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Methodenartikel

Untersuchen BCL-2 Family Funktion mit großen unilamellaren Vesikeln

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DOI:

10.3791/4291

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5. Oktober 2012

 ,  , 
1Department of Oncological Sciences, Department of Dermatology, The Tisch Cancer Institute, The Graduate School of Biological Sciences, Mount Sinai School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Biochemisch definierte große unilamellare Vesikel (LUVs) stellen ein geeignetes Modellsystem dar, um Wechselwirkungen der BCL-2-Familie zu analysieren, was direkte Auswirkungen auf das bessere Verständnis des mitochondrialen Signalwegs der Apoptose hat. Eine Methode zur Herstellung von LUVs sowie standardmäßige Kombinationen von BCL-2-Familienproteinen und Kontrollen zur Untersuchung der Permeabilisierung von LUVs werden vorgestellt.

Zusammenfassung

Die BCL-2-(B-Zell-CLL/Lymphom-)Familie besteht aus etwa zwanzig Proteinen, die zusammenwirken, um entweder das Zellüberleben aufrechtzuerhalten oder die Apoptose einzuleiten1. Nach zellulärem Stress (z. B. DNA-Schäden) werden die proapoptotischen Effektoren der BCL-2-Familie, BAK (BCL-2-antagonistisches Killerprotein 1) und/oder BAX (BCL-2-assoziiertes X-Protein), aktiviert und beeinträchtigen die Integrität der äußeren mitochondrialen Membran (OMM) durch den als mitochondriale äußere Membranpermeabilisierung (MOMP) bezeichneten Prozess1. Nachdem MOMP eingetreten ist, gelangen proapoptotische Proteine (z. B. Cytochrom c) in das Cytoplasma, fördern die Aktivierung von Caspasen, und die Apoptose setzt rasch ein2.

Damit BAK/BAX die MOMP auslösen können, benötigen sie vorübergehende Wechselwirkungen mit Mitgliedern einer anderen pro-apoptotischen Untergruppe der BCL-2-Familie, den sogenannten BH3-only-Proteinen (Proteine mit BCL-2-Homologie-Domäne 3), wie beispielsweise BID (BH3-interagierende Domäne-Agonist)3–6. Anti-apoptotische Proteine der BCL-2-Familie (z. B. BCL-2-verwandtes Gen, langes Isoformprodukt, BCL-xL; myeloide Zellleukämie 1, MCL-1) regulieren das zelluläre Überleben, indem sie die Wechselwirkungen zwischen BAK/BAX und den BH3-only-Proteinen, die BAK/BAX direkt aktivieren können, streng kontrollieren7,8. Außerdem wird die Verfügbarkeit anti-apoptotischer BCL-2-Proteine auch durch Sensibilisator-/Derepressor-BH3-only-Proteine wie BAD (BCL-2-Antagonist des Zelltods) oder PUMA (p53-überregulierter Apoptosemodulator) bestimmt, die an anti-apoptotische Mitglieder binden und diese inhibieren7,9. Da der Großteil des anti-apoptotischen BCL-2-Repertoires an der äußeren mitochondrialen Membran (OMM) lokalisiert ist, wird die zelluläre Entscheidung zwischen Überleben und Induktion der MOMP durch zahlreiche Wechselwirkungen der BCL-2-Familie an dieser Membran gesteuert.

