Herstellung, Charakterisierung und Einsatzmöglichkeiten von 3D-Tissue-Engineering Menschen Ösophagus-Schleimhaut-Modell

Summary

Diese Handschrift beschreibt die Herstellung, Charakterisierung und Anwendungsmöglichkeiten eines mittels Tissue Engineering 3D-Ösophagus-Konstrukt von normalen primären humanen Ösophagus-Fibroblasten und Plattenepithelzellen in einem de-cellularized Schweine Gerüst ausgesät vorbereitet. Die Ergebnisse zeigen die Bildung eines reifen geschichteten Epithel ähnlich dem normalen menschlichen Speiseröhre.

Abstract

Die Inzidenz von beiden Adenokarzinom des Ösophagus und seine Vorläufer, Barrett-Metaplasie, steigen schnell in der westlichen Welt. Darüber Adenokarzinom des Ösophagus hat in der Regel eine schlechte Prognose, mit wenig Verbesserung der Überlebensraten in den letzten Jahren. Dies sind schwierigen Bedingungen zu untersuchen, und es wurde ein Mangel an geeigneten Versuchsplattformen Störungen der Schleimhaut der Speiseröhre zu untersuchen.

Ein Modell der menschlichen Schleimhaut der Speiseröhre in der MacNeil Labor, welches im Gegensatz zu herkömmlichen 2D-Zellkultursystemen, fasst die Zell-Zell- und Zell-Matrix-Wechselwirkungen in vivo vorhanden ist und erzeugt ein reifes, geschichteten Epithel ähnlich der der normalen menschlichen entwickelt Ösophagus. Kurz gesagt, verwendet das Modell nicht transformierten normalen primären humanen Ösophagus-Fibroblasten und Epithelzellen innerhalb eines Schweine-abgeleiteten acellular Ösophagus-Gerüst gezüchtet. Immunhistochemische Charakterisierung dieses Modellvon CK4, CK14, Ki67 und Involucrin Färbung zeigt entsprechende Wiederholung der Histologie des normalen menschlichen Schleimhaut der Speiseröhre.

Dieses Modell bietet eine robuste, biologisch relevanten experimentellen Modell der menschlichen Schleimhaut der Speiseröhre. Es kann leicht verändert werden, um eine Reihe von Forschungsfragen auch auf die Wirksamkeit von pharmakologischen Mitteln und die Auswirkungen der Einwirkung von Umweltfaktoren wie beispielsweise Alkohol, Toxine, hoher Temperatur oder gastroösophagealen refluxate Komponenten zu untersuchen. Das Modell erleichtert auch mit herkömmlichen 2D-Zellkultur, so dass unter anderem erreichbare erweiterte Kulturperioden, die Studie über die Auswirkungen einer wiederholten Exposition eines reifen Epithel an den Agenten von Interesse für die bis zu 20 Tage. Ferner ist eine Vielzahl von Zelllinien, wie die von Speiseröhrentumoren oder Barrett-Metaplasie abgeleitet können in das Modell eingearbeitet, um Prozesse wie Tumorinvasion und Drogen responsivene untersuchenss in einer biologisch relevanten Umfeld.

Introduction

Die Schleimhaut der Speiseröhre besteht aus einem geschichteten, Plattenepithel über einer Schicht von Bindegewebe, der Lamina propria, und ist eine der ersten Websites, um aufgenommen belastenden Umweltfaktoren zu begegnen. Die Exposition gegenüber Nahrungsgifte ist in der Entwicklung von Ösophagus-Plattenepithel-Karzinom in Verbindung gebracht, während duodenogastro-Reflux ist ein kritischer Faktor in der Pathogenese von Barrett-Metaplasie, die mit einem erhöhten Risiko der Progression zu einem Adenokarzinom der Speiseröhre verbunden ist. Ösophagus-Karzinome sind die häufigste bösartige Tumor ^8. in UK Männchen und Adenokarzinom des Ösophagus ist schnell in der westlichen Welt ¹ erhöht. Weiterhin hat es eine geringe Verbesserung der Krankheitsprognose mit einer 5-Jahres-Überlebensrate von etwa 15%. Folglich gibt es einen Bedarf für experimentelle Plattformen um die Auswirkungen der Exposition gegenüber Umweltbelastungen in diesem ösophagealem Epithel und deren mögliche Beteiligung an der develo untersuchenpment der Metaplasie oder Neoplasien.

