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Methodenartikel

Generierung und Pfropfen von Tissue Engineering Gefäße in einem Maus-Modell

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DOI:

10.3791/52565

⸱

18. März 2015

 ,  ,  ,  , 
1Cardiovascular Division, King's College London BHF Centre

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier zur Gewebezüchtung Gefäßimplantate, die zum Pfropfen in Mäusen durch Impfen Doppel partiell pluripotenten Stammzellen funktional erzeugen präsentieren wir ein Protokoll (PiPSC) - abgeleiteten glatten Muskelzellen und PiPSC - abgeleitete Endothelzellen auf einer dezellularisierten Gefäßgerüst Bioreaktor.

Zusammenfassung

Der Bau von Gefäßkanälen ist eine grundlegende Strategie für die chirurgische Reparatur von beschädigten und verletzten Gefäßen, die aus Herz-Kreislauf-Erkrankungen resultieren. Das aktuelle Protokoll stellt eine effiziente und reproduzierbare Strategie dar, bei der funktionelle Tissue-Engineering-Gefäßtransplantate unter Verwendung von teilweise induzierten pluripotenten Stammzellen (PiPSC) aus menschlichen Fibroblasten erzeugt werden können. Wir haben einen dezellularisierten Gefäßgerüst-Bioreaktor entwickelt, der die Matrixproteinstruktur und den Blutfluss in einem nativen Gefäß genau nachahmt, für die Aussaat von PiPSC-Endothelzellen oder glatten Muskelzellen vor der Transplantation in Mäuse. Dieser Ansatz erwies sich als vorteilhaft, da immundefiziente Mäuse, die mit den PiPSC-abgeleiteten Transplantaten transplantiert wurden, 3 Wochen nach der Operation eine deutlich erhöhte Überlebensrate aufwiesen. Dieses Protokoll stellt ein wertvolles Werkzeug für die regenerative Medizin, das Tissue Engineering und die potenziell patientenspezifische Zelltherapie in naher Zukunft dar.

Einleitung

Der Bau des vaskulären Conduits ist eine grundlegende Strategie für chirurgische Reparatur von beschädigten und verletzte Gefäße von Herz-Kreislauf- Erkrankungen resultieren. Bis heute sind in der Chirurgie Transplantatmaterialien biokompatible synthetische Polymere (Polytetrafluorethylen [Teflon], expandiertem Polytetrafluorethylen [ePTFE, Gore-Tex] oder Polyethylenterephthalat [Dacron]), allogene Transplantate, körpereigenes Gewebe (Herzbeutel oder Vena saphena) und Xenotransplantate 1. Während künstliche Transplantate (zB Gore-Tex und Dacron) werden am häufigsten verwendet, diese Materialien wahrscheinlich dazu führen zahlreiche kurz- und langfristige Komplikationen, die Stenose, Kalziumablagerung, thrombo-Embolisation und Infektionen gehören. Obwohl Patienten mit mit vorhandenen biologische Transplantate verringert thromboembolischer Ereignisse, sie immer noch Grenzen stoßen, wie sekundären Transplantatversagen und verkürzt die Haltbarkeit wegen Verkalkung Abbau 2. Daher ist trotz erheblichen Verbesserungen in der chirurgischen techniques über die Jahre, Forschern und Klinikern immer noch die Notwendigkeit zur Identifizierung der idealen Leitung für Gefäßerkrankungen belastet. In jüngerer Zeit hat sich die Forschung zur vaskulären Gewebetechnik, ein Konzept, bei dem Zellen in biologisch abbaubare Gerüst eingebaut, mit dem Ziel, einen biomimetischen Umgebung, die eine funktionelle Gefäß zur erfolgreichen Pfropfung 1 verkörpert erzeugt. Grundsätzlich ist der Erfolg der Gefäßkonstrukte hängen von drei wesentlichen Komponenten; Zellen, die das Gerüst, das heißt, eine Endothelzelle innere Schicht und eine glatte Muskelzellschicht, ein Gerüst, das die entsprechende extrazelluläre Matrix auf vergleichbare mechanische Eigenschaften der nativen Vaskulatur bereitzustellen, und das Molekular / zelluläre Signalübertragung, das zur Initiierung / Regel erforderliche umfassen Reparatur.

