäscht mit sterilen gepufferten Salzlösung Hanks-Lösung (HBSS) mit 1% fötalem Rinderserum (FBS), wie zuvor beschrieben ^5. Diese Studie wurde in Übereinstimmung mit dem Tierschutzgesetz, die Umsetzung Tierschutzvorschriften und in Übereinstimmung mit den Grundsätzen des Leitfadens für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt.
2. Hackfleisch und das Gewebe zu übertragen 1-2 g in 25 ml HBSS, enthaltend 1% FBS in einen 50-ml-Röhrchen und zentrifugiert bei 500 g für 8 Minuten bei Raumtemperatur.
3. Sammeln der frei schwebenden Fettgewebe Schicht und Übertragung bis 125-ml-Erlenmeyerkolben und Behandlung mit 25 ml Collagenase Typ II (200 U / ml) in HBSS für 45 min bei 37 ° C auf einem Schüttler (125 rpm).
Entfernen Sie vorsichtig die flüssige Fraktion (unten Öl-und Fettschicht) durch Pipettieren und filtern Sie sie nacheinander durch eine 100 - und um 70 - um Nylon-Mesh-Filter. Zentrifuge das Filtrat bei 500 g für 10 min bei Raumtemperatur, den Überstand aspirieren, und waschen Sie das Pellet zweimal mit 25 ml HBSS.
4. Zellpellet in 50 ml Wachstumsmedium (MesenPRO RS Basal Medium) mit MesenPRO RS Growth Supplement, Antibiotika-Antimykotika (100 U / ml Penicillin G, 100 ug / ml Streptomycin-Sulfat, und 0,25 pg / ml Amphotericin ergänzt B) und 2 mM L-Glutamin und Pipette Zellen in zwei T75-Flaschen (25 ml / Flasche).
5. Kultur der ASC in einer 5% CO _{2-befeuchteten} Inkubator bei 37 ° C (Passage 2-4 ASCs sind für alle Experimente verwendet).

2. Herstellung von Chitosan Microspheres (CSM)

Hinweis: Alle Verfahren wurden bei Raumtemperatur durchgeführt, wenn nichts anderes angegeben ist.

1. 5 hergestellt. Emulgieren einer wässrigen Lösung von Chitosan (6 ml 3% w / v Chitosan in 0,5 M Essigsäure) in einem 100 ml einer Ölphase bestehend aus Sojaöl, n-Octanol (1:2 v / v) und 5 % Sorbitan-Mono-Oleat (Span 80) Emulgator an Overhead (1700 rpm) und magnetischem Rühren (1000 rpm) gleichzeitig in entgegengesetzte Richtungen. Dieser duale Verfahren zum Mischen sorgt dafür, dass Mizellen früh vor der Vernetzung gebildet tritt in Lösung bleiben kann und nicht auf dem Boden absetzen. Darüber hinaus der magnetische Rührstab hilft bei de-Aggregation Chitosan während Mizellenbildung und rigidization.
2. Das Gemisch wird kontinuierlich gerührt für etwa 1 Stunde, bis eine stabile Wasser-in-Öl-Emulsion erhalten wird. Initiieren ionischen Vernetzung mit der Zugabe von 1,5 ml von 1% w / v Kaliumhydroxid in n-Octanol alle 15 min für 4 h (24 ml Gesamtvolumen)
4. Trocknen Sie die wiederhergestellten Sphären in einem Vakuumexsikkator und zu analysieren, ohne weitere Verarbeitung. Sie können bestimmen, die durchschnittliche CSM Partikelgröße, Oberfläche pro Milligramm, und das Gerät Rauminhalt mit einem Partikelgrößenanalyse.
5. Für die folgenden Experimente, waschen Sie die CSM dreimal mit sterilem Wasser, um restliche Salze zu entfernen und zu sterilisieren durch Waschen über Nacht mit 5 ml absolutem Ethanol.

3. Festlegungdie Anzahl der freien Aminogruppen in CSM

Hinweis: Alle Verfahren wurden bei Raumtemperatur durchgeführt, wenn nichts anderes angegeben ist.