Große unilamellare Vesikel (LUVs) sind ein biochemisches Modell, um die Beziehungen zwischen den Wechselwirkungen der BCL-2-Proteinfamilie und der Membranpermeabilisierung zu untersuchen10. LUVs bestehen aus definierten Lipiden, die in Verhältnissen zusammengesetzt sind, die in Lipidzusammensetzungsstudien von mit Lösungsmittel extrahierten Xenopus-Mitochondrien identifiziert wurden (46,5 % Phosphatidylcholin, 28,5 % Phosphatidylethanolamin, 9 % Phosphatidylinositol, 9 % Phosphatidylserin und 7 % Kardiolipin)10. Dieses Modell ist ein geeignetes System, um die Funktion der BCL-2-Proteinfamilie direkt zu untersuchen, da die Protein- und Lipidbestandteile vollständig definiert und handhabbar sind, was bei primären Mitochondrien nicht immer der Fall ist. Obwohl Kardiolipin im äußeren mitochondrialen Membran (OMM) normalerweise nicht in solch hohen Konzentrationen vorkommt, bildet dieses Modell das OMM dennoch zuverlässig nach, um die Funktion der BCL-2-Proteinfamilie zu fördern. Darüber hinaus ermöglicht eine neuere Modifikation des oben beschriebenen Protokolls kinetische Analysen von Proteinwechselwirkungen und Echtzeitmessungen der Membranpermeabilisierung, basierend auf LUVs, die einen polyanionischen Farbstoff (ANTS: 8-Aminonaphthalin-1,3,6-trisulfonsäure) und einen kationischen Quencher (DPX: p-Xylol-bis-pyridiniumbromid)11 enthalten. Wenn die LUVs permeabil werden, diffundieren ANTS und DPX voneinander weg, und ein Anstieg der Fluoreszenz wird detektiert. Im Folgenden werden üblicherweise verwendete rekombinante Kombinationen von BCL-2-Familienproteinen sowie Kontrollen unter Verwendung von LUVs mit ANTS/DPX beschrieben.

Protokoll

1. Lipide mischen und einen Lipidfilm erzeugen

  1. Unter Arbeit in einer Abzugshaube mit minimalem Licht werden chloroformlösliche Lipide mit einer mit Chloroform gespülten gasdichten Hamilton-Glasspritze in ein 1,5-ml-Braunglasfläschchen gegeben. Diese Mischung ergibt etwa 4 mg Lipid (Abbildung 1A).
    • Cardiolipin 10 mg/ml (CL) – 63 μl
    • Phosphatidylcholin 10 mg/ml (PC) – 84 μl
    • Phosphatidylethanolamin 10 mg/ml (PE) – 125 μl
    • Phosphatidylinositol 10 mg/ml (PI) – 59,5 μl
    • Phosphatidylserin 10 mg/ml (PS) – 65 μl
  2. Um das Chloroform zu entfernen, leitet man einen schwachen Strom eines inerten Gases (z. B. Stickstoff oder Argon) in das Fläschchen. Ein sichtbarer Lipidfilm bildet sich am Boden und an den Wänden des Fläschchens, sobald es trocken ist, was typischerweise 2–3 Stunden dauert (Abbildung 1A).

2. Liposomenlösung herstellen

  1. Bereiten Sie in 1,7-ml-Mikrozentrifugenröhrchen 500 μl einer 12,5 mM ANTS-Lösung im LUV-Puffer (0,2 mM EDTA, 10 mM HEPES [pH 7], 200 mM KCl, 5 mM MgCl2 ) und 500 μl einer 45 mM DPX-Lösung im LUV-Puffer vor (Abbildung 1B).
  2. Vermischen Sie die ANTS- und DPX-Lösungen, wirbeln Sie 1 Minute lang und sonifizieren Sie 1 Minute lang bei Raumtemperatur. Die Sonifizierung erfolgt in einem Ultraschallbad (z. B. Branson 3510MTH, keine Einstellung, einfach „ein“). Dadurch wird sichergestellt, dass die Lösungen vollständig gelöst und homogen sind.
  3. Geben Sie die ANTS/DPX-Lösung auf den Lipidfilm und verschließen Sie das Gefäß mit Parafilm (Abbildung 1B).
  4. Sonifizieren Sie den Lipidfilm im oben genannten Wasserbad 5 Minuten lang. Nach der Sonifizierung erscheint die Lösung trüb. Stellen Sie sicher, dass der Lipidfilm vollständig gelöst ist, da kleine Lipidaggregate die nachfolgenden Schritte negativ beeinflussen würden. Überprüfen Sie außerdem die Seitenwände und den Boden des Gefäßes, um sicherzustellen, dass kein Lipidfilm mehr vorhanden ist (Abbildung 1B).