Langzeittransplantatdurchgängigkeit und nachhaltige Entwicklung der neo-Gewebe sind in hohem Maße auf effektive Zellaussaat von Gerüsten, thereby Rendern der Entscheidung des Zelltyp von entscheidender Bedeutung. Mehrere Berichte zeigen die Verwendung von reifen Endothelzellen und glatte Muskelzellen aus verschiedenen Quellen, um Leitungen 3-6 kleinen Durchmesser zu entwickeln. Obwohl vielversprechend, um das Fehlen einer ausreichenden autologen Gefäße erhalten reifen Endothelzellen und glatte Muskelzellen vor eine erhebliche Belastung. In jüngerer Zeit haben Stammzellen aus verschiedenen Quellen für Gefäßgewebe-Engineering-Anwendungen genutzt. Tat eine Vielzahl von Stammzelltypen einschließlich embryonaler Stammzellen 7, pluripotenten Stammzellen (iPS) 8,9, PiPSC 10,11, Knochenmark stammenden mononukleären Zellen 12, mesenchymale Stammzellen 13, endotheliale Vorläuferzellen und adulte Gefßwand -abgeleiteten Stammzellenantigen-1 (Sca-1) + Stammzellen / Vorläuferzellen 14,15 wurden alle gezeigt, dass sie in der Lage, die Differenzierung werden entweder funktionelle Endothelzellen oder Zellen der glatten Muskulatur als Antwort auf definierten Medien undKulturbedingungen. Darüber hinaus machen die unbegrenzte Selbsterneuerungsfähigkeit der Stammzellen ihnen bessere Kandidaten Gegensatz reifen Endothelzellen und glatte Muskelzellen, die nur für eine begrenzte Anzahl von Malen teilen können vor einer Wachstumsarrest und Seneszenz.

Die Auswahl der Gerüstmaterial für eine erfolgreiche Gewebezüchtung Behälter erzeugen für die Veredelung von mehreren Faktoren abhängig, wie Biokompatibilität, biomechanischen Eigenschaften und Geschwindigkeit des biologischen Abbaus. Grundsätzlich verwendeten Materialien, um Gerüste für Transplantate erstellen sollten biologisch abbaubar sein und wird nicht gemountet unnötige Empfänger Immunantworten. Darüber hinaus müssen sie eine geeignete Porosität und Mikrostruktur für die Zellanheftung und anschließende Überlebens umfassen. Bis heute sind die am häufigsten für Gerüste in vaskulären Gewebetechnik verwendeten Materialien umfassen Polymere von Polyglykolsäure, Polymilchsäure und Poly-ε-caprolacton 16. In jüngerer Zeit haben dezellularisierten biologischen Materialienauch mit einigem Erfolg angewendet. Mehrere Labors haben gezeigt, dass der Aussaat dezellularisierte Mensch, Hund oder Schwein Gefäße mit patienteneigenen Zellen ein biologischen Transplantats, die Blutgerinnung und Intimahyperplasie 17-19 widerstanden. Andere Strategien in der Gefäß Tissue Engineering sind extrazellulären Matrixproteinen basierenden Gefäßprothesen zB Aussaat Zellen in Fibrin-Gel 13 und das Erzeugen Zellschichten ohne Stützträger 20, 21.

Die aktuelle Protokoll zeigt die Differenzierung von humanen PiPSC in funktionelle Endothel- und glatte Muskelzellen, die Erzeugung von einem Bioreaktor, bestehend aus einer dezellularisierten Gefäßgerüst funktionelle PiPSC abgeleiteten Gefäßzellen beherbergen, und Pfropfen der Gewebezüchtung Gefäßen in severe combined immunodeficiency (SCID ) Mäusen. PiPSC sind eine optimale Zelltyp für das Tissue Engineering von Gefäßtransplantaten zu verwenden, da diese Zellen nicht-Tumoren in Mäusen bilden oder ethische undallo-Immunantworten. Darüber hinaus haben wir gezeigt, dass die Strategie zur Erzeugung von pips-Endothelzellen und Zacken-glatten Muskelzellen ist effiziente und reproduzierbare 10,11. Danach haben wir eine dezellularisierte Gefäß für die Aussaat von PiPSC abgeleiteten Gefäßzellen, um die Matrixproteine, die in einem nativen Gefäß existiert genau imitieren und somit eine Verbesserung Pfropfen und Überleben Wirksamkeit. Ferner die Dezellularisierung der Gefäße vor PiPSC Aussaat verhindert das Auftreten von entzündlichen Reaktionen, die durch Immunzelltypen montiert, wie Makrophagen. Noch wichtiger ist, hat das Protokoll nicht nur stellen eine Methode zur Erzeugung von vielversprechenden Gefäßleitungen für die Übersetzung in Menschen, sondern auch eine wertvolle Hilfe von Studium und Verständnis der molekularen Mechanismen, die Gefäßgeweberegeneration durch Mausmodellen zu regieren.

