Intracerebroventricular Viral Injektion der Neonatal Maus Gehirn für anhaltenden und verbreiteten Neuronale Transduction

Zusammenfassung

Hier demonstrieren wir eine Technik zur weit verbreiteten neuronalen Transduktion durch intraventrikuläre Injektion von Adeno-assoziierten Viren in das neonatale Mausgehirn. Diese Methode bietet eine schnelle und einfache Möglichkeit, eine lebenslange Expression von viral transportierten Transgenen zu erreichen.

Zusammenfassung

Mit dem Tempo der wissenschaftlichen Fortschritt zu beschleunigen schnell, werden neue Methoden zur experimentellen Neurowissenschaften benötigt, um die Genexpression im Gehirn von Mäusen schnell und einfach zu manipulieren. Hier beschreiben wir eine Technik zuerst von Passini und Wolfe für die direkte Lieferung von intrakraniellen viral-kodierte Transgenen in der Neugeborenen-Gehirn der Maus eingeführt. In seiner einfachsten Form benötigt das Verfahren nur einen Eiskübel und ein Mikroliter-Spritze. Jedoch kann das Protokoll auch für die Verwendung mit der stereotaktischen Rahmen angepasst ist, um Konsistenz für Forscher neu in der Technik zu verbessern. Das Verfahren beruht auf der Fähigkeit des Adeno-assoziierten Virus (AAV), frei von den Hirnkammern bewegen in das Hirnparenchym, während die ependymale Futter ist immer noch in der ersten 12-24 h nach der Geburt unreif. Intraventrikuläre Injektion von AAV in diesem Alter weit verbreitet Ergebnisse Übertragung von Nervenzellen im Gehirn. Ausdruck beginnt innerhalb weniger Tage der Injektion und hält für die lifetime des Tieres. Virustiter eingestellt werden, um die Dichte der transduzierten Neuronen steuern, während die Co-Expression eines fluoreszierenden Proteins ist eine notwendige Beschriftung der transduzierten Zellen werden. Mit der steigenden Verfügbarkeit von viralen Kernanlagen, sowohl off-the-shelf, abgepackte Reagenzien und individuelle Viruspräparat zu schaffen, bietet dieser Ansatz eine zeitnahe Verfahren zur Manipulation der Genexpression im Gehirn der Maus, die schnell, einfach und weit weniger teuer ist als traditionelle Keimbahntherapie.

Einleitung

Traditionelle Methoden zur Modifizierung von neuronalen Genexpression erfordern zeitaufwendig und teuer Keimbahnmanipulationen. Alternative de novo-Ansätze wie in utero Elektroporation oder stereotaktische Injektion lentiviralen ergeben schnellere Ergebnisse und sind weniger teuer, haben aber den Nachteil, dass komplexe chirurgische Intervention ^1-3. Darüber hinaus hat die Transgen-Expression einen begrenzten räumlichen Bereich mit diesen Methoden. Hier beschreiben wir eine schnelle, einfache und kostengünstige Methode für die weit verbreiteten neuronalen Manipulation über intraventrikuläre Injektion von Adeno-assoziierte Viren (AAV) in der Neugeborenen-Gehirn der Maus. Das Verfahren wurde von John Wolfe und Marco Passini 2001, wo sie vorgeschlagen kleinen Teilchengröße von AAV gestattet es, innerhalb des Rückenmarksflüssigkeit diffundieren, wie es geht aus den lateralen Ventrikel durch die unreifen Ependymzellen Schranke und in das Hirnparenchym ^{4, 5.} Intraventrikuläre Injektion von AAV in der fIRST 24 Stunden nach der Geburt Ausbeuten verbreiteten viralen Transduktion von neuronalen Teilmengen spannt jede Region des Gehirns, von den Riechkolben des Hirnstamms ^6,7. Viral geliefert Transgene exprimiert und innerhalb weniger Tage nach Injektion aktiv und bleiben bis zu einem Jahr nach Transduktion. Somit ermöglicht dieses vielseitige Manipulation von Studien der frühen postnatalen Entwicklung des Gehirns von Alterung und Degeneration in der Erwachsenen.

