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Methodenartikel

Stereotaktische Infusion von oligomeren Amyloid-beta in die Maus-Hippocampus

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DOI:

10.3791/52805

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17. Juni 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology and Cell Biology, Columbia University Medical Center, 2The Taub Institute for Research on Alzheimer's Disease and the Aging Brain, Columbia University Medical Center, 3Department of Neurology, Columbia University Medical Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die direkte stereotaktische Gehirninfusion von Amyloid-beta. Diese Methodik bietet ein alternatives In-vivo-Mausmodell, um die kurzfristigen Auswirkungen von Amyloid-Beta auf Gehirnneuronen zu untersuchen.

Zusammenfassung

Alzheimer-Krankheit ist eine neurodegenerative Erkrankung, die die Alterung der Bevölkerung. Ein wesentliches Merkmal der neuropathologischen Erkrankungen ist die Überproduktion von Amyloid-beta und die Ablagerung von Amyloid-beta-Plaques in Hirnregionen der betroffenen Individuen. Im Laufe der Jahre haben Wissenschaftler zahlreiche Alzheimer Mausmodelle, die die Amyloid-beta-Pathologie zu replizieren versuchen generiert. Leider sind die Maus-Modellen nur selektiv imitieren die Krankheitsmerkmale. Neuronalen Tod, ein bekannter Effekt im Gehirn von Alzheimer-Patienten wird spürbar fehlt in diesen Mäusen. Formen von Amyloid-beta, die nachweislich die meisten Neuronen toxisch zu sein - - stereotaktisch in das Gehirn Daher haben wir und andere ein Verfahren zum direkten Infusion löslichen oligomeren Spezies von Amyloid-beta beschäftigt. In diesem Bericht verwenden wir männliche C57BL / 6J-Mäusen, diese Operationstechnik zur Erhöhung Amyloid-beta Ebenen in einer ausgewählten Region des Gehirns zu dokumentieren. DieInfusions Ziel dem Gyrus dentatus des Hippocampus, weil diese Gehirnstruktur, zusammen mit dem basalen Vorderhirns, die durch das cholinerge Schaltung verbunden ist, für einen der Bereiche der Degeneration bei der Krankheit. Die Ergebnisse der Hebe Amyloid-beta im Gyrus dentatus über stereotaktischen Infusions offenbaren Steigerungen Verlust von Nervenzellen im Gyrus dentatus innerhalb von 1 Woche, während es einen entsprechenden Anstieg in Zelltod und cholinergen Neuronenverlust in der vertikalen Schenkel des diagonalen Bandes von Broca des basalen Vorderhirns. Diese Effekte werden bis zu 2 Wochen beobachtet. Unsere Daten weisen darauf hin, dass die aktuelle Beta-Amyloid-Infusion Modell bietet eine alternative Maus-Modell zu Region spezifische Neuronen Tod in einem kurzfristig anzugehen. Der Vorteil dieses Modells ist, dass Amyloid-beta in einer räumlichen und zeitlichen Weise erhöht werden.

Einleitung

Amyloid Plaque-Ablagerungen, die von Amyloid-beta (1-42 A & bgr;) zusammengesetzt sind, sind ein wesentliches Merkmal der Pathologie der Alzheimer-Krankheit (AD). Zahlreiche Studien haben gezeigt, dass hohe oder toxischen Mengen von rekombinantem oligomeren Aß 1-42 entlocken neuronalen Tod, synaptic Dystrophie, Verlust und Funktionsstörung; sowie Lern- und Gedächtnisdefizite 1-4. Hirnregionen betroffen sind der Hippocampus, die Rinde, und subkortikalen Strukturen wie dem basalen Vorderhirns und der Amygdala 5,6. Bis heute gibt es mehrere transgene Mausmodelle, die den A & bgr; 1-42 Pathologie von AD zu simulieren versucht. Je nach Belastung diese Tiere als nützlich erweisen bei der Prüfung wählen pathologischen Merkmale von AD zu sein. Leider mit Ausnahme von 2 transgenen Linien, APP23 und 5XFAD, diese Mäuse nie vollständig replizieren Neuronenverlust, ein wichtiger Aspekt der AD. Auch mit dem in APP23 und 5XFAD beobachtet Neuronenverlust, der neuronalen Tod Observed war subtil, altersabhängig und isoliert, um ein paar ausgewählte Regionen 7,8.

