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Methodenartikel

Primärkultur von Maus dopaminergen Neuronen

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⸱

DOI:

10.3791/51751

⸱

8. September 2014

 ,  , 
1CNRS, UMR-5203, Institut de Génomique Fonctionnelle, Montpellier, 2Inserm, U661, Montpellier, 3Universités de Montpellier

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dopaminerge Neuronen spielen eine wichtige regulatorische Rolle im Gehirn. Ihr Verlust wird mit der Parkinson-Krankheit in Verbindung gebracht. In diesem Video zeigen wir, wie Primärkulturen von zentralen dopaminergen Neuronen aus embryonalem Mausmesencephalon erzeugt werden können. Solche Kulturen sind nützlich, um die extreme Anfälligkeit dieser Neuronen gegenüber verschiedenen Belastungen zu untersuchen.

Zusammenfassung

Dopaminergen Neuronen weniger als 1% der gesamten Anzahl von Neuronen im Gehirn. Diese geringe Menge an Neuronen regelt wichtige Hirnfunktionen wie Motorsteuerung, Motivation und Arbeitsgedächtnis. Nigrostriatalen dopaminergen Neuronen selektiv degenerieren bei Parkinson-Krankheit (PD). Diese fortschreitende Verlust von Nervenzellen ist eindeutig mit den Motoren Symptome der Pathologie (Bradykinesie, Ruhetremor und Muskelstarre) assoziiert. Die wichtigsten Vertreter der dopaminergen Neuronen verantwortlich Degeneration ist noch unbekannt. Allerdings scheinen diese Neuronen extrem anfällig in unterschiedlichen Bedingungen zu sein. Primärkulturen stellen eine der wichtigsten Modelle Eigenschaften und Merkmale von dopaminergen Neuronen zu untersuchen. Diese Kulturen können auf verschiedene Stressmittel, die PD Pathologie imitieren und zu neuroprotektiven Verbindungen, um zu stoppen oder zu verlangsamen neuronale Degeneration vorgelegt werden. Die zahlreichen transgenen Mausmodellen der PD, die Gener habenergaben sich im letzten Jahrzehnt weiter erhöht das Interesse der Forscher für dopaminerge Neuronenkulturen. Hier konzentriert sich das Video-Protokoll auf den empfindlichen Dissektion der embryonalen Gehirn der Maus. Präzise Exzision der ventralen Mittelhirn ist entscheidend für die neuronalen Kulturen ausreichend reich an dopaminergen Zellen zu erhalten, um nachfolgende Studien zu ermöglichen. Dieses Protokoll kann mit embryonalen transgenen Mäusen realisiert werden und ist für die Immunfluoreszenzfärbung, quantitative PCR, second messenger Quantifizierung oder zum neuronalen Tod / Überleben Beurteilung.

Einleitung

Dopamin, eine der wesentlichen Neurotransmitter im Gehirn 1,2, wird hauptsächlich von dopaminergen Mittelhirn (DA) Neuronen freigesetzt. Die Mehrheit der DA Neuronen befinden sich in der ventralen Teil des Mittelhirns 2-6. Mesostriatal, mesolimbischen und mesocorticalen Wege 2,5: schematisch, Mittelhirn-Neuronen DA kann in drei anatomisch und funktionell verschiedene Projektionssysteme aufgeteilt werden. Der Weg wird in nigrostriatale Motorik beteiligt, die mesolimbischen Bahnen spielen eine wichtige Rolle in der Verstärkung, Motivation und Lernen, während die dopaminergen Bahnen zum präfrontalen Kortex vorstehen, sind in Erkenntnis 2 beteiligt.

DA-Neuronen in mehreren neurologischen Störungen menschlichen wie Schizophrenie, Aufmerksamkeitsdefizit, Hyperaktivität Erkrankung und Parkinson-Krankheit (PD) 2,4 beteiligt. PD wird durch eine progressive Degeneration der selektiven und DA Neuronen verbinden Substantia nigra gekennzeichnetpars compacta (SNC) zum Striatum. Der Verlust der nigrostriatalen DA Neuronen führt zu einer starken Verarmung Dopamin im Striatum, die verantwortlich für die motorischen Symptome der PD (Bradykinesie, Ruhetremor, und Steifigkeit) 7. Die ursprüngliche Ursache der idiopathischen PD ist nicht nachgewiesen und die aktuellen Behandlungen sind nur symptomatisch, mit dem Ziel der Wiederherstellung Dopaminspiegel im Striatum. Das verschriebene Medikament ist L-Dopa (Levodopa), das natürliche Vorläufer von Dopamin. Obwohl Verabreichung von Levodopa kompensiert den Verlust von Dopamin zu einer bestimmten Zeit auftreten Motor Komplikationen nach einer Langzeitbehandlung (Dyskinesie und / AUS-Zustände) 8,9.