Bei der Anpassung der Technik für unsere spezielle experimentelle Bedürfnisse wir uns hauptsächlich auf AAV8 Serotyp konzentriert, weil es am effizientesten Wandler Neuronen ^6. Wir zeigen, dass virale Titer verdünnt, um die Dichte der transduzierten Neuronen für Experimente Testzellengrenz Folgen genetische Manipulation zu steuern. Darüber hinaus zeigen wir, dass die beiden Viren konnte gemeinsam injiziert, um die Expressionsmuster, die in Richtung unterschiedliche oder überlappende Gruppen von Neuronen vorgespannt sind, zu erzeugen, in Abhängigkeit von den für die gewählte Serotypenvirale Verpackungs. Unsere Arbeit erweitert die Vielseitigkeit dieser Technik zum Einsatz in einem breiten Spektrum von experimentellen Neurowissenschaften-Einstellungen.

Protokoll

Führen Sie alle Verfahren und Protokolle mit Tieren in Übereinstimmung mit den National Institutes of Health Guide für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Die hier beschriebenen Verfahren wurden überprüft und vom Baylor College of Medicine Institutional Animal Care und Use Committee genehmigt.

Replikationsinkompetent Adeno-assoziierte Virus (AAV) Vektoren für Trans Lieferung im Gehirn von Nagetieren sind für Biosafety Level 1 zugelassen. Finden Sie auf der CDC-Website für die US-Regierung die Veröffentlichung "Biosafety in Microbiology and Biomedical Laboratories (BMBL)", die besondere Anforderungen an einen angemessenen Schutz und Viren Verfahren für den Umgang Details. Bei den örtlichen Veterinär und Umweltsicherheit Personal an institutionelle spezifischen Anforderungen an Verfahren unter Verwendung von Viren zu lernen. Vorschriften über Verfahren Zimmer, Quarantäne, und die Identifizierung von Biohazard Käfige variieren in Institutionen.

1. Vorauspare P0 Pups und Pflegemütter

1. Bieten hohen Fettfutter für alle schwangeren Frauen und still um den Energiebedarf der Zucht und Stillzeit zu unterstützen.
2. In den Abend, die Einrichtung eines Zuchtkäfig, indem ein oder zwei gesunde Weibchen in den Käfig eines einzigen Wohnsitz männlich. Am folgenden Morgen, überprüfen Sie die Frauen für einen Gegenstecker, und trennen die Weibchen von den Männchen, wenn ein Stecker vorhanden ist.
   1. Verwenden Sie Pflegemütter zu Welpen von einem genetischen Hintergrund mit schlechten mütterlichen Eigenschaften (zB C57BL / 6 oder C3HeJ) zu erhöhen. Pflegemütter akzeptieren Welpen aus einem anderen Wurf, wenn die übertragenen Welpen werden innerhalb von vier Tagen von eigenen Wurf der Pflegemutter geboren.
   2. Eine separate Steck Käfig mit ICR oder FVB Frauen neben den experimentellen Züchter, so dass die beiden Gruppen von Frauen liefern in etwa die gleiche Zeit eingestellt.
3. Weibchen werden in 19 ± 1 Tagen ab dem Stecker Termin zu liefern, abhängig von der Hintergrundstamm. Drei Tage vor delivery (16 Tage nach dem Datum Stecker), legen Sie die schwangere Frau in einen sauberen Käfig mit frischem Nistmaterial und eine überdachte Unterstand.
4. Überprüfen Sie für neugeborene Welpen zweimal täglich ab 2 Tage vor dem voraussichtlichen Liefertermin (17 Tage nach dem Plug Datum). Untersuchen Sie den Käfig mit Mindest Stress für die Mütter von spähen durch den Boden auf die Anwesenheit von rosa Neugeborenen. Mäuse liefern in der Regel Jungtiere am Morgen, aber in seltenen Fällen wird am Nachmittag zu liefern.
5. Planen, Injektionen durchführen, sobald die Welpen Krankenpflege (was sich durch sichtbare Milchflecken sein wird), oder innerhalb von 6 Stunden der Geburt, je nachdem, was zuerst eintritt.

2. Bereiten Sie Material für Injektion

1. Bereiten Sie eine 10 ul Injektionsspritze mit einer 32 G-Nadel für allgemeine P0 Neugeborenen. Bei Durchführung stereotaktische Injektion, montieren Sie die Spritze auf die Manipulatorarmes.
2. Bei Verwendung eines stereotaktischen Rahmen für Injektionszwecke, kühlen die Neugeborenen-Bühne, um 4-8 ° C durch Zugabe von 100% Ethanol und Trockeneis auf dem Behälter an dem vorderen Ende des Blocks. Die Temperatur über 1 ° C zu halten, um Erfrierungen der Jungtiere zu vermeiden.

