Echokardiographie geführten perkutanen intramyokardiale Injektion stellt einen effizienten, zuverlässigen und anzielbare Modalität für die Lieferung von Gentransfermittel oder Zellen in die Maus-Herz. Nach der Schritte in diesem Protokoll dargelegt, kann der Bediener schnell kompetente werden in diesem vielseitigen, minimal-invasive Technik.
Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.
Methodenartikel
Ultraschall-geführte Transthorakale intramyokardiale Injection in Mäuse
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Mausmodellen für kardiovaskuläre Erkrankungen sind wichtig für die Untersuchung von pathophysiologischen Mechanismen und lotet mögliche regenerative Therapien. Experimente mit myokardialen Injektion werden derzeit von direkten chirurgischen Zugang durch eine Thorakotomie durchgeführt. Während praktisch, wenn zu der Zeit eines anderen experimentellen Manipulation wie Koronararterienligatur geführt, die Notwendigkeit für eine invasive Prozedur für intramyokardialer Lieferungsgrenzen Potential experimentellen Designs. Mit immer Ultraschall-Auflösung und erweiterte nicht-invasive bildgebende Verfahren zu verbessern, ist es jetzt möglich, Ultraschall-geführte perkutane Injektion intramyokardiale routinemäßig durchzuführen. Diese Modalität effizient und zuverlässig liefert Agenten zu einer Zielregion des Herzmuskels. Vorteile dieser Technik sind die Vermeidung von chirurgischen Morbidität, die Möglichkeit, Regionen des Herzmuskels selektiv unter Ultraschallkontrolle gerichtet sind, und die Möglichkeit, an der Injektionsmittel myocardiu liefernm an mehreren, vorbestimmten Zeitintervallen. Mit geübter Technik, sind Komplikationen von intramyokardiale Injektion selten, und Mäuse schnell zu normalen Aktivitäten zurückkehren auf die Genesung von Betäubungsmittel. Nach der Schritte in diesem Protokoll dargelegt, kann der Bediener mit einfachen Echokardiographie Erfahrung schnell kompetente werden in diesem vielseitigen, minimal-invasive Technik.
Einleitung
Herzkrankheiten sind die häufigste Todesursache für Männer und Frauen in den Vereinigten Staaten, auf die 600.000 Todesfälle pro Jahr 1. Mausmodellen von kardiovaskulären Erkrankungen sind für die Untersuchung von pathophysiologischen Mechanismen für die Erkundung und mögliche Therapien von entscheidender Bedeutung. Myokardiale Lieferung Gentherapievektoren, Stammzellen, modifizierte RNAs und anderen therapeutischen Mitteln ermöglicht Untersuchung ihrer therapeutischen Potenzials für Herzerkrankungen 2-7. Derzeit gibt es nur beschränkte Möglichkeiten für myokardiale Lieferung von Therapeutika in Maus-Modellen 6. Intramyokardiale Injektion unter direkter Visualisierung wird häufig verwendet, erfordert aber eine Sternotomie oder Thorakotomie und auf dem freigelegten Bereich des Herzens beschränkt. Während praktisch, wenn zu der Zeit eines anderen experimentellen Manipulation wie LAD-Ligation durchgeführt wird, die Notwendigkeit für eine invasive Prozedur für intramyokardialer Lieferungsgrenzen Potential experimentellen Designs und führt eineW eitere Effekte aus dem Verfahren (zB Fibrose durch Thorakotomie). Perkutane perikardialen Lieferung von viralen Vektoren wurde berichtet, aber die Stelle und Verteilung des therapeutischen Mittels ist nicht homogen und ist schwierig zu steuern 8. Perkutanen koronaren Injektion Ergebnisse in homogener Verteilung der injizierten Materials, aber effiziente und reproduzierbare koronare Lieferung ist eine Herausforderung in Mausmodellen.
Hier beschreiben wir eine geschlossene Brust intramyokardiale Injektionstechnik, die minimal-invasive, bedienergesteuerte Targeting von Therapeutika unter Ultraschallkontrolle ermöglicht. Die Technik ist einfach zu erlernen, macht die Notwendigkeit für Thorakotomie oder Sternotomie und den damit verbundenen experimentellen Komplikationen und eine größere Flexibilität bei der Zeitsteuerung und die Stellen der intramyokardiale Injektion. So, Echokardiographie-unterstützten intramyokardiale Injektion stellt eine technisch einfache und sehr effektive Methode der Manipulation derMyokard in murinen experimentellen Modellen.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Protokoll
Alle beschriebenen Schritte wurden unter Protokolle von der Institutional Animal Care und Use Committee von Boston Kinderkrankenhaus durchgeführt genehmigt.