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Protokoll

Führen Sie alle Tierversuche nach Protokollen des Institutionellen Ausschusses für Benutzung und Pflege von Labortieren zugelassen.

1. Vorbereitung der Nährmedien

  1. Make Kulturmedien für den menschlichen Fibroblastenzelllinie CCL-153: F-12K-Medium, das 10% fötales Rinderserum (FBS) und 100 U / ml Penicillin und Streptomycin.
  2. Stellen Reprogrammierung Medien für PiPSC Generation: Knockout Dulbeccos modifiziertem Eagle-Medium (DMEM), das 20% Knockout Serum Replacement, 0,1 mM β-Mercaptoethanol, 0,1 mM Minimum Essential Medium (MEM) Non-essentiellen Aminosäuren, 10 ng / ml Grund Fibroblasten-Wachstumsfaktor 2 (bFGF-2) und 100 U / ml Penicillin und Streptomycin. Frisch jedes Mal hinzufügen bFGF-2, bevor Sie die Medien.
  3. Make Differenzierungsmedium (DM) zu der glatten Muskelzellen induzieren (SMC) Differenzierung: α-MEM-Medium, enthaltend 10% FBS, 0,1 mM β-Mercaptoethanol, 100 U / ml Penicillin und Streptomycin und 25 ng / ml Blutplättchen-Wachstumsfaktor(PDGF-ββ).
  4. Make Endotheldifferenzierung Medien (EC-DM) von Endothelzellen (EC) Differenzierung zu induzieren: Endotheliale Wachstumsmedien-2 (EGM-2) Medien, die 50 ng / ml Vascular Endothelial Growth Factor (VEGF) und 100 U / ml Penicillin und Streptomycin.

2. Reprogramming menschlichen Fibroblasten in Teilweise induzierte pluripotente Stammzellen (PiPSC)

  1. Kultur menschlichen Fibroblasten-Zelllinie CCL-153 auf 0,04% Gelatinelösung beschichtet Kolben in Kulturmedium.
  2. Passage-Zellen alle 3 Tage in einem Verhältnis von 1: 6. Verwenden Sie vor dem Durchgang 9 Zellen für eine optimale Effizienz der PiPSC Generation. Die Zellen sind bereit für die Transfektion bei Erreichen von 80 bis 90% Konfluenz.
  3. Linearisieren polycistronischen Plasmid pCAG2LMKOSimO enthaltend 4 Reprogrammierungsfaktoren Octamer bindenden Transkriptionsfaktors 4 (OCT4) SOX2, Kruppel artigen Faktor 4 (KLF4) und C-MYC (pCAG-OSKM). Digest 5 ug Plasmid mit 5 Einheiten Restriktionsenzym PvuI 3 h bei 37 ° C. Reinigendas Plasmid mit einem kommerziellen Kit nach Herstellerprotokoll.
  4. Transfizieren 2 x 10 6 menschlichen Fibroblasten, die mit 4 & mgr; g linearisierter pCAG-OSKM Plasmid durch Elektroporation mit humanen dermalen Fibroblasten (NHDF) Nukleofektion Set nach dem Protokoll des Herstellers. Sanft Saatgut transfizierten Zellen auf Vor- 0,04% Gelatine beschichtete T25-Kolben mit 5 ml vorgewärmtem Reprogrammierung Medien.
  5. Nach 24 Stunden wechseln Medium mit Ergänzungen von 25 ug / ml Neomycin, um eine reine Population transfizierter Zellen auszuwählen.
  6. Ändern Medium jeden zweiten Tag bis zum Tag 4.
    Hinweis: Humane Fibroblasten werden PiPSC nach 4 Tagen der Umprogrammierung.