3. Extrusion und Reinigung von Liposomen

  1. Bauen Sie den Extruder gemäß den Herstelleranweisungen zusammen, wobei Sie LUV-Puffer verwenden, um die Filterträger und die Polycarbonatmembran anzufeuchten. Ziehen Sie das Gehäuse des Geräts so fest an, dass kein Volumenverlust während der Extrusion auftritt, jedoch nicht so fest, dass die Membran reißt. Es ist außerdem ratsam, den Extruder zunächst mit LUV-Puffer zu testen, um sicherzustellen, dass keine Leckagen oder Probleme auftreten.
  2. Beginnen Sie mit der Lipidlösung in der rechten Spritze und extrudieren Sie die Lipidlösung 31-mal; die LUVs befinden sich danach in der linken Spritze. Dadurch wird sichergestellt, dass alle Lipide mindestens einmal durch die Membran gepresst wurden. Für die ersten Durchgänge kann etwas mehr Druck erforderlich sein, um die Membran zu durchdringen. Wenn die Lösung plötzlich sehr schnell durch die Membran fließt, überprüfen Sie die Membran auf Risse und ersetzen Sie sie gegebenenfalls (Abbildung 1C).
  3. Richten Sie eine 10 ml Sepharose S-500-Säule mit Schwerkraftfluss ein (1,0 cm × 20 cm, 10 ml Kugelvolumen). Waschen Sie die Säule mit 3 Säulenvolumina LUV-Puffer, lassen Sie den Durchfluss stoppen und verschließen Sie die Säule. Da dieser Schritt einige Zeit in Anspruch nimmt, ist es empfehlenswert, die Waschung zu beginnen, sobald die Lipide zum Trocknen eingebracht werden. Halten Sie die Säule einfach verschlossen, bis Sie sie verwenden möchten.
  4. Geben Sie die extrudierten LUVs in einem Schritt auf die Säule und vermeiden Sie dabei eine Störung der Bead-Grenzfläche. Lassen Sie den Puffer aus der Säule ablaufen, bis der Durchfluss stoppt, und verschließen Sie die Säule. Füllen Sie die Säule vorsichtig mit LUV-Puffer auf. Auch hier ist Vorsicht geboten, um die Beads nicht zu stören (Abbildung 1C).
  5. Entfernen Sie den Verschluss und sammeln Sie 6 Fraktionen à 1 ml. Die LUVs eluieren normalerweise in den Fraktionen 3 und 4 und sind an ihrer trüben Erscheinung erkennbar. Nach dem Sammeln der Fraktionen waschen Sie die Säule mit 5 Volumina Wasser und 2 Volumina 20 %igem Ethanol. Lagern Sie die Säule bei 4 °C (Abbildung 1C).
  6. Lagern Sie die Fraktionen bei 4 °C im Dunkeln, bis sie verwendet werden.

4. Testen Sie die Säulensäulenfraktionen

  1. Die Säulenfraktionen werden nun hinsichtlich ihrer Fluoreszenz getestet, wobei LUV-Puffer mit LUV-Puffer, der mit 0,5 % CHAPS angereichert wurde, verglichen wird. Fraktionen, die aufgrund der Anwesenheit von CHAPS einen Anstieg der Fluoreszenz zeigen, enthalten LUVs. Geben Sie jeweils 100 μl LUV-Puffer oder LUV-Puffer + 0,5 % CHAPS in sechs Vertiefungen und fügen Sie 5 μl der entsprechenden Fraktion hinzu, anschließend mischen. Verwenden Sie für alle LUV-Untersuchungen opake, schwarze, unbehandelte 96-Loch-Platten (Abbildung 1D).
  2. Lesen Sie die Platte bei 37 °C mit folgenden Parametern ab: Anregungs-Wellenlänge: 355 nm; Emissions-Wellenlänge: 520 nm; Verstärkung (Spannung): 125; Optikposition: Oben; Lesehöhe: 5,5 mm. Diese Einstellung gilt für das BioTek H1 Synergy mit der Gen 5 2.0-Software (Abbildung 1D).
  3. Fraktionen 3 und 4 zeigen im Allgemeinen einen 5- bis 10-fachen Anstieg der Fluoreszenz. Nach der Analyse werden die Fraktionen, die LUVs enthalten, vereinigt und bei 4 °C im Dunkeln gelagert; dabei werden etwa 2 ml einer ca. 2 mM Lipidlösung gewonnen (Abbildung 1D).