1. Bestimmen der Anzahl von freien Aminogruppen in CSM nach ionische Vernetzung unter Verwendung des Trinitro Benzolsulfonsäure (TNBS)-Assay der Bubnis und Ofner ^6. Inkubiere 5 mg Mikrosphären mit 1 ml 0,5% TNBS-Lösung in einen 50-ml Glasröhrchen für 4 h bei 40 ° C und Hydrolyse unter Zusatz von 3 ml 6 N HCl bei 60 ° C für 2 Stunden.
2. Kühlen der Proben auf Raumtemperatur abgekühlt und Extrahieren der freien TNBS durch Zugabe von 5 ml entionisiertem Wasser und 10 ml Ethylether.
3. Warm eine 5-ml-Aliquot der wässrigen Phase auf 40 ° C in einem Wasserbad für 15 min, um das restliche Ether, auf Raumtemperatur abkühlen, verdampft und verdünnt mit 15 ml Wasser.
4. Die Absorption bei 345 nm mit einem Spektralphotometer mit TNBS Lösung ohne Chitosan als leer und die Chitosan für CSM p verwendetReparatur, um die Gesamtzahl von Aminogruppen zu bestimmen. Schätzen Sie die Anzahl der freien Aminogruppen des CSM in Bezug auf Chitosan.

4. Lädt ASC in CSM

Hinweis: Alle Verfahren wurden bei Raumtemperatur durchgeführt, wenn nichts anderes angegeben ist.

1. Äquilibrieren 5 mg sterilisiert CSM aus Abschnitt 2.5 in sterilem HBSS über Nacht, und fügen Sie an eine 8 - um Porengröße Membran Kulturplatte Einsatz (24-Well-Platte).
2. Nachdem die CSM auf die Membran niedergelassen haben, sorgfältig absaugen HBSS und 300 ul von Wachstumsmedium auf die Innenseite des Einsatzes und 700 ul des Wachstums Medien an der Außenseite des Einsatzes.
3. Resuspendieren ASC in der entsprechenden Konzentration (1 × 10 ⁴ bis 4 × 10 ⁴⁾ in 200 ul Wachstumsmedium und Saatgut über den CSM in der Kulturschale Einsatz. Das Endvolumen des Mediums innerhalb der Kultur Einsatz, nach dem Aussäen von 500 ul.
4. Incubaßen die ASC seeded auf CSM für 24 h in einem 5% CO ₂ befeuchteten Inkubator bei 37 ° C.

5. Bestimmung des Prozentsatzes ASC Loading und Zelllebensfähigkeit in CSM

Hinweis: Alle Verfahren wurden bei Raumtemperatur durchgeführt, wenn nichts anderes angegeben ist.

1. Nach der Inkubation der Pipette ASC-beladenen CSM in ein steriles 1,5 ml-Mikrozentrifugenröhrchen, ohne die Zellen, die in den Einsatz Membran gewandert sind.
2. Entfernen Sie die Reste des Mediums und 250 ml frisches Wachstumsmedium in das Röhrchen.
3. Zu jedem Röhrchen, fügen Sie 25 ul MTT [3 - (4,5-dimethylthiozole-2-yl) -2,5-diphenyltetrazoliumbromid]-Lösung (5 mg / ml) und für 4 h Inkubation in einem 5% CO ₂ befeuchteten Inkubator bei 37 ° C
4. Nach der Inkubation des Mediums zu entfernen, mit 250 ul Dimethylsulfoxid und Wirbel der Mischung für 2-5 min, um die Formazan-Komplex aufzulösen.
5. Zentrifugieren Sie die CSM bei 2700 gfür 5 min, Pipette aus dem Überstand und bestimmt das Absorptionsmessung bei 570 nm und 630 nm unter Verwendung eines Standard-Platten-Lesegerät, nach Anspruch MTT Herstellerangaben.
6. Bestimmen Sie die Zellzahl mit den CSM relativ zu den Werten von Zahlen definiert ASC kultiviert, um eine Standardkurve zu entwickeln, erhalten assoziiert.

6. Herstellung und Charakterisierung von ASC-CSM in PEG-Fibringele Embedded

Hinweis: Alle Verfahren wurden bei Raumtemperatur durchgeführt, wenn nichts anderes angegeben ist.