3. Differenzierung der PiPSC in Endothelzellen und glatte Muskelzellen

  1. Seed PiPSC auf Kollagen IV vorbeschichteten Schalen mit DM für 4 Tage, um die Differenzierung in SMCs induzieren. Ändern Medium jeden zweiten Tag bis zum Tag 4.
  2. Seed PiPSC auf Kollagen IV vorbeschichtete Gerichte containing Endothel-DM für 6 Tage, um die Differenzierung zu Endothelzellen zu induzieren. Ändern Medium jeden zweiten Tag bis zum Tag 6.

4. Dezellularisierte Aorta Graft Vorbereitung

Hinweis: Alle Lösungen und Geräte sollten steril sein.

  1. Opfern Sie die Maus durch Genickbruch und befestigen Sie die Maus in Rückenlage unter Dissektionsmikroskop.
  2. Durch das Brustbein und um den Brustkorb geschnitten, um die Brusthöhle zu öffnen. Entfernen Sie die Herz, Lunge und Speiseröhre, um die Aorta aus. Entfernen Sie vorsichtig die peri-Aorta Fett mit einer Pinzette.
  3. Schneiden Sie die Aorta vom vorderen Ende mit einer Schere und sanft halten Sie das Ende mit stumpfen Pinzette. Nehmen Sie die Aorta von der Wirbelsäule Spalte hinter stumpf. Alle Verzweigungs Arterien sorgfältig schließen aus der Aorta durch Ligation mit einem bipolaren Elektrokoagulator und Schneiden von dem fernen Ende der Ligation mit einer Schere.
  4. Verwenden Sie ein 5-ml-Spritze, um die Aorta Lumen mit 3 m spülenl Kochsalzlösung, enthaltend 100 U Heparin, um die Bildung von Blutgerinnseln zu verhindern.
  5. Schneiden Sie das hintere Ende der Aorta, bevor es von Verzweigungen in die Nieren. Beibehaltung der Unversehrtheit des Aorta ist das ganze Verfahren sehr wichtig.
  6. Spülen Sie die Aorta Lumen mit 5 ml 0,075% Natriumdodecylsulfat (SDS) Lösung in Phosphat-gepufferter Salzlösung (PBS) verdünnt.
  7. Weichen die Aorta in 0,075% SDS-Lösung in einer 10 cm Petrischale. Platzieren Sie die Petrischale auf einem Orbitalschüttler für 2 Stunden bei 150 Upm bei RT.
  8. Spülen Sie die Aorta Lumen mit 5 ml PBS.
  9. Weichen Sie die Aorta in PBS in einer 10 cm Petrischale. Platzieren Sie die Petrischale auf dem Orbitalschüttler für 2 Stunden bei 150 Upm bei RT. Aktualisieren PBS alle 20 min.
  10. Spülen Sie die Aorta Lumen mit 5 ml PBS.
  11. Halten dezellularisierten Transplantats Aorta in PBS bei 4 ° C für bis zu einer Woche.

5. Dual-Seeding von PiPSC und Bioreaktoranlage

Hinweis: Alle Lösungs und Geräte sollten steril sein. Führen Sie alle Vorgänge in einer Gewebekultur Kapuze.