5. Untersuchungen der BCL-2-Familie unter Verwendung von LUVs

  1. Es wird getestet, ob BCL-2-Proteine die direkte Permeabilisierung von LUVs auslösen können und ob sie die Permeabilisierungsaktivität regulieren. LUV-Assays werden normalerweise in 100 μl Volumen bei 37 °C durchgeführt und können entweder als einzelner Zeitpunkt nach 30–60 min (Abbildung 2A–C, 3A–B) oder als kinetische Untersuchung alle 1–2 min über einen Zeitraum von bis zu 1 Stunde (Abbildung 2D) analysiert werden. Ein repräsentatives Assaydesign, das Komponenten, Stammlösungs-/Endkonzentrationen sowie die Reihenfolge der Zugabe beschreibt, wird bereitgestellt (Tabelle 1). Es ist außerdem ratsam, den Mikroplattenreader vor jeder Messung sanft schütteln zu lassen. Die ersten Minuten ergeben oft unregelmäßige Messwerte (vermutlich aufgrund von Temperaturschwankungen, Vermischung usw.), weshalb wir in kinetischen Studien in der Regel die Datenpunkte nach den ersten 2–3 Messungen berücksichtigen. Es ist ebenfalls nicht ungewöhnlich, dass für einige Bedingungen große Fehlerbalken entstehen, bedingt durch die Variabilität der LUV-Partien und die Effizienz der Proteininteraktionen bei Konzentrationen nahe der Aktivierungs- oder Hemmschwelle.
  2. Stammlösungen der BCL-2-Familie-Proteine sollten in LUV-Puffer auf eine 100-fache Konzentration verdünnt werden, und es müssen Titrationen von BAX, BID sowie aller weiteren Proteine durchgeführt werden, um die niedrigsten Konzentrationen zu ermitteln, die erforderlich sind, um eine minimale, BAX-abhängige LUV-Permeabilisierung in Abwesenheit von BID sowie eine signifikante Synergie zwischen BAX und BID nachzuweisen. Außerdem sind Titrationen aller weiteren Proteine erforderlich, um Proteinverschwendung zu vermeiden und die Konzentrationen nachfolgender Proteinzugaben zu minimieren.

6. Repräsentative Ergebnisse

Es gibt eine Vielzahl von Möglichkeiten, die BCL-2-Familie-abhängige Regulation der LUV-Permeabilisierung zu beobachten und zu untersuchen. Um eine positive Kontrolle für die LUV-Permeabilisierung zu erzeugen, verwenden wir detergensaktiviertes BAX12. Das Detergens n-Octyl-β-D-glucosid (OG) löst künstlich die Aktivierung von BAX aus (für 100 μl von 2,3 μM OG-BAX: 5 μg BAX + 0,7 % OG in LUV-Puffer, 60 min bei 4 °C inkubieren, Aliquote herstellen und bei -80 °C lagern), weshalb OG-BAX (10–100 nM) als zuverlässige positive Kontrolle verwendet werden kann. Es sei darauf hingewiesen, dass OG-Konzentrationen unterhalb von 0,025 % die LUV-Permeabilisierung nicht direkt beeinflussen. Eine Behandlung mit 0,5 % CHAPS dient dazu, die maximale Menge an LUV-Fluoreszenz pro Assay zu bestimmen, und dieser Wert wird als 100 %-Wert festgelegt. Alle Behandlungen sollten im Dreifachansatz angelegt werden. Ein Beispiel für den Aufbau eines LUV-Kontrollassays ist in Tabelle 1 dargestellt, und die entsprechenden Daten werden in Abbildung 2A gezeigt.