Obwohl immortalisierte oder Tumorzelllinien können die Forscher die Reaktion der Epithelzellen auf diese Stressfaktoren in vitro zu studieren, bleiben sie proliferative und scheitern in den reifen Epithelzellen auf den obersten Schichten der Schleimhaut der Speiseröhre gefunden zu unterscheiden. Ferner kann Zellinien, die bereits unterzogen worden sind Tumorigenese nur begrenzte Informationen über die ursprünglichen Antworten von normalen Zellen im Epithel von Umweltfaktoren zu liefern; und dies ist die Phase, wenn das Potential für die therapeutische Intervention kann höchsten sind. Schließlich herkömmlichen Zellkultursystemen nicht den potentiell wichtigen Wechselwirkungen zwischen epithelialen und mesenchymalen Zellen und zwischen diesen Zellen und der umgebenden Matrix, die in Geweben in vivo auftreten, zu erfassen.

Tiermodelle bieten ein realistischeres Mikroumgebung für die Untersuchung der Reaktionen des Ösophagus epithelium und kann die künstliche Induktion von Magen-Reflux-Krankheit ² zu integrieren. Allerdings kann es schwieriger, um die belastenden Umweltfaktoren in diesen Modellen zu manipulieren und sie können nicht vollständig repräsentativ ist die Reaktion innerhalb des menschlichen Speiseröhre.

Andere experimentelle menschlichen Ösophagus Modelle entwickelt worden, die Primärzellen, immortalisierte Zellen oder Tumorzelllinien auf einem Kollagen zu verwenden, oder in Kombination Collagen / Matrigel, Gerüst Fibroblasten enthaltende ^3,4. Es ist weniger arbeitsaufwendig, diese Gerüste als die in diesem Manuskript beschrieben azellulären Speiseröhren Gerüst zu erzeugen und diese organotypischen Modelle ein nützliches Mittel, insbesondere bei der Untersuchung von Tumorinvasion ^5,6, bei Tumorzellinfiltration in das Kollagengel kann leicht sein, beobachtet. Aber diese Kollagen-Gele besitzen nicht-native mechanischen Eigenschaften und fehlen bestimmte Eigenschaften des ursprünglichen Gewebes, einschließlich einer spezifischen Basalmembran und der appropriate Oberflächentopographie. Dies kann das Verhalten der Zellen, was zu beeinflussen, beispielsweise, eine schlechtere Haftung zwischen dem Epithel und Gerüst bei Verwendung eines Kollagengels Gerüst ^7. Als Folge der azellulären Schweinespeiseröhren Gerüst entwickelt, mit dem Vorteil, dass eine biologisch-realistische Gerüst und zur Verwendung als experimentelle Plattform somit besser geeignet. Es wurde auch gezeigt, dass es besser ist, Primärzellen in die Speiseröhre Konstrukte als immortalisierte Speiseröhre epithelialen Zellinien, wie Het-1A integrieren, da diese Zellen bilden einen mehrschichtigen Epithels aber nicht zu schichten oder zu differenzieren ^4,7,8 .

Daher hat dieses Protokoll von einer Methode bereits in der MacNeil Labor zur Herstellung von Tissue Engineering Haut und Mundschleimhaut ^9,10 angepasst worden und verfügt über eine de-cellularized Schweine Ösophagus-Gerüst verbunden mit primären humanen Ösophagus-Epithelzellen und Fibroblasten. This Protokoll erzeugt eine ausgereifte, geschichteten Epithel, ähnlich zu derjenigen des normalen menschlichen Speiseröhre durch CK4, CK14, Ki67 und Involucrin Färbung nachgewiesen. Das resultierende Modell stellt eine experimentelle Plattform um Reaktionen auf Umweltstressfaktoren zu untersuchen, und wurde effektiv in Reaktion auf die Veränderung der Genexpression in Ösophagusepithel untersuchen, um Bauteile ¹¹ refluxate.

Protocol

Menschlichen Ösophagus-Zellen von Patienten, die eine Magen-oder Speiseröhrenkrebs Chirurgie erhalten. Informierte Zustimmung erhalten wird für das Gewebe für Forschungszwecke verwendet werden, und das Gewebe anonym unter den entsprechenden ethischen Genehmigungen (SSREC 165/03, Human Research Tissue Bank Licence 12179) verwendet.