Forschung auf dopaminerge Neuronen und PD ist in ständiger Progression und intensive Anstrengungen unternommen werden, um Behandlungen auf Zelltransplantation, Gentherapie, oder neuroprotektive Mittel 10,11 zu entwickeln. Allerdings bleibt ein wichtiges Thema nicht geklärt: Was ist die Ursache für die extreme vulnerability von DA Neuronen? Ein Teil der Antwort kann in der Aktivität von Neuronen DA gefunden werden. Eine Reduktion der elektrischen Aktivität und der Erregbarkeit von DA-Neuronen scheint die Neigung zu degenerieren 12 zu erhöhen. Dennoch ist die Komplexität der PD Pathogenese erfordert weitere Studien, um die Mechanismen in DA Neuronen beteiligt Degeneration 13-15 identifizieren.

Primärkulturen sind besonders relevant für die DA Neuron Eigenschaften 16-19 studieren und diese Neuronen auf verschiedene Belastungen für die Bewertung der neuroprotektive Mittel 20-24 herauszufordern. Ratte Kulturmodelle werden häufig verwendet, da die Präparation der Rattenembryohirn ist einfacher, verglichen mit der Maus, und höhere Mengen von Neuronen bei Ratten erhalten werden. Allerdings hat von transgenen Mausmodellen der Krankheit 25 deutlich erhöht das Interesse der Neurowissenschaftler Community für Primärkulturen von der Maus 26-29. Obwohl Kulturen prvon neugeborenen Tieren epared verwendet werden kann, ist es besser, sie von Embryonen im post-mitotischen Stadium (E13.5 für Mesencephalon-Neuronen) herzustellen, wenn Neuronen haben ihre Fähigkeit zur Differenzierung beibehalten. Das folgende Protokoll stellt isoliert Hirn-Neuronen in Primärkultur von Maus-Embryonen (E13.5), die am schwierigsten zu vorzubereiten. Insbesondere stellen wir ein Protokoll mit serumfreiem Kulturmedium für eine bessere Reproduzierbarkeit. Die beiden wichtigsten Schritte in der Kultur-Präparat (Dissektion und mechanische Dissoziation) wird vorsichtig in den zugehörigen Video detailliert werden.

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Protokoll

Die in dieser Arbeit verwendeten Mäuse wurden gepflegt und in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Rates der Europäischen Union (86/609 / EU) für den Einsatz von Labortieren behandelt.