1. Polyethylenglykol (PEG) Fibrin (PEG-Fibrin) Hydrogel, das durch Suggs et al ⁷ durch Lösen des Sukzinimidylglutarat modifiziertes Polyethylenglykol (PEG und 3.400 Da). Mit 4 ml Tris-gepufferter Salzlösung (TBS, pH 7,8) und Filter sterilisiert mit einem 0,22-um-Filter kurz vor dem Start des Experiments. Gelöste PEG ist nur wirksam in dieser Anwendung für die ersten 3-4 Stunden.
2. Mischen Sie 500 μ l Fibrinogen Lager (40 mg / ml in TBS, pH 7,8) und 250μl von PEG Lager in einem Kulturmedium Vertiefung einer Platte mit 6 Vertiefungen, Inkubation für 20 Minuten in einem 5% CO ₂ befeuchteten Inkubator bei 37 ° C Diese Mischung bildet eine molare Konzentration von 1:10, SG-PEG-SG: Fibrinogen.
3. Nehmen Sie 250 ul ASC-CSM in einer Konzentration von 5 mg CSM, (≈ 2 × 10 ⁴ Zellen) und mit dem PEGylierten Fibrinogen-Lösung.
4. Unmittelbar 1 ml Thrombin-Lager (25U/mL) und schnell ein-oder zweimal verreiben mit der Pipette. Nach dem Mischen der Thrombin mit dem PEG-Fibrinogen, sofort den Zell-Gel-Mischung in einem 12-Well-Platte und in einem Inkubator mit 5% CO ₂ befeuchteten Inkubator bei 37 ° C für 10 min bis zur vollständigen Gelierung zu ermöglichen. Da die Gelierzeit ist schnell, versuchen Sie nicht, und halten Sie die Gel-Lösung innerhalb der Pipettenspitze für mehr als 5 Sekunden. Das PEGylierte Fibrinogen durch Thrombin gespalten und bildet eine PEGylierten Fibrinhydrogel. Als solches the fertigen Gels Produkt wird als PEG-Fibrin bezeichnet.
5. Waschen der PEG-Fibrin zweimal mit HBSS und Inkubieren mit alpha Minimalmedium (α-MEM) mit 10% FBS in einer 5% CO ₂ befeuchteten Inkubator ergänzt bei 37 ° C
6. Beachten Sie die Migration von Zellen von CSM in das Gel über eine 11-Tage-Frist unter Verwendung von Standard-Techniken der Lichtmikroskopie.

7. Herstellung und Charakterisierung von ASC-CSM in Kollagengelen Embedded

Hinweis: Alle Verfahren wurden bei Raumtemperatur durchgeführt, wenn nichts anderes angegeben ist.

1. ASC-Mix CSM (5 mg enthalten ≈ 2 × 10 ⁴ Zellen) mit Typ 1-Kollagen (7,5 mg / ml) aus Rattenschwanzsehnen nach dem Verfahren von Bornstein ⁸ und Fibrillieren nach Einstellen des pH auf 6,8 mit 2N NaOH extrahiert.
2. Fügen Sie die fibrillierte Kollagen-ASC-CSM-Mischung auf eine 12-Well-Platte pipettieren und 30 min in einem 5% CO ₂ FeuchtigkeitsquerproFied Inkubator bei 37 ° C
3. Nach der vollständigen Kammerflimmern, bebrüten die Kollagen-ASC-CSM-Gele für bis zu 11 Tage in einem 5% CO ₂ befeuchteten Inkubator bei 37 ° C.
4. Beachten Sie die Migration von Zellen von CSM in das Gel über eine 11-Tage-Frist mit Standard-Mikroskopie-Techniken.

8. Entwicklung von zweischichtigen PEG-Fibrin-(ASC-CSM)-Kollagen-Gel-Konstrukte

Hinweis: Alle Verfahren wurden bei Raumtemperatur durchgeführt, wenn nichts anderes angegeben ist.