1. Isolierung von menschlichen Ösophagus-Epithelzellen

1. Arbeiten in einer laminaren Strömung Gewebekulturhaube und mit einer sterilen Technik bereiten die epithelialen Kulturmedium durch Mischen von Dulbeccos modifiziertem Eagle-Medium (DMEM) und Ham-F12 in einem Verhältnis 3: 1 (v: v). Zugabe von 10% (v / v) FCS, 10 ng / ml epidermaler Wachstumsfaktor, 0,4 & mgr; g / ml Hydrocortison, 1,8 x 10 ^-4 M Adenin, 5 ug / ml Insulin, 5 ug / ml Transferrin, 2 x 10 ^-7 M Triiodthyronin, 1 x 10 ^-10 M Choleratoxin, 2 x 10 ^-3 M Glutamin, 100 IU / ml Penicillin, 100 ug / ml Streptomycin und 0,625 & mgr; g / ml Amphotericin B.
2. Verwendung von Standard-sterile Techniken setzen 11 ml DMEM, 10% FCS, 2 x 10 ^-3 M L-Glutamin, 100 IU / ml Penicillin, 100 ug / ml Streptomycin und 0,625 & mgr; g / ml Amphotericin B in einen T75-Gewebekulturkolben. 1 x 10 ⁶ letal bestrahlte Mäuse-3T3-Fibroblasten ¹² in 1 ml des gleichen Mediums beimpft und über Nacht bei 37 ° C in einem 5% CO ₂ befeuchteten Atmosphäre. Dies wird eine Feeder-Schicht für die nachfolgende Kultur von Epithelzellen zu produzieren.
3. Mit einem Skalpell und die Empfehlungen eines histopathologist, sezieren einen etwa 2 cm ² Gewebeprobe aus dem krankheitsfreien Hintergrundbereich des Ösophagus-Plattenepithel-Schleimhaut von Patienten, die eine Magen-oder Speiseröhrenkrebs Chirurgie erhalten. Transport zum Labor in einem 50 ml-Behälter mit sterilem Transportmedium (PBS 100 IU / ml Penicillin, 100 ug / ml Streptomycin und 0,625 ug / ml Amphotericin B) bei Raumtemperatur.
4. Zu diesem Zeitpunkt speichert die Gewebe in der TransportMedium für bis zu 12 h (über Nacht) bei 4 ° C, für die Bequemlichkeit; aber verwenden Sie keine längere Lagerung, wie sie in reduzierter Zelllebensfähigkeit führen.
5. Arbeiten in einer laminaren Strömung Gewebekulturhaube und mit einer sterilen Technik sterilisieren einer Skalpellklinge durch Einweichen in 70% Ethanol für 5 min. Spülen in sterilem PBS.
6. Legen Sie das Gewebe in eine sterile Petrischale und verwenden Sie das Skalpell, um sie in 0,5 cm Streifen geschnitten. 5 ml von 0,1% (w / v) Trypsin in PBS zu der Petrischale, den Deckel auf der Schüssel und Inkubation für 1 h bei 37 ° C.
7. 5 ml FCS auf das Gewebe in der Petrischale, um das Trypsin zu hemmen. Halten des Streifens von Gewebe mit einer sterilen Pinzette vorsichtig abkratzen die Epitheloberfläche der Skalpellklinge für 1-2 min pro Streifen an den Epithelzellen in das umgebende Medium zu entfernen. Entfernen Sie das Gewebe abgeschabt und beiseite stellen. Wiederholen Sie den Vorgang für alle Gewebestreifen.
8. Sammeln Sie das Medium der abgelösten Epithelzellen enthält, in ein 15 ml Zentrifugenröhrchenund zentrifugieren (5 min, 200 xg). Abgießen des Überstandes und Resuspendieren des Pellets in 12 ml epithelialen Medium (in Schritt 1.1 beschrieben).
9. Abgießen und verwerfen Sie das Medium aus dem Feeder-Zellschicht in der T75-Kolben in Schritt 1.2 vorbereitet. Eine sterile Pipette, um die Zellsuspension frisch isolierten Epithelzellen enthält, um den Kolben bei 37 ° C in einem 5% CO ₂ befeuchteten Atmosphäre hinzu und inkubiert.
10. Nach 24 Stunden abgießen und verwerfen Sie das Kulturmedium, das auch Zelltrümmer enthalten wird, und ersetzen Sie sie durch 12 ml frisches Epithel-Medium. Weiter Inkubieren bei 37 ° C in einem 5% CO ₂ befeuchteten Atmosphäre. Kolonien werden beginnen, in den nächsten 24 bis 48 Stunden angezeigt und können, indem die Kulturflasche unter einem Standardlichtmikroskop betrachtet werden. Gießen Sie das verbrauchte Kulturmedium und ersetzen mit dem gleichen Volumen an frischem Medium alle 2 bis 3 Tage.
11. Sobald der Kolben 80% Konfluenz, Durchgang die Zellen ¹³ erreicht hat. Teilen Sie die cells in einem Verhältnis von 1: 5 bis Zellzahlen zur Verwendung in dem Modell zu erhöhen. Folgen Sie Schritt 1,2 bis Feeder-Schichten von bestrahlten 3T3-Zellen in jedem Kolben werden die Epithelzellen 24 Stunden vor der Passage der Zellen empfangen werden zu etablieren.
    Hinweis: Verwenden Sie die Epithelzellen in der unten zwischen den Kanälen 1 und nur 4 beschrieben Ösophagus-Modell.