1. Herstellung der erforderlichen Lösungen

  1. Stammlösungen
    1. 10x Poly-L-Ornithin (PLO) Lösung: wiegen 10 mg PLO Hydrobromid (Molekulargewicht = 30,000-70,000) und in 70 ml sterilem Wasser auflösen. Die Lösung wird mit 0,2 um Spritzenfilter, aliquoten, und bei -20 ° C.
    2. 30% Glucose-Lösung: wiegen 30 g D (+) - Glucose und Auflösen in sterilem Wasser auf ein Gesamtvolumen von 100 ml. Filter, aliquoten, und bei 4 ° C.
    3. 5x Dulbecco-modifiziertes Eagle-Medium (DMEM) / Nährstoff-Mischung F-12 Ham: abwiegen 6 g DMEM / F-12 Ham Pulver und lösen sich in sterilem Wasser auf ein Gesamtvolumen von 100 ml. Filter, aliquoten, und bei 4 ° C.
    4. 7,5% Natriumbicarbonat (NaHCO 3) Solutiauf: wiegen 7,5 g NaHCO 3 und lösen sich in sterilem Wasser auf ein Gesamtvolumen von 100 ml. Filter, aliquoten, und bei 4 ° C.
    5. 1 M HEPES-Lösung: Man wiegt 23,8 g HEPES und Auflösen in sterilem Wasser auf ein Gesamtvolumen von 100 ml. Filter, aliquoten, und bei 4 ° C.
    6. 70% (v / v) Ethanol: Verdünnen mit 70 ml absolutem Ethanol mit 30 ml sterilem Wasser.
  2. Phosphatgepufferte Kochsalzlösung mit Glucose und Antibiotika (PBS-GAB): 10 ml 30% ige Glucoselösung und 5 ml Penicillin-Streptomycin-Lösung zu 500 ml Dulbeccos phosphatgepufferter Kochsalzlösung. Lagerung bei 4 ° C.
  3. Inaktiviertes fötales Rinderserum (IFB) auftauen Rinderserum über Nacht bei 4 ° C inaktiviert bei 56 ° C für 30 min. Aliquot in 50 ml und bei -20 ° C.
  4. Kulturmedium: in sterilem Wasser, Mischung nacheinander mit 40 ml 5x DMEM / F12-Ham, 1 ml 1 M HEPES, 2 ml von 200 mM L-Glutamin, 2 ml Penicillin-Streptomycin, 4 ml 30% Glucose einnd 3 ml 7,5% iger NaHCO 3 auf ein Endvolumen von 180 ml. Zu filtern und verwenden am selben Tag.
  5. Hormon-Mix
    1. Planen 180 ml Kulturmedium. Man löst 200 mg des apo-Transferrin in diesem Medium.
    2. Man wiegt 50 mg Insulin und in 2 ml 0,1 M HCl zu lösen. Fügen Sie langsam 8 ml sterilem Wasser unter Mischen sanft. Verdünne die Lösung in dem Kulturmedium.
    3. Wiegen 19,3 mg Putrescin-dihydrochlorid und in 10 ml sterilem Wasser auflösen. Fügen Sie die 10 ml-Lösung auf das Hormon-Mix.
    4. Bereiten Sie eine 3 mM Natriumselenit-Lösung in sterilem Wasser und 2 mM Progesteron-Lösung in absolutem Ethanol. Mit 20 ul jeder Lösung auf das Hormon-Mix.
    5. Filtern Sie die Hormon-Mix, Aliquot in 10 ml und bei -20 ° C.

2. Herstellung von Kulturplatten und Instrumente

  1. FBS Beschichtung der Kulturplatten: Der Tag vor der Dissektion, bereiten 180 ml Kulturmedium. 10 mlIFB auf 90 ml Kulturmedium. Geben Sie 300 ul / Kulturmedium / 10% IFBS in Poly-D-Lysin-Fertig 24-Well-Platten. Inkubieren über Nacht bei 37 ° C aufweist. Bewahren Sie die übrigen Medien (mit und ohne IFBS) bei 4 ° C.
  2. Sterilisieren die Instrumente und Pasteur-Pipetten. Sammeln Sie die in der Materialliste aufgeführt als Class II Laminarströmungshaube und einem CO 2-Inkubator Ausrüstung.

3. Präparation der Maus Mesencephalon

  1. Opfern eine E13.5 schwangere Maus (gemäß gültiger Richtlinien). Reinigen Sie den Bauch der Maus mit 70% Ethanol und öffnen Sie die Bauchdecke. Sammeln Sie die Gebärmutterhörner, öffnen Sie sie mit zarten Schere, sezieren jedem Embryo von der Gebärmutterhörner, und entfernen Sie das Frucht Membranen. Legen Sie die Embryonen in einer 100 mm Petrischale mit sterilem PBS-GAB und waschen Sie sie durch Übertragung in 3 aufeinanderfolgenden gleichen Bäder mit einer Pinzette. Für die Präparation, legen Sie die Embryonen von 3 in einer 60 mm sterilen Petrischale.
  2. Move die letzten Petrischale unter dem Stereomikroskop. Enthaupten nicht die Embryonen. Verwendung Vannas Schere, die Gehirne herauszuschneiden.
    1. Entfernen und entsorgen den Vordergrund und Hinterhirn Regionen. Um rostralen Seite, schneiden in der Nähe des Thalamus-Region, an der Schwanzseite Schnitt an der Landenge Region, entfernen Sie den Colliculus superior.
    2. Sobald der ventralen Mittelhirn isoliert ist, sorgfältig Hirnhäute mit ultra feinen Pinzette entfernen. Sammeln Sie die Segmente zerlegt, ohne die Hirnhäute, in einer sterilen 13-ml-Tube mit PBS-GAB gefüllt.
  3. Reinigen Sie das Rohr mit dem mesencephala gründlich mit 70% Ethanol und bringen sie unter der Haube.