1. Vorbereitung
- Führen Basisherz anatomische und funktionelle Beurteilung durch Echokardiographie vor Beginn der Injektionsprotokoll, wie die optimale Festwandlerposition für intramyokardiale Injektion kann nicht die optimalen Standardansichten für die Abgrenzung und Bewertung der Anatomie Funktion ergeben.
- Die Einspritzanordnung ist in den Figuren 1A-1C dargestellt. Stellen Sie eine leere Spritze mit einer Nadel ummantelten, Kegel nach oben gerichtet, in der Spritzenklemme (siehe Abbildung 1c) und sichern die Ultraschallwandler-Sonde in der Scan-Kopf-Bügel (siehe Abbildung 1B). Lösen Sie den Scan-Kopf-Klemmkugelsperrgelenk (Abbildung 1B) und zu manipulieren, den Wandler Orientierung, so dass sie parallel zur Achse der Nadel ausgerichtet. Befestigen Sie den ScanKopfposition durch Anziehen der Scan-Kopf-Klemmkugelsperrgelenk.
HINWEIS: Für die Injektion in erwachsenen Mäusen, ist eine 30 G-Nadel mit einer 1 in / 2,5 cm Länge optimal. Eine 1 ml-Spritze für größere Mengen verwendet werden, während eine gasdichte Spritze kann für eine genauere Steuerung der kleineren Volumina (5-10 ul) verwendet werden. - Gelten Ultraschall-Gel großzügig auf den Wandler Spitze mit einem Spatel, um den Kopf entlang seiner Gesamtheit abdecken. Sorgfältig Scheide ziehen die Nadel und verwenden die Nadelhalterung Kontrollen, um die Nadel direkt unter dem Sensor und in der Ultraschall-Gel für die Visualisierung zu fördern. Geringfügige Änderungen mit der Nadelhalterung Steuerung, so dass die Nadel deutlich entlang seiner Länge auf dem Ultraschallbild sichtbar gemacht. Wenn der Wandler ordnungsgemäß parallel zu der Nadel in Schritt 1.4 ausgerichtet ist, dann sollte die Nadel in der Bildebene bleibt, wie sie ist, vorgeschoben und mit dem Injektionsknopf (1C) zurückgezogen.
- In nachfolgenden Schritten nicht stören die Notwendigkeitle / Wandler horizontale Ausrichtung durch Bewegen sowohl in der horizontalen Achse. Vielmehr gezielt bestimmte Bereiche des Herzens zur Injektion durch Ändern der vertikalen (y-Achse), Position der Nadelhalterung und durch Bewegen des Tieres Plattform.
- Bewegen des Wandlers kranial vom Tier-Plattform unter Verwendung der Scan-Höhensteuerung (1B), um nachfolgende Platzierung der anästhesierten Maus auf das Tier Plattform ermöglichen. Dies wird nicht die x-Achsen-Ausrichtung des Wandlers unterbrechen, um die lange Achse der Nadel.
- Entfernen Sie die Spritze, die für die Ausrichtung von der Spritzenklemme verwendet wurde, und entsorgen Sie sorgfältig. Laden Sie die neue Nadel und Spritze mit der Injektionsmittels auf die endgültige Zielvolumen, so dass für toten Raum in der Spitze der Spritze. Seien Sie vorsichtig, um Luftblasen zu entfernen. Legen Sie die Spritze in die Spritzenklemme ohne Anpassung ihrer x-Achse ausgerichtet. Vollständig einfahren die Spritze mit der Einspritzsteuerung.
HINWEIS: Für die erste Trainingszwecke ist die Verwendung von Evans-BlauFarbstoff (1%), kann Trypanblau-Färbung (0,4%) oder eine Suspension von fluoreszierenden Mikrosphären als Injektats den Bediener bei der Bestätigung Kompetenz und Erfolg von gezielten Injektion zu unterstützen.