2. Isolierung von menschlichen Ösophagus-Fibroblasten

1. Die Arbeit in einer Sterilbank und mit steriler Technik, nehmen Sie die Seite in Schritt 1.7 festgelegt Gewebe. Zeigen in eine sterile Petrischale und fein zu zerkleinern durch Zerhacken mit einem sterilen Skalpell. 10 ml von 0,5% (w / v) Kollagenase Eine Lösung und setzen Sie den Deckel auf die Petrischale und bei 37 ° C über Nacht in einem 5% CO _2, feuchten Atmosphäre.
2. Übertragen Sie die Digest in ein 15 ml-Zentrifugenröhrchen und Zentrifuge (10 min, 200 xg), sorgfältig abgießen und den Überstand verwerfen und das Pellet in 10 ml Fibroblastenkulturmedium (DMEM 10% FCS, 2 x 10 ^-3 M L-Glutamin, 100 IU / ml Penicillin, 100 ug / ml Streptomycin und 0,625 & mgr; g / ml Amphotericin B).
3. Legen Sie die Suspension in eine T75-Flasche und bei 37 ° C in einem 5% CO _2, feuchten Atmosphäre. Nach 24 Stunden abgießen das Medium, die Trümmer enthalten wird, und ersetzen mit 12 ml frischem Fibroblasten-Medium. Ersetzen Sie das Kulturmedium alle 2 bis 3 Tage und Passage-Zellen, sobald sie 80% Konfluenz ¹³ erreicht haben, die Aufteilung der Zellen in einem 1: 5-Verhältnis zu Zellzahlen zu erhöhen.
   Hinweis: Verwenden Sie die Fibroblasten in der folgenden Durchgänge zwischen 4 und 10 beschriebenen Modells.