  1. Montieren Sie den Bioreaktor Strömungskreislauf, wie in Abbildung 1 dargestellt. Schließen Sie Inkubationskammer, Medienspeicher, Schlauchpumpe und Ausgleichkammer mit Schlauch. Minimal Volumen des Mediums für den Umlauf gebraucht wird, ist 40 ml.
  2. Vorbedingung das dezellularisierte Gefäß mit Kulturmedium durch Einweichen der Aorta in DM Medium in einer 10 cm Petrischale. Platzieren Sie die Petrischale auf dem Orbitalschüttler für 1 Stunde bei 50 Umdrehungen pro Minute bei RT.
  3. Setzen Sie 1 cm Länge Nylon Rohre (OD 0,9 mm, 0,75 mm ID) in beiden Enden des dezellularisierten Gefäß unter dem Mikroskop. Binden Sie das Schiff und die Schläuche mit 8-0 Seidenfäden.
  4. Montieren Sie die dezellularisierte Aorta Graft in die Inkubationskammer durch die Einlass- und Auslasskanäle (1/32 "Schlauch) von der Kammerwand, welche die Nylonrohre. Pflegen Inkubationskammer mit 5mls mittel jedes Mal.
  5. Trypsinieren PiPSC durch Zugabe von vorgewärmtenTrypsin, um die Kulturschale zu decken und schaukeln das Gericht 10 Mal. Entsorgen Sie die Trypsin und lassen Sie das Gericht in Inkubator für 2-3 min. In vorgewärmten Kulturmedium in die Schüssel und mischen Sie das Medium mit den Zellen.
  6. Graf Zellzahl mit einer Zählkammer. Zentrifuge zwei Aliquots von Zellsuspension mit 5 x 10 5 Zellen je 5 min bei 300 x g. Saugen Sie den Überstand vollständig.
  7. Nach Absaugen der Überstand vollständig resuspendieren ein Pellet der PiPS Zellpellets in 50 ul DM. Spritzen Sie diese Zellsuspension in die dezellularisierte Gefäßlumen.
  8. Dann resuspendieren anderen PiPS Zellpellet in 100 & mgr; l Matrigel. Beim Pipettieren der Mischung auf die dezellularisierte Aorta Graft.
  9. Warten Sie 10 bis 15 Minuten, bis die Mischung in einen gelartigen Zustand und wickelt sich um den Behälter Außenfläche gleichmäßig. Füllen Sie die Inkubationskammer mit DM.
  10. Setzen Sie den ganzen Bioreaktor Einstellung in einem 5% CO 2 Inkubator bei 37 ° C. Manuelles drehen Sie den dezellularisierten Transplantats 90 ° um die Längsachse jede halbe Stunde in der ersten 2 h.
  11. Halten statischer Kultur für 12 Stunden, um die Zelladhäsion zu ermöglichen.
  12. Liefern DM durch das Lumen durch die peristaltische Pumpe an der glatten Muskulatur-Zelldifferenzierung zu induzieren. Starten anfänglichen Flussrate bei 5 ml / min und die stufenweise Erhöhung auf 20 ml / min über 24 h.
  13. Halten Sie das zirkulierende Medium Durchfluss bei 20 ml / min für 24 Stunden.
  14. Halten Sie den Medienstrom und bewegen Sie den Bioreaktor Einstellung aus dem Inkubator.
  15. Re-Samen das Lumen des Transplantats mit PiPSC. Trypsinieren, zählen und Zentrifuge 1 x 10 6 PiPSC wie in Schritten von 5,5 bis 5,6. Resuspendieren der Zellen in 50 & mgr; l EGM-2-Medium, enthaltend 50 ng / ml VEGF. Spritzen den Zellgemisch in das Lumen des Transplantats.
  16. Ändern Sie das Medium in der Inkubationskammer und Vollblutung EGM-2 Medium mit 50 ng / ml VEGF an endotheliale Differenzierung zu induzieren.
  17. Bewegen Sie den Bioreaktor Einstellung zurück auf thE-Inkubator. Hand drehen das Transplantat 90 ° alle 30 Minuten in der ersten 2 h und dann halten eine statische Kultur für 12 Stunden.
  18. Starten Zirkulationsströmung von 5 ml / min und der stufenweisen Erhöhung auf 35 ml / min. Halten der Strömungsrate auf 35 ml / min für 5 Tage. Ändern zirkulierenden und Kammer Medium jeden zweiten Tag.
  19. Ernten Sie die entwickelt Transplantat für die weitere Veredelung zu Maus.