1. Zur Entwicklung der Doppelschicht aufbauen, bereiten sowohl das Kollagen und das PEG-Fibringele wie oben beschrieben, mit leichten Modifikationen. Kurz gesagt, zu studieren die Zug-und Co-Induktion Eigenschaften einer einzelnen Quelle von Stammzellen mit Hilfe von zwei bioscaffolds, "Sandwich" der ASC-CSM zwischen dem Kollagen und den PEG-Fibrin-Gerüste mit einem vierstufigen Prozess: 1) Last-ASC auf CSM, 2) gegossen fibrillierte Kollagen-Gel-Schicht und die ASC-CSM-Perlen über den Collagen Gel, 3) Besetzung PEG-Fibringel über den ASC-CSM-Kollagen-Gel Gel und lassen sich zu verfestigen, und 4) hinzufügen, mittel bis gut und einfügen, um Zellen in vitro zu studieren oder zu entfernen vom Einsatz für in vivo-Anwendungen (siehe Abbildung 1 ).
2. Bereiten Sie eine 1-ml-Typ-1-Kollagen (7,5 mg / ml) Mischung wie oben unter 7.1 beschrieben, ohne Zusatz von ASC-CSM zur Mischung. Das Gemisch wird in einem 6-Well-Gewebekulturplatten Einsatz (8-um Porengröße) und Inkubation für 30 min in einem 5% CO ₂ befeuchteten Inkubator bei 37 ° C
3. Nach vollständiger Fibrillation, die über der Oberfläche Kollagen 5 mg ASC-CSM (10 000 Zellen / mg) in Kulturmedien (200 ul) suspendiert. Nachdem sich die Mikrosphären über das Gel niedergelassen haben, stellen die PEG-Fibrin-Gel, wie in Abschnitt 6.0 beschrieben, ohne Zugabe von ASC-CSM zu dem Gemisch, und die Schicht des PEGylierten Fibrinogen / Thrombin-Lösung in den ASC-CSM-Kollagenschichten. Bei der Herstellung des PEG-Fibrin-Gel, mit 250 ul Zellkulturmedium anstelle von ter 250 ul Medium mit den Zellen.
4. Nach Abschluss des inkubieren Konstrukte für 30 Minuten in einem 5% CO ₂ befeuchteten Inkubator, um eine vollständige Gelierung vor der Einspeisung des Konstrukts mit Kulturmedium zu erreichen.
5. Nach der vollständigen Gelierung statt 1 ml Medium in der oberen Kammer über das Konstrukt und 3 ml Medium in der unteren Kammer.

9. Machen Stammlösungen

Hinweis: Alle Verfahren wurden bei Raumtemperatur durchgeführt, wenn nichts anderes angegeben ist.

• Calciumchlorid-Lager (40 mM): Verwenden Sie nur CaCl ₂ · ₂ H ₂ O. Man löst 588,4 mg CaCl _{2 · 2H 2} O mit 100 ml deionisiertem Wasser. Sterilisieren mit einem 0,22-um-Filter.
• Polyethylenglykol: PEG ist hoch reaktiv und können mit Sauerstoff oxidiert werden, wenn die Raumluft ausgesetzt. Als solches sollte PEG unter Stickstoff (N _{2)-Atmosphäre} gelagert werden. Accurately wiegen 32 mg in einer 2-ml-Zentrifugenröhrchen (vergewissern Sie sich, um die Rohre mit _N &sub2;-Spülung vor der Verwendung) und lagern bei -80 ° C bis zur Verwendung. Man löst 32 mg PEG in 4 ml TBS-Lösung vor der Verwendung.
  Die folgenden Lösungen müssen frisch zubereitet werden, bevor ein Experiment.
  
• TBS-Lösung: (pH-Wert von 7,75 bis 7,77 bei 25 ° C, pH bei 25 ° C ist sehr kritisch sind). Um 15 ml TBS-Lösung vorbereiten, sorgfältig auflösen ein Puffertablette in sterilfiltriert entionisiertem Wasser und stellen Sie den gewünschten pH-Wert. Lagern Sie die Stammlösung-bereiten es frisch zubereiten.
• Fibrinogen-Lösung: (40 mg / ml). Man löst Fibrinogen Pulver in TBS, um die Fibrinogen-Konzentration 40 mg / ml zu ergeben. Lösen Sie es über Nacht mit einem Magnetrührer bei 4 ° C Es ist einfacher, die gesamte 1-g-Menge mit der erforderlichen Menge von TBS lösen. Am folgenden Tag, entfernen Sie das Fibrinogen von 4 ° C (in der Regel trübe) und lassen Sie esin einem Wasserbad erwärmt, bis eine homogene Lösung erhalten wird. Schließlich filtern sterilisieren das Fibrinogen mit einem 0,45-um-Filter.
• Thrombin-Lösung (25 Einheiten / ml): Um die Thrombin-Lösung machen, wiegen Sie die benötigte Menge und lösen sich mit der vorbereiteten 40 mM CaCl ₂ .2 H ₂ O. Es ist immer eine gute Übung, um die gesamte Flasche mit Thrombin verwenden, um die Lager zu machen. Beispiel: Lösen Sie eine Flasche von 5 kU Thrombin mit 200 mM CaCl ₂ · 2H ₂ O, aliquotieren und bei -20 ° C.