3. Herstellung der De-cellularized Esophageal Scaffold

1. Erhalten intakte Schweine esophagi im Schlachthof von frisch geschlachteten Landrasse, die für die Nahrungsmittelproduktion verwendet werden. Eine einzige Speiseröhre ausreichend Gerüste für etwa 30 separaten Konstrukte bereitzustellen.
   Hinweis: Aufgrund der umfangreichen und zeit Consuming Sterilisationsprotokoll erforderlich ist, ist es in der Regel lohnt Beschaffung und Verarbeitung von mindestens 10 esophagi auf einmal.
2. Sofort platzieren Sie den frisch ausgeschnittenen Speiseröhre in einem 180 ml sterilen Topf mit etwa 150 ml 10% Povidon-Iod-Lösung für 5 Minuten, um jede verunreinigende mikrobielle Belastung zu reduzieren. Übertragen die Speiseröhre zu einem zweiten Topf mit etwa 100 ml sterilem PBS, das 200 IU / ml Penicillin, 200 ug / ml Streptomycin und 1,25 ug / ml Amphotericin B.
   1. Setzen Sie den Deckel auf den Behälter und den Transport der esophagi zurück an das Labor bei Raumtemperatur. Zwei oder drei esophagi kann in jedem Behälter transportiert werden, abhängig von ihrer Größe.
3. Einmal im Labor, behandeln Sie das Gewebe in einer Sterilbank unter aseptischen Bedingungen, um eine mikrobielle Kontamination zu minimieren. Sterilisieren Pinzette, Schere und Skalpellklingen durch Einweichen für 5 Minuten in 70% Ethanol, und Spülen in sterilem PBS.
4. Behandeln Sie die esophagus mit sterilen Pinzette. Mit der Schere, aufgeschnitten die Speiseröhre in Längsrichtung. Spülen Sie das Gewebe, indem der Speiseröhre in einem 180 ml sterilen Topf mit ca. 100 ml sterilem PBS und leichtes Schütteln, um alle Fremdkörper zu entfernen.
5. Einen Korken Dissektion Bord Reinigen Sie durch Besprühen zügig mit 70% Ethanol und trocknen lassen.
6. Entfernen Sie die Speiseröhre aus dem PBS und mit sterilen Nadeln, Stift aus der Speiseröhre in den Vorstand, Schleimhautoberfläche nach oben. Fassen Sie die Schleimhautoberfläche an einem Ende der Speiseröhre mit einer sterilen Pinzette und ziehen weg vom Brett. Dadurch wird die von der darunterliegenden Schleimhaut Submukosa trennen.
   1. Verwenden Sie dann eine sterile Skalpellklinge, um die Speiseröhre in Längsrichtung entlang der Lamina propria sezieren, Entfernen Pins als die Dissektion fortschreitet, damit die Schleimhaut weg angehoben werden.
7. Bewahren Sie die seziert Schleimhaut und entsorgen Sie die zugrunde liegenden Submukosa.
8. Abgeschnitten und entsorgen Sie die meisten proximalen und distalen 2 cm von ter Schleimhaut, da es eine größere Anzahl von submukösen Drüsen und eine dickere Lamina propria in jenen Bereichen, die jeweils ^7.
9. Verwenden Sie ein Skalpell, um die verbleibende Gewebe in 5 cm ² geschnitten. Zeigen alle geschnittenen Gewebes in einen 180 ml sterile Topf mit ca. 150 ml sterilem PBS und leicht bewegen, um das Gewebe zu spülen. Wenn die Verarbeitung mehr als fünf esophagi zu einem Zeitpunkt kann es notwendig sein, mehrere Töpfe zu diesem und den drei darauffolgenden Schritten verwendet werden.