6. Pfropfen von Doppel ausgesät PiPSC Graft in Mäuse

  1. Verwenden NOD.CB17-Prkdc scid / NcrCrl männlichen Mäusen als Gefäßtransplantat-Empfänger. Achten Sie immer darauf, dass die Mäuse sind ca. 10 Wochen alt, wiegt etwa 25 - 35 g, und in einem guten gesundheitlichen Bedingungen.
  2. Anesthetize Empfängermaus durch Verabreichung einer Kombination von Hypnorm (25 mg / kg) und Hypnovel (25 mg / kg) intraperitoneal. Bewerben Vaseline Augensalbe auf die Augen bis zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Bestätigen effiziente Betäubung, indem sichergestellt wird, dass Mäuse entspannt Muskeln und stetig zu atmen.
    1. Befestigen Sie die Maus in Rückenlage mit seinem Hals rasiert und erweitert. Verabreichen Atropinsulfat (1,7 mg / kg) in Kombination mit den Anästhetika, um sicherzustellen, dass die Atemwege der Maus klar bleibt.
  3. Bereiten Sie ein Mittellinienschnitt aus dem Unterkiefer zu Brustbein der Maus. Unter einem Binokular mit 5- bis 10-fache Verstärkung, heben Sie die richtigen Speicheldrüsen seitlich und nehmen Sie die richtige sternocleidomastoideus, um die rechte Arteria carotis communis freizulegen.
  4. Entfernen sanft angebracht Geweben, die rechte Arteria carotis communis aus dem distalen Ende zu dem proximalen Ende zu mobilisieren. Ligieren der mittlere Abschnitt der Arteria carotis communis zweimal mit einem 8-0-Seidenfaden und sezieren zwischen den beiden Bindungen.
  5. Fahren Sie durch eine Manschette aus autoklavierbarem Nylonschlauch in jedem Gefäß Ende gemacht und fixieren Sie jedes Ende mit microhemostat Schellen.
  6. Entfernen Nahtverbindungs ​​an einem Ende und einen Tropfen Heparin (100 U / ml). Unmittelbar danach invertieren das distale Ende des the Arterie, die ganze Manschette Körper bedecken und befestigen Sie den umgekehrten Gefäß mit einem 8-0 Seidennaht an der Manschette.
    1. Das Verfahren wird wiederholt, um den anderen Abschnitt der Arterie. Flush Arterie mit Kochsalzlösung, um Blutgerinnsel zu entfernen.
  7. Implantieren eine dezellularisierte Gefäßtransplantat zwischen zwei Enden der Halsschlagader durch Verschieben der dezellularisierten Gefäßenden die in den Arterien Bündchen und Befestigung mit 8-0 Seidenfäden. Entfernen Gefäßklemmen entweder endet, bevor die Bewertung der Pulsation des Transplantats.
  8. Legen Sie den rechten Speicheldrüsen wieder in seine ursprüngliche Position. Schließen der Haut an der chirurgischen Stelle mit einer unterbrochenen Naht unter Verwendung eines 6-0 Polyglactin Naht.
  9. Konsequent beobachten Vital Maus, nachdem die Prozedur abgeschlossen ist, bis es das Bewußtsein wieder. Sacrifice Empfängermäuse durch Genickbruch und Erntegefäßimplantate entweder 24 Stunden oder 3 Wochen später für weitere Analysen.

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Ergebnisse

Die erfolgreiche Generation von PiPSC wurde 4 Tage nach der bestätigten nucleofecting menschlichen Fibroblasten mit einem linea pCAG2LMKOSimO Plasmid, das 4-Transkriptionsfaktoren, OCT4, SOX2, Klf4 und c-MYC (OSKM). PiPSC zeigte eine deutlich unterschiedliche Phänotyp im Vergleich zu Fibroblasten (2A) und drückte die 4 Reprogrammierungsfaktoren an mRNA (2B) und Eiweiß (2C) Ebenen 10. Die Wirksamkeit eines PiPSC Basis Gefßtransplantat ist stark abhängig von de...