10. Repräsentative Ergebnisse

Das übergeordnete Ziel der hier beschriebenen Technik ist es, das Potenzial der gleichzeitigen Matrix-gesteuerte Differenzierung von ASC in mehrere Phänotypen mit CSM als Transportvehikel zu demonstrieren. Wir zeigen in vitro eine Strategie zur Gewinnung von Stammzellen aus CSM liefern in eine zweischichtige Kollagen-PEG-Fibrin-Gerüst. Charakterisierung von ASC innerhalb dieses Gerüst eingebettet revealed, dass ASC-beladenen CSM kann "eingeklemmt" werden in einer Schicht zwischen der Kollagen-und PEG-Fibrin gleichzeitig und unterschiedlich Cue nehmen von beiden extrazellulären Umgebungen zu unter ihrem neuen Bedingungen gedeihen. Zunächst charakterisiert die Fähigkeit für das Modellsystem, um die Lebensfähigkeit der Zellen und wandernde Kapazitäten aufrecht zu erhalten. Collagen unterstützt die Fähigkeit von ASC, um ihre "Stammzell-Seins", wie es durch ihre Expression von Stro-1 und ihre Fibroblasten-ähnliche Morphologie (Abbildung 2D und 2F) demonstriert aufrecht zu erhalten. Im Gegensatz dazu induzierte PEG-Fibrin die ASC in Richtung einer den Phänotyp zu differenzieren, wie durch die röhrenförmige Struktur Morphologie, die Endothelzell-spezifischen Expression von von Willebrand-Faktor (2E und 2G) und Perizyten-spezifische Expression nachgewiesen wird, NG2 und platelet-derived growth factor receptor beta (PDGFRβ) (Daten nicht gezeigt). Darüber hinaus können diese beobachteten Phänotypen zu früh in der Kultur auftreten erschienen und wurden mehr als 11 Tage aufrechterhalten, wie es DMonstrated in 3.

Tabellen und Abbildungen

Vorteile der Doppelschicht Konstruieren:

• Das Gerüst allein ohne Zellen können als bioaktive Schafott führen.
• PEG-Fibrin induzieren kann Stammzellen ohne die Zugabe von Wachstumsfaktoren zu unterscheiden.
• Kollagen kann bei der Aufrechterhaltung der Stammzell-Phänotyp von ASC unterstützen.
• Ein Doppelschicht-Konstrukt kann als ein aktives Substrat für andere Zelltypen zu migrieren und sich vermehren (z. B., Endothelzellen, Fibroblasten, Keratinozyten, glatten Muskelzellen, Perizyten) verwendet werden.
• Es kann mit Hard-Tissue Engineering Scaffolds wie hydroxyaptite oder demineralisiertem Knochen verwendet werden, um harte und weiche Gewebe zu regenerieren.
• Es kann benutzt werden, um eine vielschichtige, vielfältige Tissue-Engineering-Konstrukt (wie Haut-Kreislauf-, Gefäß-Epithel, Haut-Kreislauf-hypodermalen, etc.) zu entwickeln.
• Es verwendet eine Single-Cell-Quelle, um gleichzeitig zu entwickelnvielzelligen Fächern.
• Er hat das Potential, mit dem Host Gewebe zu integrieren, da sie aus natürlichen Ursprungs ist.
• CSM in dem Gel-Konstrukt stellt eine Plattform für Zellen aus migrieren.
• Chitosan, CSM verwendet, um vorzubereiten, ist ein bekannter aktiver Chemo-Lockstoff.
• Das Gesamtkonzept in diesem Protokoll "Matrix-angetriebenen Differenzierung der Stammzellen" angewendet werden kann auf andere Stammzellen angewendet werden. Dennoch sind weitere Untersuchung gerechtfertigt, um die Machbarkeit von Matrix-gesteuerte Differenzierung zu bestimmen. Die zweischichtige Gel Gerüst kann als Reservoir, um die Zellen in einer verzögerten und gesteuerten Weise zu liefern handeln.
• Nach dem Umbau können die Gele noch in einzelne Komponenten getrennt werden.