2. Injektion
- Schalten Sie den integrierten wärmer der Heizungs Plattform und stellen Sie sie für 37 ° C. Legen Sie das Tier Plattform 180 ° von der üblichen bildgebenden Orientierung, mit der Anästhesie Schlauchschelle und Kopf des Tieres am nächsten an den Betreiber. Dies ermöglicht das Herz (in der linken Seite der Brust) ipsilateral zur Spritzenklemme und Nadel sein. Hinweis: Weitere kleinere Uhrzeigersinn Dreh Anpassungen der Tier Plattform kann notwendig sein, um das Herz richtig für die parasternalen kurzen Achse Abbildungsebene, die zur Injektion (2A) verwendet wird, zu orientieren.
- Vorbereitung Mäuse für Echokardiographie, wie zuvor berichtet 9. Betäuben die Maus in eine Induktionskammer mit 2% Isofluran. Brusthaare entfernen mit Enthaarungscreme einD Schmier Gel für beide Augen, um das Trocknen der Lederhaut zu verhindern.
- Heben Sie den Wandler mit der Scan-Kopf Höhenkontrolle (Abbildung 1B). Legen Sie den narkotisierten Maus in Rückenlage oben auf der beheizten Tier Plattform mit der Schnauze in einem Nasenkonus liefert 1-3% Isofluran (2A-2B). Sie vorsichtig mit einem rektalen Sonde und kleben Sie die vier Pfoten auf den EKG-Elektroden, Elektroden-Gel für die Anwendung elektrischer Kontakt.
HINWEIS: Eine angemessene Betäubung muss für die humane Behandlung der Tiere gewährleistet werden. Es sollte keine Veränderung der Herzfrequenz und keine Reaktion auf die Platzierung der Nadel durch die Brustwand sein. Integrierte homöostatischen Temperaturkontrollen des Tieres Plattform sollte verwendet werden, um Normothermie (37 ± 0,5 ° C) zu erhalten, wie Hypothermie wird in relativer Bradykardie, ventrikuläre Dilatation und mögliche Beschwerden führen. - Sobald der Mauszeiger auf dem Tier-Plattform sicher, senken den Wandler auf die depilaTed Brust mit Hilfe der Scankopf Höhenkontrolle (Abbildung 1B). Die optimale Ultraschall-Setup für die Injektion ist für das Herz in der parasternalen kurzen Achse Orientierung visualisiert werden, wie pro Standard-Echokardiographie-Technik. Dreht das Tier Plattform 20-30 ° im Uhrzeigersinn, um die optimale Schallfenster zur Injektion in der kurzen Achse Bildebene (2A-2B) zu erhalten. Hinweis: Alternativ Injektion können aus einer parasternalen langen Achse Orientierung durch Drehung im Gegenuhrzeigersinn des Tieres Plattform (2C) durchgeführt werden.
- Verwenden Sie die Tier-Plattform-Anpassungssteuerung auf das Sichtfeld anzupassen und jede gewünschte Injektionsstelle in der linksventrikulären Myokard Ziel. Pfanne hin und her von der Spitze zur Basis des Herzens, um die gewünschte Einspritzstelle in der linken ventrikulären Myokards (3A-3C) zu erzielen. Hinweis: Die midpapillary parasternalen Kurzachsenansicht (3A) bietet reproducible Wahrzeichen, die Follow-Bildgebung von der Injektionsstelle zu ermöglichen. Anmerkung: Alternativ kann der parasternalen Längsachsenansicht verwendet, um eine vorgegebene Injektionsstelle (3D) zu zielen.
- Beginnend mit der Spritze in der vollständig zurückgezogenen Spritzenklemme, langsam voran die Spritze gegen den Brustkorb des Tieres durch Drehen des Einspritzsteuerung im Uhrzeigersinn (4A). Um es klar Ultraschall Visualisierung sowohl der Herz-und der Nadelspitze zu ermöglichen, wie es die Brust nähert, verwenden viele Ultraschall-Gel über der linken Brustseite und Optimierung der Schallfenster, indem Sie ein breites Sichtfeld auf die Echokardiographie Kontrollen. Gesetzt den Brennpunkt / Zone an der Zielstelle für die Injektion. Kleinere Anpassungen an der Nadelhalterung steuert das Bild der Nadel entlang ihrer Länge zu optimieren.