4. Zelldissoziation

  1. Wasch mesencephala mit sterilem PBS-GAB 3x. Erlauben Gehirn Fragmente zwischen jedem Wasch absetzen und vermeiden das Gewebe zu beeinträchtigen. Nach dem letzten Wasch, entfernen Sie sorgfältig, wie viel Lösung wie möglich und Inkubation Gehirn Segmente in 3 ml Trypsin / EDTA für 15 min bei 37 ° C in eineCO 2-Inkubator.
  2. Feuer-Politur die Pasteur-Pipetten, um das Überleben der Neuronen als das Ende eines nicht-polierten Glaspipette zu maximieren ist scharf und kann die Zellen während der Dissoziation Schritte beschädigen. Reduzieren Sie die Extremität Durchmesser (bis 0,5 mm) des Pasteur-Pipette, während Feuer-polieren.
  3. So viel Trypsin / EDTA-Lösung entfernen Sie vorsichtig wie möglich und mit 10 ml Kulturmedium / 10% IFBS. Wasch Gehirn Segmente 3x mit Kulturmedium / 10% IFBS.
  4. Verwendung der feuerpolierten Pasteurpipette beginnen Dissoziation mesencephala in 6 ml Kulturmedium / 10% IFBS. Man reibt 10x (Luftblasen vermeiden), lassen die Stücke zu regeln, dann sammeln das Medium in ein neues steriles 13-ml-Tube.
  5. 6 ml Kulturmedium, wiederholen Sie den vorherigen Schritt einmal zu sammeln und das Medium mit dissoziierten Zellen in der gleichen 13-ml-Tube.
  6. Zentrifuge Zellen bei 160 g für 5 min. Überstand verwerfen und Resuspendieren der Zellen in Kulturmedium, ergänzt mit10% Hormon-Mix.

5. Handy-Überzug

  1. Zählen von Zellen in Suspension in einem Malassez Zelle und die Lautstärke von mittleren bis zu einer Konzentration von 600.000 Zellen / ml. Rund 1.700.000 Zellen können aus einer Maus Hirn gewonnen werden.
  2. Entfernen FBS-haltigen Beschichtungsmedium von 24-Well-Platten und fügen Sie in jede Vertiefung 1 ml Zellsuspension (600.000 Zellen / Well, 2-4% der TH + Zellen).
  3. Inkubieren der Platte bei 37 ° C und 5% CO 2/95% Luft. Kein Medium Veränderung ist notwendig. Dopaminergen Neuronen sind ausgereift nach etwa 5-7 Tagen in vitro (in Übereinstimmung Ausdruck der Dopamin-Transporter). Zellen in Kultur zu halten bis zu 15 Tage ohne Mediumwechsel.