Abbildung 1. Schematische Darstellung der übergeordnete Ziel und Prozess der Technik. 1) aus Fettgewebe gewonnenen Stammzellen (ASC) sind loaded auf Chitosan-Mikrokügelchen. 2) Kollagen wird dann in einer 6-Well-Einsatz, der pH-Wert, um das Kollagen zu fibrillieren und des Einsatzes in einer 6-Well-Platte Kammer angeordnet gegossen. Die ASC-beladenen CSM Kugeln werden dann über das Kollagen geschichtet. 3) Das PEGylierte Fibrinogen wird dann über dem Kollagen (ASC-CSM) gegossen und geliert durch die Zugabe von Thrombin. 4) Die endgültige Doppelschicht-Konstrukt kann dann aus dem Kulturmedium Einsatz entfernt werden und für in vitro oder in vivo-Analyse.

Abbildung 2. Charakterisierung von ASC innerhalb Kollagen und Fibrin PEG-3D-Matrices kultiviert. A) Phasenkontrast-Mikrofotografie von isolierten ASC passagiert und gepflegt unter Verwendung von Routine 2-dimensionaler Zellkultur-Techniken. Mikroaufnahmen B, D und F zeigen ASC-CSM innerhalb eines 3-dimensionalen Kollagen-Gel kultiviert, während C, E und G Show ASC-CSM innerhalb eines 3-dimensionalen PEG-Fibrin-Gel, sowohl am Tag 1 kultiviert2. In B und C), sind ASCs gezeigt Migration weg von der CSM Kugel in beiden Gerüst-Typen. ASC scheinen eine abgeflachte, spindelförmige Morphologie in Kollagen (B) haben, unter Wahrung ihrer Expression des Stammzell-Marker Stro-1 (D; Pfeil). Wenn in PEG-Fibrin kultiviert ASCs zeigen mehr röhrenförmige Gebilde und induziert werden, um solche vaskulären Zell-Marker wie von Willebrand-Faktor (E) zum Ausdruck bringen. Die Transmissionselektronenmikroskopie ist die typische Morphologie von ASC in jedem Gerüst demonstriert. ASC in Kollagengel anscheinend kleineren Filopodien (fl) sich von dem Körper der Zelle (F), während ASC typischerweise luminalen (mit L bezeichnet) Strukturen gebildet sind, (G; Pfeil).

Abbildung 3. Die morphologische Analyse von ASC-CSM zwischen Doppelschichten von Kollagen und PEG-Fibringele. ASC-CSM wurden "eingeklemmt" zwischen Kollagen und PEG-Fibringele und in Kultur gehalten für 11 Tage. Die linke Column zeigt ASC die Migration und Proliferation innerhalb der Kollagenmatrix und scheinen sich an einer Spindel-ähnliche Morphologie zu nehmen. Die rechte Spalte zeigt ASC Migration von der CSM und Bilden röhrenförmige Gebilde in der PEG-Fibrin-Gel.