HINWEIS: Einige Ultraschall-Maschinen haben einen Nadelführung Software-Funktion, um digital zu erweitern eine Linie entlang der langen Achse der Nadel bis zur Zielherzmuskel(4B). Solch ein Software-Werkzeug kann hilfreich sein, ist aber nicht wesentlich. - Mit dem Tier entsprechend sediert, vorab die Nadel durch die Brustwand von der Maus und in den Herzmuskel, sorgfältig beobachten die Position der Nadelspitze abgeschrägt haupt (1-3% Isofluran mit 0,5-0,8 l / min 100% Sauerstoff gemischt) Zeiten. Stoppen Sie voran, wenn die Nadelspitze in der Zielherzmuskels (4C). Die ganze abgeschrägten Spitze sollte sicher innerhalb des Herzmuskels sein, Injektats Leck in den Herzraum zu vermeiden.
- Wenn die Spitze in die gewünschte Position, liefern die Injektats durch Druck auf den Spritzenkolben. Liefern die Injektats langsam, über 5-30 sec (abhängig vom Volumen der Auslieferung). Bis zu 50 ul Injektats können, ohne Kompromisse Herzfunktion geliefert werden. Eine vorübergehende echobright Aussehen der injizierten Herzmuskelbereich kann offensichtlich nach erfolgreicher Injektion sein. Eine kurze (Sekunden) Zeit relativer bradycardia ist gelegentlich mit der Injektion in den Herzmuskel festgestellt und schnell löst.
- Sobald die Injektats verabreicht wurde, zeitnah ziehen Sie die Nadel durch Drehung gegen den Uhrzeigersinn des Einspritzsteuerknopf. Die Maus sollte unter Narkose für einige Minuten von echokardiographischen Beobachtung zu erhalten ventrikuläre Funktion und keine Komplikationen postprocedural bestätigen gehalten werden. Wenn angegeben, kann mehrere Regionen des Herzmuskels seriell durch Neupositionierung der Böschungswinkel der Nadel durch die Einstellung der Tier Plattform eingespritzt werden. Nach intramyokardiale Injektion wird die Maus in einen Käfig von sich gegeben und sich von der Anästhesie unter Beobachtung zu gewinnen.
- Sie ein Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis er das Bewusstsein wiedererlangt, um ausreichend Brustlage zu halten. Sie ein Tier, das intramyokardiale Injektion, um der Gesellschaft von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. Der Käfig sollte auf einem thermoregulierten Pad mit Wieder platziert werdenAdy Bereitstellung von Wasser und Maus Diät. Postprocedural Beschwerden ist nicht zu erwarten und die Nicht normales Verhalten kurz nach der Intervention entsprechend wieder schlägt eine mögliche Komplikation (siehe Diskussion).
- Sorgfältig entsorgen Sie die Nadel unmittelbar nach Abschluss der intramyokardiale Injektion, um das Risiko von Kleie Verletzungen des Bedieners oder Dritter zu minimieren. Wiederverwendung einer Nadel in Abstumpfen der Spitze macht es schwieriger, den Herzmuskel zu durchdringen und zu einem höheren Risiko von Komplikationen führen.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Ergebnisse
Murine intramyokardiale Injection mit blauer Farbe oder Leuchtstoff-Mikrokügelchen
Injektion von Evans-Blau-Farbstoff ist nützlich für Schulungszwecke. Bald nach der Injektion, einschläfern die Maus und entfernen Sie das Herz, um den Standort des injizierten blauen Farbstoff zu visualisieren. Abbildung 5 zeigt ein Beispiel einer erfolgreichen Injektion, mit blauen Farbstoff Infiltration des Herzmuskels in der Mitte Papillarmuskel Ebene (5A, Region eingeschlosse...
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Diskussion
Biologics können, um den Herzmuskel durch direkte Injektion intramyokardiale, intraperikardiale Injektion oder indirekte Verwaltung über die Blutbahn abgegeben werden. Neueste zellbasierten Therapiestudien bei Myokardinfarkt-Modelle haben eine offene Thorakotomie Ansatz für die Lieferung von Injektats 12-14 beschrieben. Ein wichtiger Faktor für den Erfolg einer Herzmuskel therapeutische Intervention hängt von der Wahl der Lieferroute. Die höchste lokale Dosis von biologischen wird durch intramyokardiale Liefe...