3. Bereiten Viral Verdünnungen zur Injektion

1. Bereiten Sie eine 1% Trypanblau-Lösung (20x Lager).
2. Bereiten 5-25 ul Aliquots Adeno-assoziierte Viren (AAV) stock in einer Klasse 2 Biosicherheitswerkbank. Zeigen diese Aliquots bei -80 ° C für zukünftige Verwendung. Vermeiden Sie zusätzliche Frost-Tau-Zyklen, wie dies bewirkt, dass das Virus auf Übertragung Wirksamkeit zu verlieren.
3. Entfernen Sie einen aliquoten Teil AAV aus dem -80 ° C Gefrierschrank und auf Eis zu tauen.
4. Vorbereiten des viralen Injektionslösung durch Verdünnen des Virus in eiskaltes 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS). Beginnen mit einer zehnfachen Verdünnungsreihe ^(10. Oktober-10. August Viruspartikel / Hemisphäre) für die anfängliche Optimierung des Übertragungsmusters.
5. Hinzufügen 20x Trypanblau in die AAV-Lösung bis zu einer Endkonzentration von 0,05%.

4. Inszenierung des Neugeborenen Welpen zur Injektion

1. Legen Sie eine kleine Aluminiumplatte auf Eis abkühlen. Legen Sie ein trockenes Wischen Aufgabe auf der Platte, um die Haut des Welpen aus dem kalten Metall zu schützen. Dies dient als eine flache kalten Oberfläche für Anästhesie und Einspritzen der Welpen.
2. Bereiten Sie eine Erwärmung Pad geeignet für die Aufbewahrung neugeborenen Mäusen warmen vor und nach der Injektion.
3. Sobald die neugeborenen Welpen haben, Krankenschwester begonnen, entfernen Sie etwa die Hälfte von ihnen aus dem Käfig und lassen Sie die andere Hälfte bei der Mutter. Legen Sie die gesammelten Welpen auf dem Pad Erwärmung während der Warte Injektion.
   HINWEIS: Wenn die biologische Mutter nicht für die Welpen kümmern, entfernen Sie die gesamte Streu aus dem Käfig sofort und setzen die Welpen auf eine Erwärmung Pad der Injektion zu erwarten. Diese Situation kann mit dem ersten Wurf zu C57BL / 6 Weibchen oder mit anderen Inzucht-Stämme, die schlechte Zucht Eigenschaften haben ergeben geboren. In dieser Situation wird Milchflecken nicht neugeborenen Jungen sichtbar.
4. Übertragen ein Junges von der Erwärmung Pad auf den kalten Metallplatte zu Unterkühlung Anästhesie zu induzieren. Warten Sie 2-3 Minuten für den Welpen voll narkotisierten zu werden. Anästhesie bestätigen sehr leicht zusammendrücken eine Pfote und Monitor für mangelnde Bewegung oder Atmung.