Ein notwendiger Ausgangspunkt für die Untersuchung der Permeabilisierung von LUVs durch BCL-2-Familienproteine ist die Bestimmung der Konzentrationen von BAX und BID, die eine optimale Freisetzung fördern. Da verschiedene Proteinpräparationen unterschiedliche Hintergrund-Permeabilisierungsaktivitäten aufweisen, empfiehlt es sich, vor komplexeren Analysen eine Titration durchzuführen. BAX (50–200 nM) und BID (0–10 nM) müssen hinsichtlich minimaler Hintergrundfreisetzung und optimaler Synergie titriert werden, wie in Abbildung 2B–C dargestellt. Verschiedene Formen des BID-Proteins können von R&D Systems bezogen werden; alternativ ist das BID-BH3-Domänen-Peptid von Anaspec erhältlich. Es gibt keine kommerzielle Form von BAX, die für LUV-Assays geeignet ist; daher muss es mithilfe publizierter Methoden exprimiert und gereinigt werden3,13.

Sobald die Konzentrationen von BAX und BID sowie deren Synergie festgelegt sind, besteht ein gängiger Test darin, den Einfluss anti-apoptotischer Proteine auf die BAX- und BID-abhängige Permeabilisierung von LUVs zu bestimmen. BCL-xL ist ein anti-apoptotisches Mitglied der BCL-2-Familie, das kommerziell erhältlich ist und in einer dosisabhängigen Weise die Aktivität von BAX und BID hemmt, üblicherweise im Bereich eines 5- bis 10-fachen molaren Überschusses gegenüber BAX oder BID (Abbildung 3A). Diese hemmende Wirkung kann durch die Zugabe nachfolgender BH3-only-Proteine (2- bis 5-facher molarer Überschuss gegenüber BCL-xL) oder BH3-Domänen-Peptide (5- bis 10-facher molarer Überschuss gegenüber BCL-xL) aufgehoben werden, die an BCL-xL binden und dadurch BAX und BID ermöglichen, synergistisch zu wirken und die LUVs zu permeabilisieren (Abbildung 3B). In Abbildung 3B zeigen wir die Wirkung des vollständigen rekombinanten humanen PUMAβ; das PUMA-BH3-Domänen-Peptid zeigt eine funktionell ähnliche Wirkung (Daten nicht gezeigt)8. Dieses Experiment wird üblicherweise als „Derepressionsassay“ bezeichnet, da das PUMA-Protein die hemmende Wirkung von BCL-xL auf BAX und BID aufhebt. Idealerweise sollte die Zugabe des dereprimierenden BH3-only-Proteins oder -Peptids nur minimale Auswirkungen auf die BAX-Aktivierung haben14.

Diagramm zum Lipidsynthese- und Reinigungsprozess; detaillierte Schritte zur Chromatographie und Fraktionsanalyse.
Abbildung 1. (A) Chloroform-lösliche Lipide werden vereinigt, eingeengt, um einen Lipidfilm zu bilden, und verschlossen. (B) Lösungen von ANTS und DPX werden hergestellt, gemischt und beschallt, um vollständige Löslichkeit und Homogenisierung sicherzustellen. Die Lösung wird dem Lipidfilm zugesetzt, das Gefäß mit Parafilm verschlossen und 5 min im Wasserbad beschallt. Die Lösung erscheint danach milchig. (C) Die beschallte Lipidlösung wird in den Mini-Extruder gegeben, 31-mal verarbeitet und anschließend auf eine vorbereitete Sepharose-S-500-Säule zur weiteren Reinigung aufgetragen. (D) Die nach der Größenauschlusschromatographie erhaltenen Fraktionen werden analysiert, indem die relativen Fluoreszenzeinheiten (RFUs) in LUV-Puffer und LUV-Puffer + 0,5 % CHAPS verglichen werden. Die Messung im „LUV-Puffer“ zeigt die Hintergrundfluoreszenz bei intakten LUVs an; die Bedingung „LUV-Puffer + 0,5 % CHAPS“ zeigt einen fluoreszenzsteigernden Lysiseffekt, der auf das Vorhandensein von LUVs hinweist. Fraktionen 3 und 4 enthalten gewöhnlich die LUVs und werden nach der Analyse vereinigt. Fraktionen 5 und 6 enthalten nicht eingebauten ANTS (d. h. nicht in den LUVs nach der Extrusion), der unabhängig von CHAPS eine hohe Fluoreszenz zeigt. Hier klicken, um die Abbildung in größerer Auflösung anzusehen.