6. Immunfluoreszenz-Protokoll

  1. Reinigung der Deckgläser
    1. Am Tag vor der Präparation, 10 ml 1 M HCl in eine Petrischale. Lag an der Oberfläche der Flüssigkeit 12-15 Deckgläser und warten Sie 15 min.
    2. Sinken die Abdeckungschlüpfen in die Flüssigkeit und warten Sie 15 min.
    3. HCl zu entfernen und waschen 3x mit Wasser.
    4. Schnell waschen Sie die Deckgläser mit reinem Ethanol einmal, dann fügen reinem Ethanol in die Schale und warten Sie 30 min.
    5. Unter der Haube entfernen gereinigt Deckgläser aus Ethanol und fügen Sie ein Deckglas pro Vertiefung einer 12-Well-Zellkulturplatte mit sterilisierten Pinzette.
    6. Waschdeckgläser zweimal mit sterilem Wasser (1 ml / Vertiefung). Dann waschen Sie einmal mit sterilem PBS.
  2. Beschichtung der Deckgläser
    1. PBS zu entfernen und fügen Sie 500 ul / 2x PLO (verdünnt in PBS). Inkubation für 4 Stunden bei 37 ° C im CO 2-Inkubator.
    2. Entfernen Sie die PLO-Lösung und waschen 3x mit sterilem PBS.
    3. PBS zu entfernen und fügen Sie 500 ul / 20% IFBS / 1 g / ml Laminin. Inkubieren über Nacht bei 37 ° C im CO 2-Inkubator.
  3. Ausplattieren der Zellen für Immunfluoreszenz
    1. Entfernen Beschichtungsmedium von 12-Well-Platten.
    2. Fügen 900,000 Zellen / Vertiefung in 2 ml Volumen und Wachstum der Zellen bei 37 ° C im Brutschrank. Zellen können in Kultur bis zu 15 Tage ohne Mediumwechsel gehalten werden.
  4. Immunfärbung
    1. Entfernen Medium von 12-Well-Platten und Waschen mit 500 ul / well DMEM vorgewärmt auf 37 ° C.
    2. Gib 500 ul / Vertiefung DMEM vorgewärmt auf 37 ° C, dann fügen vorsichtig 160 ul / Vertiefung von 8% Paraformaldehyd (PFA, 2% Endkonzentration) und Inkubation für 10 min bei 37 ° C aufweist.
    3. PFA entfernen und waschen 3x mit PBS / 0,1 M Glycin für 10 min.
    4. PBS zu entfernen, fügen Sie 300 ul / PBS / 0,05% Triton X-100/20% Ziegenserum und Inkubation für 30 Minuten bei Raumtemperatur.
    5. Medium entfernen, werden 300 ul / Vertiefung von primärem Antikörper, verdünnt in PBS / 0,05% Triton X-100/1% Ziegenserum und Inkubation für 2 Stunden bei Raumtemperatur. Primäre Antikörper, die zum Nachweis von dopaminergen Neuronen und Charakterisierung der Kultur verwendet werden können, sind in der Tabelle angegebenen Materialien. Halten1 auch ohne primären Antikörper für Hintergrund der verschiedenen Sekundärantikörper zu bewerten.
    6. Medium entfernen und waschen 3x mit PBS / 0,2% Gelatine für 10 min.
    7. Medium entfernen, werden 300 ul / Vertiefung des sekundären Antikörpers, verdünnt in PBS / 0,05% Triton X-100/1% Ziegenserum und Inkubation für 1 h bei Raumtemperatur im Dunkeln. Sekundärantikörper verwendet werden, in der Tabelle angegebenen Materialien.
    8. Medium entfernen und waschen 3x mit PBS / 0,2% Gelatine für 10 min.
    9. Medium entfernen und waschen 3x mit PBS.
    10. Montieren Sie die Deckgläser auf Glasobjektträgern Zellseite nach unten in einem Tropfen Vectashield. Halten Sie die Folien bei Raumtemperatur über Nacht, um die Montage Medium trocknen lassen, dann speichern Sie sie bei 4 ° C.
    11. Erwerben Sie Bilder mit einem konfokalen Mikroskop oder einem Phasenkontrast Epifluoreszenz ausgestattet. Repräsentative Bilder wurden mit einem Leica SP2 UV konfokalen Mikroskop erfasst.

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Ergebnisse

Eine illustrierte Flussdiagramm der Mittelhirn-Kultur Schritte ist in Abbildung 1 dargestellt. Kurz gesagt, nach dem Sammeln von E13.5 Embryonen von einer schwangeren Schweizer Maus, Ventralmesenzephalons von der gesamten Embryo seziert. Die isolierten Gehirnfragmente werden nacheinander auf die enzymatische Verdauung und mechanische Dissoziation eingereicht. Dissoziierten Zellen werden durch Zentrifugation pelletiert, in Kulturmedium resuspendiert und in vorbeschichteten 12 oder 24-Well-Platten ausplat...