5. Die Injektion von AAV in neugeborenen Mäusen

1. Freihand intrakranielle Injektion von AAV in neugeborenen Mäusen:
   1. Last 5 ul verdünnte AAV mit 0,05% Trypanblau in die Injektionsspritze.
   2. Wischen Sie den Kopf des narkotisierten Hund mit einem Wattestäbchen in 70% Ethanol getränkt.
   3. Identifizieren der Einspritzstellen an 2/5 der Abstand von der Lambda-Naht an jedes Auge. Eine Alternative Injektionsstelle befindet sich ca. 0,8-1 mm lateral von der Pfeilnaht, auf halbem Weg zwischen Lambda und Bregma. Diese Landmarken sind durch die Haut bei P0 sichtbar.
   4. Markieren Sie die Injektionsstelle mit einem nicht-toxischen Labor Stift.
   5. Halten Sie die Spritze mit der Skala für moni sichtbarchungs das Volumen der Lösung verteilt.
   6. Sicherzustellen, dass der Daumen die Oberseite des Kolbens zu erreichen. Dann entfernen Sie den Daumen vom Kolben während der Positionierung der Nadel zu vermeiden, versehentlich Abgabe Virus.
   7. Finden eine bequeme Position, um den Arm für die Injektion, indem Sie den Ellenbogen auf die Bank und lehnte den Arm auf dem Eis Eimer stemmen.
   8. Legen Sie den Welpen auf seiner Seite mit dem Kopf direkt unter der Spritze. Drehen Sie den Kopf des Welpen, so dass die markierten Injektionsstelle nach oben, und sanft, aber diese Position mit einer offenen Hand fest zu halten.
   9. Halten Sie die Spritze senkrecht auf der Oberfläche des Schädels und die Nadel an der markierten Injektionsstelle bis zu einer Tiefe von ca. 3 mm. Injizieren der Nadel, bis der Widerstand leicht abnimmt, was anzeigt, dass die Nadel in den lateralen Ventrikel eingedrungen. Wenn ein Referenz benötigt wird, markieren 3 mm von der Spitze der Nadel mit nicht-toxischen ausgestattet. Stellen Sie die Injektionstiefe für Welpen Größe und Belastung auf der Grundlage Farbstoff targeting der Ventrikel.
   10. Die Spritze fest, so dass der Kolben niedergedrückt wird, ohne den Nadel weiter in das Gehirn. Wenn die Injektion in den Thalamus verschoben wird, wird die Virusausbreitung stark eingeschränkt werden.
   11. Beginnen Sie langsam injizieren Virus während der Überwachung des Volumens aus der Spritze verzichtet. Verwalten ein Volumen von maximal 2 ul in jede Kammer. Wenn die Nadel in der richtigen Position, wird der Farbstoff zu verbreiten, um die Herzkammer zu füllen.
   12. Ziehen Sie langsam die Nadel.
   13. Lassen Sie die erste Injektionsstelle vor der Injektion zu der anderen Hemisphäre zu schließen.
       HINWEIS: spritzen nicht der gleichen Stelle mehr als einmal. Wiedereinsetzen der Nadel Kräfte Virus, das bereits eingespritzt wurde austreten und verursacht Verletzungen oder zum Tod des Welpen.
   14. Spritzen Sie die kontralateralen Ventrikel mit dem gleichen Verfahren.
2. Stereotaktische Injektion von AAV in neugeborenen Mäusen:
   1. Last 5 ul verdünnte AAV mit 0,05% Trypanblau into der Injektionsspritze durch den stereotaktischen Manipulator statt.
   2. Legen sanft den Kopf des Welpen zwischen dem Ohr Bars von der Neugeborenen-Rahmen. Stellen Sie sicher, der Kopf ist Ebene in der Y-Achse (vorne nach hinten) durch Überprüfung, dass die Linie zwischen Lambda und Bregma parallel zur Bühne. Stellen Sie sicher, der Kopf ist in der Ebene X-Achse (Seite zu Seite), indem Sie, dass eine gedachte Linie zwischen den Ohren, oder eine Linie zwischen den Augen, ist parallel zu der Bühne.
   3. Wischen Sie den Kopf des narkotisierten Welpen mit einem Wattestäbchen in 70% Ethanol getränkt.
   4. Verwenden Sie den stereotaktischen Manipulator, um die Spritze oben Lambda positionieren und dann die Null X und Y-Koordinaten. Bewegen Sie die Arme, um stereotaktischen (X, Y) = (0,8, 1,5) mm für Standard-P0 Welpen.
      HINWEIS: Pup Größe und stereotaktischen Koordinaten können durch den Stamm und Alter variieren. Einzustellen Koordinaten bezogen auf Farbstoff Injektionen benötigt, um die lateralen Ventrikel Ziel.
   5. Langsam senken Sie die Nadel in der Injektionsstelle. Die Oberfläche des Schädels wird indHNO und dann freigeben, sobald die Nadel in die Haut eingedrungen ist. Kanüle zurückziehen, bis der Schädel wieder seine normale konkave Form, aber halten Sie die Abschrägung der Nadel unter die Haut. Null die Z-Koordinate an dieser Stelle.
   6. Führen Sie die Nadel bis Z = -1.7 mm und dann auf -1,5 mm zurückzuziehen.
   7. Langsam injizieren das Virus. Jede Hemisphäre bis zu 2 ul der Lösung annehmen.
   8. Halten Sie die Spritze in Platz für 30-60 Sekunden nach Abschluss der Injektion und dann langsam die Nadel über 1-2 min zurückzuziehen.
   9. Wiederholen der kontralateralen Hemisphäre mit negativen Koordinaten in der X-Achse für die Injektionsstelle.
      HINWEIS: Alternative Koordinaten für die Injektion sind (X, Y, Z) = (0.8, 2.0, -1.5) mm und (1.2, 1.0, -1.5) mm. Führen Sie die erste Injektion bei (0,8, 2,0), dann zu (0,8, -2,0), (1.2, 1.0) und schließlich (1.2, -1.0) zu bewegen. Injizieren 1 ul Lösung an jedem Ort, für eine Gesamtzahl von 2 ul pro Hemisphäre. Bewegen sich schnell zwischen den Injektionen, um das Verfahren in les vervollständigens als 10 min.