10. Verwendung steriler Pinzetten, übertragen die geschnittenen Gewebes in eine 180 ml Dose, enthaltend 150 ml sterile 1 M NaCl, 200 IE / ml Penicillin, 200 ug / ml Streptomycin und 1,25 ug / ml Amphotericin B. Inkubieren für 72 Stunden bei 37 ° C.
11. Legen Sie das Gewebe in eine frische 180 ml Topf mit 150 ml sterilem PBS. Das Epithel wird damit begonnen, sichtbar von dem darunterliegenden Gewebe zu trennen. Ziehen Sie leicht das Ablösen Epithel vom Schwein Speiseröhre mit einer sterilen Pinzette und entsorgen.
    1. Legen Sie die verbleibenden tAusgabe in eine frische 180 ml Topf und fügen Sie 150 ml sterile PBS. Leicht bewegen 5 Minuten zu waschen. Gießen Sie das PBS und wiederholen Sie noch zweimal mit frischem PBS.
12. Stelle die ganze Gewebe in einem 500 ml-Glasflasche mit 400 ml sterilem 80% (v / v) Glycerinlösung 24 Stunden bei Raumtemperatur. Übertragen, um 400 ml sterile 90% (v / v) Glycerinlösung für weitere 24 Stunden.
13. Speichern in 400 ml sterilem 100% Glycerinlösung bei Raumtemperatur für mindestens 4 Monate zu dehydratisieren und zu sterilisieren, das Gewebe, während die Integrität der Basalmembran.

4. Herstellung von Kulturmedien

1. Vorbereitung chelatisierten Serum von neugeborenen Kälbern zur Verwendung in dem Kulturmedium.
   1. Gießen Sie 100 g Chelex 100 in ein Glas 1-l-Flasche und fügen entionisiertem Wasser. Das genaue Volumen ist nicht kritisch, aber ausreichend Wasser nachgefüllt, um das Chelex Pulver abzudecken. Hinzufügen eines Magnetrührer und Sterilisieren durch Autoklavieren (121 ° C,15 min).
   2. Lassen Sie die Flasche zu kühlen und die Chelex zu begleichen. In einer Sterilbank Gießen Sie das überschüssige Wasser, fügen Sie 500 ml Serum von neugeborenen Kälbern (NCS) und lassen Sie es über Nacht bei 4 ° C zu rühren.
   3. Stoppen Rühren und lassen Sie das Chelex zu regeln, dies kann bis zu 30 Minuten dauern. In einer Sterilbank dekantiert die Chelat-Serum mit einer sterilen Pipette, kümmert sich nicht um die Chelex, und speichern Sie in 10 ml Aliquots bei -20 ° C zu stören.
2. Bereiten Sie drei verschiedenen Medien in einer Sterilbank, beginnend mit pro-proliferative und endend mit pro-differenzierenden Formulierungen.
   1. Vorbereitung Verbundmedium I besteht aus DMEM und Hams F12 in einem 3: 1-Verhältnis (V: V), 4 x 10 ^-3 M L-Glutamin, 0,5 ug / ml Hydrocortison, 1 x 10 ^-4 M O -phosphorylethanolamine, 2 x 10 ^-12 M Trijodthyronin, 1,8 x 10 ^-4 M Adenin, 1,88 x 10 ^-3 M CaCl _2, 4 x 10 ^-12 M Progesteron, 10 & mgr; g / ml insulin, 10 ug / ml Transferrin, 10 ng / ml Selen, 1 x 10 ^-3 M Ethanolamin und 0,1% (v / v) NCS chelatisiert.
   2. Bereiten Sie Composite-Medium II als Verbundmedium I außer ersetzen Chelat-Serum mit 0,1% (v / v) Nicht-Chelat-NCS.
   3. Bereiten Verbundmedium III als Composite-Medium II außer omit Progesteron und Erhöhung Serum bis 2% (v / v) nicht-chelatisierten NCS.