Die direkte Infusion von oligomeren Aß 1-42 in den Wildtyp-Maus Gehirn bietet eine hervorragende In-vivo-Modell, das die neuronalen Tod Aspekt amyloidopathy 1,9,10 repliziert. Im Gegensatz zu den üblicherweise verwendeten transgenen Mausmodellen die oligomere Aß 1-42 Infusions Modell ist ideal für akut erheb Aß 1-42 Ebenen in einem räumlichen und zeitlichen Weise. Der Vorteil der Verwendung von Wildtyp-Mäusen für dieses Modell vermeidet Potentialausgleich oder Nebenwirkungen von den in transgenen Mauslinien eingeführten Mutationen. Frühere Studien haben gezeigt, dass die Infusion toxischen Mengen von Aß 1-42 in den Hippocampus auslöst Neuron Tod in der Nähe der Injektionsstelle innerhalb von 1 Woche 1. Darüber hinaus, in Übereinstimmung mit der Beobachtung, dass A & bgr; 1-42 ist giftig für cholinerge Neuronen des basalen Vorderhirns 11cholinergen Neuron (BFCN) Bevölkerung, die zum Hippocampus projiziert wird 20-50% innerhalb von 7-14 Tagen folgende Beta-Amyloid-Infusion 1,10 in Mäusen verringert, so dass effektiv für die Prüfungen von isolierten neuronalen Schaltkreise im Gehirn. Da BFCN Projekt ipsilateral zu der Gyrus dentatus des Hippocampus 12, zum größten Teil Steuer- / Fahrzeug und oligomeren A & bgr; 1-42-Lösungen können auf jeder Seite des Gehirns erlaubt Vergleiche zwischen den linken und rechten Hemisphären 1 erfolgen injiziert werden.

In diesem Bericht werden wir eine detaillierte chirurgische und Einspritzmethode für Erwachsenen-Wildtyp C57BL / 6J-Mäusen. Dieser Mausstamm ist wegen seiner breiten Einsatz in der Forschung ausgewählt. Technisch gesehen kann jeder Hirnregion Infusionsrichtet sein, aber hier werden wir den Gyrus dentatus des Hippocampus als Ziel verwenden, um die Technik zu veranschaulichen.

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Protokoll

Hinweis: Für alle Tierversuche, institutionelle und nationale Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren wurden befolgt.

1. Bereiten Sie Chirurgische Instrumente und Lösungen für die Chirurgie

  1. Autoklaven alle chirurgischen Instrumenten aus Edelstahl.
  2. Bereiten Sie 70% Ethanol durch Verdünnen 200 proof absolutes Ethanol mit sterilem molekularen Grad entionisiertem, destilliertem Wasser.
  3. Bringen Sie die 29 G Nadel auf die Hamilton-Spritze. Das Innere des Hamilton-Spritze und Nadel reinigen durch die Ausarbeitung und Auswerfen nanoreinem Wasser wiederholt für 1 min. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit 70% Ethanol.
    1. Entfernen Sie den Kolben und Nadel von der Hamilton-Spritze. Luft trocknen die Teile in einer Steril O / N.
    2. Bestrahlen die Nadel und Spritze mit UV-Licht für 30 Minuten vor dem Gebrauch.
  4. Vorbereitung Salzlösung durch Auflösen von NaCl in Wasser UPW auf ein Endgewicht zu-Volumen-Konzentration von 0,9%. Sterilizie die Lösung durch Filtrieren über 0,2 um Porenfilter.

2. Bereiten Sie oligomere Aß 1-42

  1. Monomerize resuspendieren rekombinante menschliche Aß 1-42 in DMSO bis 5 mM genau wie in der Veröffentlichung der Fa 'und andere, 13 beschrieben.
  2. Verdünne 5 mM Aß 1-42 mit sterilem (1x) PBS auf 100 & mgr; M am Tag vor der Operation.
  3. Mischen Sie die Lösung gut durch Verreiben.
  4. Inkubieren Aß 1-42 Lösung für 12 Stunden bei 4 ° C.
    Anmerkung: Die Steuerlösungen wie DMSO verdünnt in PBS oder verschlüsselt / Rückwärts Aß 1-42 Peptids sollte die gleiche Weise wie A & bgr; 1-42, hergestellt werden.