6. Post-Injektion Pflege

1. Nach Abschluss Injektionen in beiden Hemisphären, legen Sie den Welpen wieder auf die Erwärmung Pad, bis seine Körpertemperatur und Hautfarbe, den normalen und der Welpe sich zu bewegen beginnt.
2. Wenn Sie die biologische Mutter, die injiziert Neugeborenen stillen, kehren die injizierten Welpen auf die biologische Mutter, nachdem sie erholen normale Bewegung. Die restlichen nicht-injizierten Welpen auf die Warmhalteauflage. Wiederholen Sie den Vorgang, bis alle Mäuse injiziert wurden.
3. Wenn Sie eine Pflegemutter, um die injizierten Neugeborenen stillen, übertragen alle injiziert Welpen auf die Pflegemutter für die Pflege nach der sie sich erholen normale Bewegung.
   1. Entfernen Sie die meisten oder alle der Welpen, die zu der Pflegemutter aus dem Käfig, um den Erfolg der injizierten Tiere zu gewährleisten.
   2. Wenn Welpen Pflegemutter und injiziert Welpen haben die gleiche Augen-und Hautfarbe, markieren Welpen von der Pflegemutter mit einem Labor Stift so können siespäter aus.
   3. Zeigen Welpen der Pflegemutter und einige ihrer Betten zusammen mit den injizierten Welpen. Stellen Sie sicher, dass die eingespritzten Welpen erwerben den Duft ihres biologischen Nachkommen zur Verbesserung der Akzeptanz der neuen Welpen.
   4. Legen Sie nur die injizierten Welpen zurück in die Pflegemutter in den Käfig. Keulen alle verbleibenden Welpen von der Pflegemutter.
4. Stellen Sie sicher, dass die Mutter zu Besuch und Pflege von Jungtieren die injizierten innerhalb von 10 min indem sie in den Käfig. Wenn die Mutter nicht die Welpen in dieser Zeit zu sammeln, zu übertragen Welpen zu einem anderen Pflegemutter.
5. Beschriften Sie den Käfig mit einem Biohazard Karte zu zeigen, dass es viral-injizierten Tieren enthält. Haus der Käfig in einem zugelassenen Gebiet für 72 Stunden.
6. Nach der Quarantänezeit 72 Stunden, übertragen Sie die Mutter und Welpen (aber kein Bettzeug oder andere Käfig Artikel) in einen sauberen Käfig. Führen Sie diese Übertragung innerhalb einer Ebene 2 Biosicherheitswerkbank, um die Exposition zu jeder viral kontaminierte Bettwäsche zu vermeiden. Return den sauberen Käfig mit den Tieren injiziert, um den normalen Maus Möglichkeiten.
7. Legen Sie die schmutzigen Käfig in eine Tasche Biohazard, durch Autoklavieren sterilisieren und dann den Käfig, um das Vivarium.

7. Cleanup

1. Die restlichen Virus-Lösung bei 4 ° C für die zukünftige Verwendung. Das Virus behält Transduktionseffizienz für mindestens 2 Monate bei 4 ° C ⁸ gespeichert.
2. Desinfizieren der Injektionsnadel und Spritze mit 2% Bleiche, gefolgt von wiederholten Spülungen mit deionisiertem Wasser.
3. Reinigen Sie die Arbeitsfläche mit 2% Bleichmittel, gefolgt von 70% Ethanol.
4. Sammeln Sie alle Einwegartikel einschließlich Pipettenspitzen, Rohre, Maske und Handschuhe in einem Kunststoffbeutel Biohazard. Die Entsorgung des geltenden Rechts und institutionelle Politik (dh Autoklaven oder verbrennen) erforderlich.