5. Produktion des Menschen Ösophagusmukosa Modell

1. Alle Arbeiten in einer Steril, unter aseptischen Bedingungen, um eine sterile Umgebung aufrechtzuerhalten. Sterilisieren aller Werkzeuge durch Einweichen in 70% Ethanol für 5 min vor dem Spülen in sterilem PBS.
2. Der Tag, bevor es erforderlich ist, rehydrieren die azellulären Schweinespeiseröhren Schafott. Einen Gerüstteil, erforderlich für jedes Konstrukt hergestellt werden.
   1. Um das Gewebe ausreichend Platz Stücke von Schweine-Gerüst in einen Topf mit 100 ml sterilem PBS rehydrieren, zu agitieren und genießen für 10 min. DecaNT Die PBS und Ersetzen mit frischem PBS. Wiederholung des Waschprozesses fünfmal, um die Entfernung aller Spuren Glycerin gewährleisten.
3. Testen Sie das Gerüst Sterilität durch Inkubation des rehydratisierten Gewebe über Nacht in 100 ml DMEM bei 37 ° C. Wenn es keine Änderung in der Farbe oder die Trübung des Kulturmediums am Ende des Inkubationszeitraums das Gerüst wird angenommen steril sein. Sobald Sterilität bestätigt wurde, legen Sie die 5 cm ² acellular Gerüst in eine 6-Well-Platte, submuköse Seite nach oben.
4. Legen Sie eine sterile medizinischem Edelstahl Ring (Innendurchmesser 10 mm, Außendurchmesser 20 mm) auf die Mitte jedes Gerüst und drücken Sie leicht mit Hilfe einer sterilen Pinzette, um eine ausreichende Abdichtung mit dem Gewebe zu gewährleisten.
5. Ernte der Fibroblasten unter Verwendung von ^{Trypsin-EDTA-13,} um eine Zellsuspension herzustellen. Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer ^14. Zentrifugieren Sie die Zellsuspension (10 min, 200 xg). Zellpellet in eine? Fallte Volumen Fibroblastenmedium, um eine endgültige Zellzahl von 2,5 x 10 ⁶ Zellen pro ml herzustellen.
6. In 0,2 ml Fibroblasten-Medium, enthaltend 5 x 10 ⁵ menschliche Speiseröhre Fibroblasten, in jedem Ring. Schwemmen das Gebiet um die Außenseite des Rings mit etwa 2 ml Fibroblastenmedium. Inkubieren bei 37 ° C in einem 5% CO ₂ befeuchteten Atmosphäre.
7. Nach 24 Stunden entfernen Sie die Ringe und Fibroblasten-Medium und in jede Vertiefung hinzufügen mindestens 5 ml frisches Medium Fibroblasten, sicherzustellen, dass das Gerüst vollständig in Medium eingetaucht. Kultur für 1 Woche, bei 37 ° C in einem 5% CO _2, feuchten Atmosphäre Ersetzen des Mediums alle 2 bis 3 Tage.
8. Nach 1 Woche entfernen Sie die 6-Well-Platten, die die Gerüste zu einer laminaren Flut Haube, entfernen Sie das Medium invertieren und jedes Gerüst mit einer sterilen Pinzette, indem die Schleimhautoberfläche nach oben. Dieser Zeitpunkt wird als Tag 0 bezeichnet.
9. Zeigen die Stahlringe auf der Schleimhautoberfläche in der Mittedas Gewebe, wie in Schritt 5.4.
10. Bereiten Sie die T75-Kolben von Epithelzellen für Trypsinierung ^13. Nachdem das PBS waschen und vor der Zugabe von Trypsin-EDTA-Lösung, 2 ml steriler 0,02% (w / v) EDTA-Lösung zu jedem Kolben. Inkubieren für 2 min bei 37 ° C. Tippen Sie auf den Kolben vorsichtig, um selektiv trennen Sie die i3T3 Feeder-Schicht, während die Epithelzellen gebunden.
    Hinweis: Es ist in der Regel nicht sinnvoll oder notwendig zu Patient entsprechen den Epithelzellen an die Fibroblasten in der vergangenen Woche bereits in das Modell integriert.
11. Gießen Sie das EDTA Lösung, die die Feeder-Schicht und fügen Trypsin-EDTA-Lösung, um die Epithelzellen ¹³ ernten. Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer ^14. Zentrifugieren Sie die Zellsuspension (10 min, 200 xg). Zellpellet in einem geeigneten Volumen des Verbund Medium 1, um eine endgültige Zellzahl von 5 x 10 ⁶ Zellen pro ml herzustellen.
12. In 0,2 ml Verbundmedium I, mit 1 x 10 ⁶ Epithelzellen, innerhalb des Rings. Schwemmen das Gebiet um die Außenseite des Rings mit etwa 2 ml Verbundmedium I und legen Sie die Konstrukte in den Brutschrank bei 37 ° C in einem 5% CO _2, feuchten Atmosphäre.
13. Nach 24 Stunden (Tag 1) entfernen Sie die Ringe und Mittel und fügen Sie mindestens 5 ml frisches Medium Composite-I, die Gewährleistung der Gerüste sind vollständig untergetaucht und zurück in den Inkubator. Nach weiteren 24 Stunden (Tag 2) entfernen Sie das Medium und mindestens 5 ml Composite-Medium II ersetzt, wodurch ebenfalls die Gerüste sind vollständig untergetaucht und zurück in den Inkubator.
14. Am Tag 4 Ort sterile medizinischem Edelstahl Maschengitter (2 cm breit x 2 cm lang x 0,5 cm hoch), an die frische 6-Well-Platten, eine pro Konstrukt. Verwenden Sie sterile Pinzette, um die Konstrukte auf der Oberseite des Stahlgitter, Schleimhautoberfläche obersten übertragen.
    1. Gebe ausreichend Verbundmedium III so daß die Flüssigkeit die Unterseite der zusammengesetzten erreicht, allerdings ist die Oberflächeder Luft ausgesetzt wird, ist sichergestellt, daß die Probe bei einer Luft-Flüssigkeit-Grenzfläche aufrechterhalten wird. Die genaue Menge an Prüfmedium benötigt, abhängig von der Dicke der Gerüst, das Volumen der Vertiefung und der genauen Höhe der Edelstahlgitter variieren.
15. Aufrechterhaltung der Verbundstoffe in einem Luft-Flüssigkeit-Schnittstelle für zwischen 10 und 20 Tagen (Tag 14 bis Tag 24), abhängig von den Anforderungen des Experiments. Ersetzen Sie den Composite-Medium III mit frischem Medium alle 2 bis 3 Tagen (Montag, Mittwoch, Freitag ist ein benutzerfreundliches Regime).
    Hinweis: Nach 5 Tagen bei einer Luft-Flüssigkeit-Grenzfläche (Tag 9) die Konstrukte eine ausreichend reifen Ösophagusepithel in Experimenten der Auswirkungen von Umweltfaktoren auf die Ösophagusepithel verwendet werden.
16. Am Ende des Experiments, fixieren die Konstrukte für die histologische Analyse und immunhistochemische Färbung ⁷ oder Protein-Extrakt ¹⁵ oder RNA ^11,16 aus dem Epithel für weitere Analytikist. Falls erforderlich, behalten die konditionierten Kulturmedium für die Analyse von extrazellulären Signalmolekülen ^17.