3. Bestimmen Injection Koordinaten

  1. Mithilfe der erwachsenen Maus-Gehirn-Atlas, den genauen anterior-posterior (AP), medial-lateral (ML) zu bestimmen, und dorsal-ventral (DV) Koordinaten für die Hirnregion von Interesse 14.
    Neinte: Um die Technik, die wir mit den folgenden Koordinaten vom Bregma abgeholt Gyrus dentatus des Hippocampus als Ziel zu veranschaulichen: AP, -2.00 mm; ML, ± 1,3 mm; DV, -2.2 mm. Das negative Vorzeichen vor dem P-Wert zeigt an, dass es 2,00 mm posterior des Bregma. Die ± Zeichen vor der ML Wert zeigt nach links und rechts von der Mitte. Schließlich das negative Vorzeichen vor dem DV zeigt es ventral von der Oberfläche des Gehirns bewegen.

4. stereotaktischen Rahmen-Setup

  1. Tragen eine Chirurgische Gesichtsmaske, sauberen Kittel und sterile OP-Handschuhe.
  2. Wischen Sie stereotaktischen Instrument und Maus-Adapter mit 70% Ethanol.
  3. Lay down sterile Operationstuch auf den Tisch.
  4. Setzen Sie den stereotaktischen Instrument mit Maus-Anschluß auf der Oberseite des sterilen Operationstuch.
  5. Wischen Sie die Maus Heizkissen mit 70% Ethanol. Positionieren Sie das Heizkissen auf den stereotaktischen Rahmen Bett. Verwenden Sie für allgemeine Zwecke laboratory Kennzeichnung Band zu Band auf der Heizkissen über die Maus-Anschluß Bett.
    1. Befestigen Sie das Heizkissen auf den Warmwasserrückführpumpe nach den Anweisungen des Herstellers.
    2. Schalten Sie den Warmwasserrückführpumpe und die Temperatur auf 37 ° C, und warten Sie, bis es erreicht hat.
  6. Befestigen Sie das 50 ul Hamilton-Spritze mit einer 29 G-Nadel auf den stereotaktischen Rahmen durch Aufschrauben auf den motorisierten vertikalen Einspritzwelle nach den Anweisungen des Herstellers.
  7. Schalten Sie die Perle Sterilisator und warten, bis es vom Hersteller voreingestellte Temperatur erreicht.
    Hinweis: Dies ist für die Sterilisation Edelstahlinstrumente zwischen Tieren verwendet. Es dauert Einrichtungen 20 sec Berührung mit den Kügelchen für die Sterilisation.
  8. Schalten Sie Kochplatte und setzen Sie ihn auf 42 ° C und legen Sie ein sauberes leeren Käfig oben.
  9. Während die Hamilton-Spritze ist auf der stereotaktischen Rahmen fixiert verwenden Sie die motorisierte stereotaktischen injector der Erstellung des Aß 1-42-Lösung.
    Hinweis: Erstellen Sie mehr als 4 & mgr; l der Lösung in die Spritze und dann mit dem stereotaktischen Injektor, um den Einspritzvolumen eingestellt. Betreiben Sie das Einspritzventil nach den Anweisungen des Herstellers.

5. Vorbereitung der Tiere

  1. Bestimmen Sie das Gewicht der Maus mit der Waage.
  2. Betäuben Maus mit Ketamin / Xylazin Cocktail an 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg Xylazin durch Injektion intraperitoneale (IP). Überwachung der Narkosetiefe durch den Verlust von toe Prise Reflex.
  3. Nachdem die Maus sediert nehmen Sie die Haarschneidemaschine und den Kopf zu rasieren, um die Haut über den Schädel freizulegen.
  4. Platzieren Sie die Maus auf dem Heizkissen auf der Oberseite der stereotaktischen Bett.
  5. Verwenden Sie den Spachtel, um den Mund in den Zähnen Wache öffnen und legen Sie die Schneidezähne. Sichern Sie das Mundstück über das Gesicht der Maus. Klemmen Sie es vorsichtig nach unten, und nicht zu eng.
  6. Position die bilateralen Ohr Querstangen in Gehörgang, um den Kopf zu sichern. Verschieben Sie jede Querstange, bis sie den Schädel schlägt, und dann drehen Sie die Schraube, bis sie einrastet.
    1. Um sicherzustellen, dass der Kopf befestigt ist, mit dem Zeigefinger sanft nach unten drücken auf den Kopf. Wenn der Kopf richtig gesichert wird es nicht geben, oder zu verschieben, wenn sie gedrückt.
  7. Einen Tropfen Augencreme oder Augentropfen für die Augen, um sie feucht zu halten. Stellen Sie sicher, die Augen sind in der gesamten chirurgischen Eingriffs feucht.
  8. Zur Desinfektion der Operationsstelle zu verwenden sterile Wattestäbchen zu Betadin-Lösung auf die Haut über den Schädel, gefolgt von 70% igem Ethanol gelten. Führen Sie die Wechsel Betadin und 70% Ethanol Reinigung 2 weitere Male.