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Offenlegungen
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Danksagungen
TWP wurde von der Irish Cardiac Society Brian McGovern Travelling Fellowship finanziert. WTP wurde durch den R01 HL095712 und einen AHA Established Investigator Award finanziert.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Vevo 2100 Ultraschall-Bildgebungssystem | Visualsonics | ||
| Vevo Integrated Rail System III | Visualsonics | ||
| Microscan MS400 Schallkopf | Visualsonics | ||
| Microscan MS550D Schallkopf | Visualsonics | ||
| PrecisionGlide Nadeln | BD | 305128 | 30 G x 1 Zoll/2,5 cm |
| 1 cc Slip-Tip-Spritze | Exel International | 26048 | oder gleichwertig |
| Gasdicht 50 μ l Glasspritzen | Hamilton | 1705 | |
| Trypanblau gebeizt (0,4%) | Gibco | 15250 | oder gleichwertige |
| Isoflurane | Baxter | AHN3640 | gleichwertige |
| Aquasonic 100 | Parker Laboratories | (01-08) | oder |
| gleichwertige Polystyrol-Mikrosphären (rot fluoreszierend) | Life Technologies | F-8842 | oder gleichwertig |
Referenzen
- Kochanek, K. D., et al. Deaths: final data for 2009. Natl Vital Stat Rep. 60 (3), 1-117 Forthcoming.
- Strauer, B. E., Steinhoff, G. 10 years of intracoronary and intramyocardial bone marrow stem cell therapy of the heart: from the methodological origin to clinical practice. J Am Coll Cardiol. 58, 1095-1104 (2011).
- Cheng, K., et al. Intramyocardial autologous cell engraftment in patients with ischaemic heart failure: a meta-analysis of randomised controlled trials. Heart Lung Circ. 22 (11), 887-894 (2013).
- Fischer-Rasokat, U., et al. A pilot trial to assess potential effects of selective intracoronary bone marrow-derived progenitor cell infusion in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy: final 1-year results of the transplantation of progenitor cells and functional regeneration enhancement pilot trial in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy. Circ Heart Fail. 2, 417-423 (2009).
- Seth, S., et al. Percutaneous intracoronary cellular cardiomyoplasty for nonischemic cardiomyopathy: clinical and histopathological results: the first-in-man ABCD (autologous bone marrow cells in dilated cardiomyopathy) trial. J Am Coll Cardiol. 48, 2350-2351 (2006).
- Ladage, D., et al. Percutaneous methods of vector delivery in preclinical models. Gene Ther. 19, 637-641 (2012).
- Zangi, L., et al. Modified mRNA directs the fate of heart progenitor cells and induces vascular regeneration after myocardial infarction. Nat Biotechnol. 31, 898-907 (2013).
- Laakmann, S., et al. Minimally invasive closed-chest ultrasound-guided substance delivery into the pericardial space in mice. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 386 (3), 227-238 (2013).
- Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. J Vis Exp. (39), e1738(2010).
- Wang, G., et al. Characterization of cis-regulating elements and trans-activating factors of the rat cardiac troponin T gene. J Biol Chem. 269, 30595-30603 (1994).
- Shimshek, D. R., et al. Codon-improved Cre recombinase (iCre) expression in the mouse. Genesis. 32, 19-26 (2002).
- Lichtenauer, M., et al. Intravenous and intramyocardial injection of apoptotic white blood cell suspensions prevents ventricular remodelling by increasing elastin expression in cardiac scar tissue after myocardial infarction. Basic Res Cardiol. 106 (4), 645-655 (2011).
- Herrmann, J. L., et al. Postinfarct intramyocardial injection of mesenchymal stem cells pretreated with TGF-alpha improves acute myocardial function. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), 371-378 (2010).
- Zhou, Y., et al. Direct injection of autologous mesenchymal stromal cells improves myocardial function. Biochem Biophys Res Commun. 390 (3), 902-907 (2009).
- Campbell, N. G., Suzuki, K. Cell delivery routes for stem cell therapy to the heart: current and future approaches. J Cardiovasc Transl Res. 5 (5), 713-726 (2012).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112, Suppl 9. 150-156 (2005).
- Dib, N., et al. Recommendations for successful training on methods of delivery of biologics for cardiac regeneration: a report of the International Society for Cardiovascular Translational Research). JACC Cardiovasc Interv. 3 (3), 265-275 (2010).
- Dib, N., et al. Cell therapy for cardiovascular disease: a comparison of methods of delivery. J Cardiovasc Transl Res. 4 (2), 177-181 (2011).
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Nachdrucke und Genehmigungen