Balkendiagramme zur LUV-Permeabilisierung, die Titrationseffekte von BAX und BID zeigen; Graph der Fluoreszenzintensität über die Zeit.
Abbildung 2. BCL-2-Familie-Kontrollexperimente und BAX/BID-Titrationen unter Verwendung von LUVs. (A) Kontrollexperimente. LUVs wurden ausschließlich mit LUV-Puffer, 0,025 % Octylglucosid „OG“, 50 nM BAX oder 50 nM OG-BAX behandelt. Die Inkubation der LUVs erfolgte 60 min bei 37 °C. Die prozentuale Permeabilisierung (%) wurde bestimmt, indem die Fluoreszenz der Pufferkontrolle von allen Proben abgezogen wurde; 100 % Permeabilisierung wurde anhand einer mit 0,5 % CHAPS solubilisierten Probe definiert. Die experimentellen Werte wurden durch den CHAPS-Wert dividiert, um die % LUV-Permeabilisierung zu erhalten. OG-BAX ist detergentaktiviertes BAX und dient als zuverlässige positive Kontrolle für die LUV-Permeabilisierung. (B) Ermittlung der optimalen BAX-Konzentration. LUVs wurden mit steigenden BAX-Konzentrationen (50–200 nM) in Gegenwart von 10 nM C8-BID „BID“ oder allein mit Puffer behandelt. (C) Ermittlung der optimalen BID-Konzentration. LUVs wurden mit steigenden BID-Konzentrationen (0–10 nM) in Gegenwart von 100 nM BAX behandelt. (D) Beispiel eines kinetischen Datensatzes zur LUV-Permeabilisierung. LUVs wurden mit BAX (100 nM) ± BID (10 nM) behandelt. Die Messungen wurden alle zwei Minuten über einen Zeitraum von 30 Minuten durchgeführt, wobei vor jeder Messung zwei Sekunden lang sanft geschüttelt wurde. Die ersten drei Messungen (0, 2 und 4 min) sind in der Grafik nicht enthalten. Die minimalen und maximalen relativen Fluoreszenzeinheiten (RFU) wurden wie in Abschnitt 4.3 beschrieben bestimmt. Die Fehlerbalken in Abbildung 2A–C repräsentieren die Standardabweichung aus dreifachen Messungen. Die Daten in 2D stammen aus einem zweifach durchgeführten Assay.

Bar Diagramme zur LUV-Permeabilisierung; Einfluss von BID/BAX/BCL-xL und PUMA; experimentelle Analyse.
Abbildung 3. Beispiele häufiger Wechselwirkungen der BCL-2-Familie, die mithilfe von LUVs untersucht wurden. (A) Die durch BAX und BID vermittelte LUV-Permeabilisierung wird durch BCL-xL gehemmt. LUVs wurden mit 100 nM BAX, 10 nM BID und steigenden Konzentrationen von BCL-xL (0–500 nM) inkubiert. Die Inkubation der LUVs erfolgte 60 min bei 37 °C. (B) PUMA hebt die Repression durch BCL-xL auf, um die Funktion von BAX und BID zu fördern. LUVs wurden mit Kombinationen aus 100 nM BAX, 10 nM BID, 500 nM BCL-xL und (0–2,5 μM) PUMA 60 min bei 37 °C inkubiert. PUMA wurde bei alleiniger Verwendung mit BAX in einer Konzentration von 2,5 μM eingesetzt. Die Fehlerbalken zeigen die Standardabweichung aus dreifach durchgeführten Messungen.