Diskussion

ASC werden aufgrund ihrer einfachen der Isolierung und die Fähigkeit, gegenüber verschiedenen Zelltypen differenzieren bekannt. Mit den Techniken, die in diesem Manuskript beschrieben, sind wir in der Lage, die Plastizität der ASC, indem diese Zellen auf mehrere Biomatrices gleichzeitig zu nutzen. Wie Zellen wandern weg von ihren CSM Basis und geben sie umgebenden extrazellulären Umgebung, nehmen die Zellen Cue vom Gerüst und kann entweder zu halten "Stammzell-Seins" (Kollagen) oder induziert in Richtung Kreis...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Name des Reagenz / Ausrüstung	Firma	Katalog-Nummer	Kommentare
Hanks Balanced Salt Solution (HBSS)	Gibco	14175	Verbrauchsmaterial
Fötalem Rinderserum	Hyclone	SH30071.03	Verbrauchsmaterial
Kollagenase vom Typ II	Sigma-Aldrich	C6685	Verbrauchsmaterial
70-um Nylonmaschenfilter	BD Biosciences	352350	Verbrauchsmaterial
100-um Nylon-Mesh-Filter	BD Biosciences	352360	Verbrauchsmaterial
MesenPRO Growth Medium-System	Invitrogen	12746-012	Verbrauchsmaterial
L-Glutamin	Gibco	25030	Verbrauchsmaterial
CaCl 2 · 2H 2 O	Sigma	C8106	Verbrauchsmaterial
T75 Zellkulturflasche	BD Biosciences	137787	Verbrauchsmaterial
Chitosan	Sigma-Aldrich	448869	Verbrauchsmaterial
Essigsäure	Sigma-Aldrich	320099	Verbrauchsmaterial
N-Octanol	Acros Organics	150630025	Verbrauchsmaterial
Sorbitan-Mono-Oleat	Sigma-Aldrich	S6760	Verbrauchsmaterial
Kaliumhydroxid	Sigma-Aldrich	P1767	Verbrauchsmaterial
Aceton	Fisher Scientific	L-4859	Verbrauchsmaterial
Ethanol	Sigma-Aldrich	270741	Verbrauchsmaterial
Trinitro Benzolsulfonsäure	Sigma-Aldrich	P2297	Verbrauchsmaterial
Salzsäure	Sigma-Aldrich	320331	Verbrauchsmaterial
Ethyl Ether	Sigma-Aldrich	472-484	Verbrauchsmaterial
8-um Gewebekulturplatte Einsätze	BD Biosciences	353097	Verbrauchsmaterial
1,5-ml Reaktionsgefäße	Fischer	05-408-129	Verbrauchsmaterial
MTT-Reagenz	Invitrogen	M6494	Verbrauchsmaterial
Dimethylsulfoxid	Sigma-Aldrich	D8779	Verbrauchsmaterial
Qtracker Zelle Labeling Kit (QTracker 655)	Molecular Probes	Q2502PMP	Verbrauchsmaterial
Typ 1-Kollagen	Travigen	3447-020-01	Verbrauchsmaterial
Natriumhydroxid	Sigma-Aldrich	S8045	Verbrauchsmaterial
12-well-Zellkulturplatten	BD Biosciences	353043	Verbrauchsmaterial
Fibrinogen	Sigma	F3879	Verbrauchsmaterial
Thrombin	Sigma	T6884	Verbrauchsmaterial
Benztriazol Derivative von Polyethylen	Sunbio	DE-034GS	Verbrauchsmaterial
Tris-Puffer Tablet (pH 7,6)	Sigma	T5030	Verbrauchsmaterial
Zentrifugieren	Eppendorf	5417R	Equiicklung
Orbitalschüttler	New Brunswick einem wissenschaftlichen	C24	Ausrüstung
Befeuchteten Inkubator mit Air-5% CO 2	Thermo Scientific	Modell 370	Ausrüstung
Kopfrührer	IKA	Visc6000	Ausrüstung
Magnetrührer	Corning	PC-210	Ausrüstung
Vakuumexsikkator	-	-	Ausrüstung
Particle Size Analyzer	Malvern	STP2000 Spraytec	Ausrüstung
Wasserbad	Fisher Scientific	Isotemp210	Ausrüstung
Spektrophotometer	Beckman	Beckman Coulter DU 800UV/Visible Spektralphotometer	Ausrüstung
Wirbel	Diagger	3030A	Ausrüstung
Mikroplatten-Reader	Molecular Devices	SpectraMax M2	Ausrüstung
Licht / Fluoreszenz-Mikroskop	Olymp	IX71	Ausrüstung
Konfokalmikroskop	Olymp	FV-500 Laser-konfokalen	Ausrüstung
Rasterelektronenmikroskop	Carl Zeiss MicroImaging	Leo 435 VP	Ausrüstung
Transmissions-Elektronenmikroskop	JEOL	JEOL 1230	Ausrüstung