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Diskussion

Dieses Protokoll stellt die Verfahren und Reagenzien notwendig, eine Primärkultur von Mittelhirnneuronen von der embryonalen Maus und der Immunfluoreszenz-Verfahren zu dopaminergen Neuronen zu erkennen vorzubereiten. Kritische Schritte des Verfahrens sind die Dissektion der Embryonen und die mechanische Dissoziation der Fragmente gesammelt Gehirn. Hochwertige Dissektionsinstrumente hilft, die Technik zu beherrschen Dissektion. DA-Neuronen bilden einen kleinen Teil des Mittelhirns. Dementsprechend sammelt den rechten Tei...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Unterstützt durch Zuschüsse von CNRS und INSERM. PM bedankt sich für die Unterstützung durch die Fondation pour la Recherche Médicale en France (Equipe FRM 2009). SC bedankt sich für die Unterstützung durch die Fondation de France.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Fötales RinderserumLonza14-801F
DMEM 4,5 g/L Glukose mit L-GlutaminLonzaBE12-604F
0,05% Trypsin-EDTA (1x), phenolrotLife Technologies25300-054
Penicillin-Streptomycin (10.000 U/ml)Life Technologies15140122
L-Glutamin, 200 mM LösungLife Technologies
Dulbecco' s Phosphatgepufferte KochsalzlösungSigma-Aldrich D8537
Dulbecco' s Modifizierter Adler" s Medium/Nährstoff-Gemisch F-12 SchinkenSigma-Aldrich D0547Pulver
Laminin - 1 mg/ml in Tris gepuffertem NaClSigma-Aldrich L2020
Poly-L-OrnithinhydrobromidSigma-Aldrich P3655
Insulin aus der Bauchspeicheldrüse des SchweinsSigma-Aldbsp;I5523
Apo-Transferrin humanSigma-Aldbsp;T1147
PutrescindihydrochloridSigma-Aldrich P5780
ProgesteronSigma-Aldrich P8783
NatriumselenitSigma-Aldbsp;S5261
HEPESSigma-Aldrich H4034 
GlycinSigma-Aldrich G7126Stammlösung 1 M in Wasser
GelatineSigma-Aldrich G9391Stammlösung 2% (w/v) in Wasser
Triton X-100Sigma-Aldrich T8532
Paraformaldehyd 16% in WasserElektronenmikroskopie SciencesRT 15710-S
Natriumbicarbonat (NaHCO3)Merck Millipore106329
D(+)-Glucose, MonohydratMerck Millipore4074-2
Salzsäure - c(HCl) = 1 mol/L (1 N) TitripurMerck Millipore109057
Steriles Wasser - Aqua B. BraunBraun Braun
Ethanol absolut NORMAPUR AnalysenreagenzVWR20821.321
Sterile PetrischalenVWR82050-566
Pasteurpipetten Normalglas - Wilhem Ulbrich GdbR.VWR612-2297
Zählkammer MalassezVWR631-0975
Serum Acrodisc Spritzenvorsatzfilter mit Supor Membran, steril, GF/0,2 & Mikro; m, 37 mmPALL Life science4525
Chirurgische Schere - Gerade, scharf-scharf, 14,5 cm langFine Science Tools14002-14Zum Öffnen der Bauchdecke
Schere - Gerade, spitz, filigran, 10 cm langMORIA4877AZum Öffnen der Gebärmutterwand
Pinzette - Gebogene, übliche, gezackte Kiefer 1 mmMORIA2183Zur Manipulation von
EmbryonenVannas Schere - Gebogene, spitze, 7 mm KlingenMORIAMC50Zum Herausnehmen des Mesencephalons
Ultrafeine Pinzette - Gebogen, zart, 13 cm langMORIA9987Zur Entfernung von Hirnhäuten
BD BioCoat Poly-D-Lysin 24-Well-Multiwell-PlattenBD Bioscience356414
BD Falcon 12-Well-Zellkulturplatte, flacher Boden mit DeckelBD Bioscience353043
SuperFrost Objektträger, geschliffene Kanten 90ºMENZEL-GLÄ SERAG00008032E
Präzisions-Deckgläser Stärke Nr. 1,5H rund 18 mm & Oslash;MARIENFELD117580
Polyklonaler Kaninchen-Anti-Mikrotubuli-assoziiertes Protein 2 (MAP2)-AntikörperChemicon MilliporeAB56221/200
Monoklonaler Maus-Anti-Glutamat-Decarboxylase (GAD67)-Antikörper, Klon 1G10.2Chemicon MilliporeMAB54061/400
Monoklonaler Ratten-Anti-Dopamin-Transporter (DAT)-Antikörper, Klon DAT-Nt Chemicon MilliporeMAB3691/500
Monoklonaler Maus Anti-5-HT Antikörper1/8.000 - Großzügiges Geschenk von Yves Charnay (Schweiz, Yves.Charnay@hcuge.ch)
Ziegenserum, Neuseeland HerkunftLife Technologies16210-064
Alexa Fluor 405 Ziege Anti-Kaninchen IgG (H+L) AntikörperLife TechnologiesA-315561/200
Alexa Fluor 488 Ziege Anti-Maus IgG (H+L) AntikörperLife TechnologiesA-110011/1.000
Alexa Fluor 594 Ziege Anti-Ratte IgG (H+L) AntikörperLife TechnologiesA-110071/1.000
VECTASHIELD HardSet EindeckmediumVector LaboratoriesH-1400
StereomikroskopCarl Zeiss MikroskopieStemi-2000C
Bunsenbrenner FIREBOYVWR451-0136
25030123

Referenzen

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