Reihenfolge der Zugabe:123456 
BEDINGUNGENLUV
Puffer		OG
(0,7 %)		BAX
(2,3 μM)		OG-BAX
(2,3 μM)		CHAPS
(10 %)		LUVs
(2 mM)		GESAMT
Puffer95 μl    5 μl100 μl
OG (0,015 %)92,83 μl2,17 μl   5 μl100 μl
BAX (50 nM)92,83 μl-2,17 μl  5 μl100 μl
OG-BAX (50 nM)92,83 μl  2,17 μl 5 μl100 μl
CHAPS (0,5 %)90 μl   5 μl5 μl100 μl

Tabelle 1. Ein Kontrolltestbeispiel, um den Effekt von OG-BAX auf die LUV-Permeabilisierung zu bestimmen.

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Diskussion

Die beschriebene Methode zur Herstellung von LUVs ermöglicht eine schnelle und effiziente Untersuchung der Funktion verschiedener BCL-2-Familienproteine, Peptide und verwandter Reagenzien in einem biochemisch definierten Membranmilieu, das der äußeren mitochondrialen Membran (OMM) ähnelt. Wenn Endpunktwerte zur Bestimmung der LUV-Permeabilisierung verwendet werden, können mehrere Platten eingerichtet werden, um innerhalb eines einzigen Tages Hunderte von Bedingungen zu analysieren. Wir stellen fest, dass die limitierende...

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Offenlegungen

Keine Interessenkonflikte erklärt.

Danksagungen

Wir möchten uns bei allen Mitgliedern des Chipuk-Laboratoriums für ihre Kollegialität und Unterstützung bedanken. Außerdem möchten wir Tomomi Kuwana und Donald Newmeyer für die Schaffung der experimentellen Grundlage dieser Arbeit danken. Diese Arbeit wurde unterstützt durch: NIH CA157740 (an J.E.C.) und ein Pilotprojekt von NIH P20AA017067 (an J.E.C.). Diese Arbeit wurde außerdem teilweise durch einen Forschungsbeihilfeantrag 5-FY11-74 der March of Dimes Foundation (an J.E.C.) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1,2-Dioleoyl-sn-Glycero-3-Phosph–thanolamine "PE"Avanti850725C
L-α-Phosphatidylcholin (Ei, Huhn) "PC"Avanti840051C
L-α-Phosphatidylinositol (Leber, Rind) "PI"Avanti840042C
L-α-Phosphatidylserin (Gehirn, Schwein) "PS"Avanti8400320
Cardiolipin (Herz, Rind – Natriumsalz) "CL"Avanti840012C
Mini-Extruder-SetAvanti610023
PC-Membran 0,2 mMAvanti610006
Costar Schwarz 96-Well-PlatteFisher Scientific07-200-590
Caspase-8, gespaltener menschlicher BIDR&D Systems882-B8-050
Menschlicher BCL-xL (ohne C-Terminus)R&D Systems894-BX-050
BH3-Domänen-Peptide von BID/PUMAAnaspec61711/62404
Synergy H1 Hybrid-Multi-Mode-MikroplattenreaderBioTekKeine

Referenzen

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  14. Du, H. BH3 domains other than Bim and Bid can directly activate Bax/Bak. J Biol Chem. 286, 491-501 (2011).

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Schlagwörter

MembranpermeabilisierungLipidextrusionGelfiltrationANTS DPX AssayFluoreszenzmessungProteintitrationDetergenskontrolleMitochondrienmembran
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