Results

Diese Handschrift beschreibt den Prozess erforderlich ist, in schematischer Form in 1 dargestellt ist, die Kultur von 3D-Modellen des menschlichen Ösophagusepithel erfolgreich. Um die Eignung des Modells bestätigen, als Experimentierplattform histologischen und immunhistochemischen Untersuchungen wurden unternommen, den Vergleich der kultivierten Geweben mit normalen menschlichen Ösophagus-Schleimhaut.

Histologische Beurteilung der nach dem beschriebenen Verfahren hergestell...

Discussion

Diese Handschrift beschreibt die Herstellung und Charakterisierung einer biologisch relevanten menschlichen Ösophagus-Schleimhaut-Modell geeignet für den Einsatz als experimentelle Plattform, um die Auswirkungen der Exposition gegenüber belastenden Umweltfaktoren auf die Ösophagusepithel studieren.

Die wichtigsten Schritte für die erfolgreiche Produktion eines menschlichen Schleimhaut der Speiseröhre Modells sind: Sicherstellung, dass die Mehrheit der Epithelzellen bleibt proliferative und n...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Trypsin	BD Biosciences	215240	0,1 %ige w/v-Lösung in PBS herstellen und mit Filter sterilisieren. Warm in 37  ° C Wasserbad vor Gebrauch.
DMEM	Labtech	LM-D1112	Warm in 37" ° C Wasserbad vor Gebrauch
Ham's F12	Labtech	LM-H1236	Warm in 37  ° C Wasserbad vor Gebrauch
Fötales Kälberserum	Labtech	FB-1090
Epidermaler Wachstumsfaktor	R+D Systems	236-EG-200	Prepare 200 µ g/ml Stammlösung in 10 mM Essigsäure, 1 % FCS
Hydorcortison	Sigma-Aldrich	H0396	Stammlösung in PBS herstellen und Filter vor Gebrauch sterilisieren
Adenin	Sigma-Aldrich	A2786	Stammlösung in PBS herstellen und Filter sterilisieren vor Gebrauch
Insulin	Sigma-Aldrich	I2767	10 mg/ml Lösung in 0,01  M HCl, 1:10 in destilliertem Wasser verdünnen und filtrieren Vor Gebrauch sterilisieren
Transferrin	Sigma-Aldrich	T2036	Stammlösung in destilliertem Wasser herstellen und Filter vor Gebrauch sterilisieren
Trijodthyronin	Sigma-Aldrich	T2752	Stammlösung in destilliertem Wasser herstellen und Filter filtern Vor Gebrauch sterilisieren
Choleratoxin	Sigma-Aldrich	C8052	Stammlösung in Wasser zubereiten
L-Glutamin	Sigma-Aldrich	G7513
Penicillin-Streptomycin	Sigma-Aldrich	P0781
Amphotericin B	Gibco	15290-026	Markenname: Fungizone
PBS	Oxoid	BR0014	1 Tablette in 100  ml Wasser und Autoklav zur Sterilisation
Kollagenase A	Roche	10103578001
Povidon-Jod-Lösung	Ecolab	10830E	Markenname Videne
Ethanol	Sigma-Aldrich	E7023
Chelex 100	Sigma-Aldrich	C7901
Neugeborenen-Kälberserum	Gibco	26010074
Progesteron	Sigma-Aldrich	P8783	Stammlösung in DMEM herstellen und Filter vor Gebrauch sterilisieren
Ethanolamin	Sigma-Aldrich	E9508	Stammlösung in DMEM herstellen und Filter vor Gebrauch sterilisieren
Hydrocortison	Sigma-Aldrich	H0888	Stammlösung in DMEM herstellen und Filter vor Gebrauch sterilisieren
O-phosphorylethanolamin	Sigma-Aldrich	P0503	Stammlösung in DMEM herstellen und Filter vor Gebrauch sterilisieren
ITS (Insulin, Transferrin, Selen)	Lonza	17-838Z	Zur Herstellung von Kompositmedien
Trypsin-EDTA	Sigma-Aldrich	T3924	Warm in 37  ° C Wasserbad vor Gebrauch
EDTA 0,02% Lösung	Sigma-Aldrich	E8008	Warm in 37  ° C Wasserbad vor Gebrauch
T75 Kulturkolben	VWR	734-2313
50 ml Zentrifugenröhrchen	Fisher	11819650
15 ml Universalröhrchen	SLS	SLS7504
180 ml Topf	VWR	216-2603
Petrischale	SLS	150350
6-Well-Platte	VWR	734-2323
Edelstahlringe			Im Haus hergestellt - medizinischer Edelstahl, Innendurchmesser 10 mm, Außendurchmesser 20 mm
Stahlgitter			Im Haus hergestellt - Bleche haben Löcher mit einem Durchmesser von 0,3 cm, gebogen, um ein Gitter herzustellen 2  cm (B) x 2 cm (T) x 0,5 cm (H)
KI67	Novocastra	KI67-MM1-L-CE	Klon MM1. Bei 1:100 verwenden.
CK4	Abcam	ab9004	Klon 6B10. Bei 1:200 verwenden.
CK14	Novocastra	LL002-L-CE	Klon LL002. Bei 1:200 verwenden.
Involucrin	Novocastra	INV	Klon SY5. Bei 1:100 verwenden.
OE21	Sigma-Aldrich	96062201
OE33	Sigma-Aldrich	96070808
Het-1A	ATCC-LGC	CRL-2692
Maus 3T3 Fibroblasten	ATCC-LGC	CRL-1658	zuvor durch Bestrahlung gestopptes Wachstum (60 Gy)