8. Bereiten Maus Brains for Imaging

1. Ein injiziert Maus in einer Kohlendioxid-Euthanasie Kammer bei 34 Wochen nach der Injektion. Folgen institutionellen Richtlinien für die richtige Euthanasie Verfahren. Tiere Perfusion nicht mit Paraformaldehyd, da dies die Fluoreszenzmarkierung zu löschen.
2. Entfernen Sie die gesamte Gehirn aus dem Schädel und fixieren für 3-12 h in 4% Paraformaldehyd in PBS bei 4 ° C.
3. Übertragen Sie die Fest Gehirn zu 30% Saccharose für Gefrierschutz. Inkubieren bei 4 ° C, bis das Gehirn zu Boden sinkt.
4. Sammeln Sie einen Eimer mit fein gemahlen Trockeneis. Schneiden Sie das Gehirn in der Hälfte auf der Mittellinie. Begraben die Gehirnhälften in der Trockeneis zu frieren.
5. Kühlen Sie die Mikrotom Stufe durch Zugabe von Trockeneis und 100% Ethanol.
6. Sichern Sie das Gehirn auf die Bühne mit der Mittellinie nach unten mit PBS und gefrieren lassen.
7. Schnitt durch das Gehirn bei 30-45 um Dicke mit einem Gefrierpunkt Schlittenmikrotom.
8. Ort Abschnitte in 24-Well-Platten, die Frostschutzmittellösung (250 ml Glycerin, 300 ml Ethylenglykol, 500 ml 0,1 M Phosphatpuffer, pH 7,4). Abdeckplatten with Alufolie und bei -20 ° C für die zukünftige Verwendung.
9. Sammeln Abschnitte 1-4 Brunnen und waschen 3x in PBS.
10. Mount-Schnitte auf Objektträger und Deckglas. Die Objektträger dürfen einen dunklen Ort trocknen.
11. Bild Folien mit entsprechenden Filtern für native YFP oder tdTomato, um das Virus Übertragungsmuster zu überprüfen.

Ergebnisse

Erfolgreiche intraventrikuläre Injektion Virusausbeuten weit verbreitet und robuste neuronale Ausdruck. Hier untersuchten wir die virale Transduktion unter Verwendung von YFP oder tdTomato fluoreszierende Gene unter der Kontrolle von Hühner beta-Aktin-Promotor (CBA-Promotor). Diese Konstrukte wurden in AAV8 verpackt und in die lateralen Ventrikel von neonatalen (P0) ICR-Mäusen injiziert. Hohe virale Titer ⁽¹⁰ 10 Partikel pro Hemisphäre) ergab dichte Markierung des Riechkolbens, Striatum, Großhirnrinde, Hippoc...

Diskussion

Wir haben ein vielseitiges Verfahren zum Manipulieren von neuronalen Genexpression unter Verwendung von AAV als Vehikel für die Abgabe in den weit verbreiteten neonatalen Maushirn beschrieben. Im Vergleich zu anderen Methoden der neuronalen Transgenese wie in utero Elektroporation ¹ oder stereo intrakranielle Injektion ^2,3 ist neonatalen viralen Injektion relativ einfach und unkompliziert. Die grundsätzliche Vorgehensweise ist in wenigen Minuten mit nur einem Eiskübel und ein Mikroliter-Spritze dur...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
ICR gezüchtete Mäuse	Harlan	Hsd:ICR (CD-1)	Dieser Stamm ist auch bekannt als CD-1
FVB Inzuchtmäuse	The Jackson Laboratory	1800	5-6 Wochen alt
Nestlets	Lab Supply	NESTLETS
Shepherd shacks	Lab Supply	SS-mouse
High fat Nagetier Chow	Purina Mills	PicoLab Mouse diet 20, #5058	Dies ist unser Standard-Zuchtfutter
Nagetiere (Alternative)	Harlan Laboratories	Teklad Global 19% Protein Nagetierfutter #2019S	Wenn ein niedriger Phytoöstrogengehalt erforderlich ist, autoklavierbare
Diät Injektionsspritze	Hamilton	7653-01	10 ml Spritze
Injektionsnadeln	Hamilton	7803-04, RN 6PK PT4, 0,375"	32 G, für Standard-P0-Injektionen
Metallplatte für Kryoanästhesie	McMaster Carr	8975K439	Rohe Aluminiumplatte, 6" x 12", 0,25" dick, muss in 3 gleiche Stücke geschnitten und Kanten von der örtlichen Maschinenwerkstatt geschliffen werden
Stereotaktisches Gerät für Kleintiere mit digitaler Anzeige	David Kopf Instruments	Modell 940
Universal-Spritzenhalter mit Nadelstützfuß	David Kopf Instruments	Modell 1772-F1
Rahmen für Neugeborene	Stoelting	51625	Offiziell Adapter für Maus und Neugeborenenratte genannt
Entsorgungsbeutel für Biohazard mit sterilem Indikator	VWR	14220-030	Wichtig! – Erkundigen Sie sich bei den örtlichen Veterinär- und Umweltsicherheitsmitarbeitern, um sich über Ihr Institut zu informieren. s Protokoll für die Entsorgung biologisch gefährlicher Abfälle

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