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Diskussion

Das aktuelle Protokoll wird der Ton, schnelle, einfache, effiziente und reproduzierbare Strategie, bei der funktionellen Tissue Engineering Tanks können über PiPSC aus humanen Fibroblasten erzeugt werden. Diese Technik stellt ein wertvolles Werkzeug für die regenerative Medizin, Tissue Engineering und möglicherweise patientenspezifischer Zelltherapie in naher Zukunft. Kritische Schritte, um die Wirksamkeit des Protokolls sicher umfassen die Herstellung von PiPSC, Herstellung von sterilen und voll dezellularisierten Aort...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine widerstreitenden finanziellen Interessen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde unterstützt von der British Heart Foundation und der The Oak Foundation.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Humane Fibroblasten CCL-153ATCCCCL-153Pränatale humane embryonale Fibroblasten
ATCC F-12K Medium (Kaighn's Modification of Ham's F-12 Medium)ATCC30-2004
Fötales RinderserumATCC30-2020
Knockout DMEM Medium, optimiert für embryonale StammzellenLife technologies (Gibco)12660-012
Knockout Serum Replacement LifeTechnologies (Invitrogen)10828-028
Human-Basic FGF-2 Miltenyi Biotech130-093-837
alpha-MEM mediumLebenstechnologien (Invitrogen)32571093
Human PDGFR& D System120-HD-001
Gelatinelösung 2%SigmaG1393
Plasmid 20866: pCAG2LMKOSimO (SOX2, OCT4, KLF4, C-MYC)Addgen20866
  PvuI RestriktionsenzymNew England BiolabsRO150S
SureClean PlusBiolineBIO-37047
Nucelofection Kit (NHDF Kit)LONZAVPD-1001
NeomycinSIGMAG418
KL 1500 LCD, Beleuchtung für StereomikroskopieSCHOTTKL 1500 LCDKaltlichtbeleuchtung für Stereomikroskopie
Nikon Zoom Steromikroskop SMZ800NikonSMZ800
Heparin-NatriumsalzSigmaH3393
10% SDS Stammlösung Molekularbiologie ReagenzSevern BiotechCAS 151-21-3
Dulbecco's Phosphat gepufferte KochsalzlösungSigmaD8537
Matrigel (10mg/ml)BDA6661
Schüttler IKA Vibrax mit Schüttelplattform VX 7 Jepson Bolton's, Janke& KunkelS32-102
Masterflex L/S Digitaler PumpenantriebCole-ParmerWZ-07523-80
Masterflex L/S 6-Kanal, 6-Rollen-PumpenkopfCole-ParmerEW-07519-15
Masterflex L/S große Kartuschen für PumpenkopfCole-ParmerEW-07519-75
Masterflex platinvernetzter Silikonpumpenschlauch, L/S 14, 25 ftCole-ParmerWZ-96410-14Der Schlauch geht durch die Schlauchpumpe
0,5 mm Innendurchmesser, 0,8 mm Außendurchmesser SilikonschlauchSILEXN/ASchläuche verbinden die Inkubationskammer, das Medienreservoir und die Compliance-Kammer.
Verschraubung Reduzierstück 0,5 bis 1,6, natur PolypropylinIbidi10829Adapter Anschluss über zwei Schlauchtypen
1/32" Schlauch, ID 0,01" (250µ m) Material: PEEKLabSmithT-132-010PSchlauch durch die Inkubationskammerwand, der das Transplantat mit dem Außenschlauch verbindet
Einteilige Anschlüsse LabSmithT-132-100Befestigen Sie die oben genannten Schläuche durch die Wand der Inkubationskammer
Nylonschläuche (AD 0,9 mm, ID 0,75 mm) Smiths MedicalN/ASchläuche werden in zwei Enden des Aortentransplantats
NOD eingeführt. CB17-Prkdcscid/NcrCrl MausCharles River
Chirurgische Nähte, 8-0  SeideETHICONW819
HypnormVetapharmVm21757/4000Neuroleptanalgetikum zur Anwendung bei Mäusen
Hypnovel (Midazolam)Roche59467-70-8Einleitung der Anästhesie
PräpariermikroskopCarl ZeissStemi 2000
NylonschlauchPortex LTD800/200/100/2000,65 mm Durchmesser und 1 mm Länge; zur Herstellung von Arterienmanschette
ElektrokoagulatorMartin SN 54.131Ligatur von Arterienästen an der Aorta
Bipolare MikrohämostatenzangeMartin80-91-12-04Fixation von Gefäßenden
GefäßdilatatorS& TJFX-7
GefäßdilatatorS& TJFL-3dZ
GefäßdilatatorS& TD-5aZ
Mini Applikation AESCULAPFE572K
Mikro-Hämostaten ClipsAESCULAPFE720K
Chirurgisches Nahtmaterial, 6-0 VICRYLETHICONV489
.

Referenzen

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