6. Chirurgie und Infusion

  1. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen 2-3 mm Inzision in der Mittellinie der Kopfhaut zu machen, und dann mit einem geraden feinen Schere, um die Schnittführung auf 1,0 bis 1,5 cm zu verlängern, um die Pfeilnaht, Bregma und Lambda des Schädels, Sehenswürdigkeiten aussetzens, die die stereotaktischen Koordinaten basieren. Verwenden Sie Mikroschellen, um die Haut auseinander zu halten.
    Hinweis: Die Bregma und Lambda-Positionen sind in den Maus-Gehirn-Atlas "Gehirn der Maus in Stereotaktische Koordinaten" 14 erklärt.
  2. Nehmen Sie ein Wattestäbchen, legen Sie ihn in steriler Kochsalzlösung, und es verwenden, um den Schädel zu reinigen. Dann mit einem sauberen trockenen Wattestäbchen, um den Schädel zu trocknen.
  3. Verwenden Sie eine sterile feinen Kugelschreiber, um einen Punkt auf dem Bregma markieren. Verwenden die stereotaktische Mikromanipulator, um die Hamilton-Spritze zu positionieren, so dass die Spitze der Nadel gerade berührt den Punkt auf dem Bregma.
    1. Nehmen Sie das DV zu koordinieren.
    2. Um zu überprüfen, ob der AP-Achse des Schädels Niveau bewegen Sie den Hamilton-Spritze nach hinten, so dass die Spitze der Nadel des Lambdapunkt berührt.
    3. Notieren Sie die DV Position. Sicherstellen, dass die DV-Koordinaten Bregma und Lambda sind innerhalb von 0,5 mm.
      Anmerkung: Das Ziel ist es, die Differenz DV Bregma und Lambda minimieren.
  4. Benutze sieicromanipulator die Hamilton-Spritze Nadelspitze zurück zum Bregma Punkt zurückzukehren.
  5. Nehmen Sie die Startposition AP.
  6. Berechnen Sie die Endung AP Position durch Subtraktion 2,00 mm von der Ausgangs AP koordinieren.
  7. Verwenden Sie die Mikromanipulator, die Hamilton Spritzennadel auf die endgültige AP neu zu koordinieren.
  8. Nehmen Sie das aktuelle ML koordinieren.
  9. Berechnung der linken und rechten endet ML Koordinaten durch Addieren oder Subtrahieren von 1,3 mm von der Ausgangs ML koordinieren.
  10. Verwenden Sie die Mikromanipulator, die Hamilton Spritzennadel, um entweder die Endung ML-Koordinate zu bewegen.
    1. Tippen Sie auf die Nadelspitze auf die Oberfläche des Schädels an beiden enden ML Koordinaten und notieren Sie die DV-Koordinaten und sicherzustellen, dass die Werte innerhalb von 0,5 mm.
      Hinweis: Das Ziel ist, den DV Unterschied zwischen den beiden enden ML Koordinaten minimieren.
    2. Während bei einem Ende zu koordinieren ziehen Sie die Nadel bis 0,5-1 cm über den Schädel. Werfen Sie einen sterilen feinen Kugelschreiber, um einen Punkt auf th markierene Oberfläche des Schädels. Wiederholen Sie diesen Schritt für die Gegenseite des Schädels.
  11. Schwenken Sie die Hamilton-Spritze klar aus dem Weg.
  12. Bringen 0,8 mm Bohrkopf auf den Bohrer. Nehmen Sie die Bohrmaschine mit beiden Händen, setzen die Ellbogen auf der Oberfläche der Tabelle für die Stabilität, und positionieren Sie den Bohrkopf leicht über dem Sharpie Punkt auf der linken oder rechten ML koordinieren. Aktivieren Sie den Bohrer, senken Sie die Bohrerspitze auf die Schädeloberfläche, um ein Loch in den Schädel einzuführen. Wiederholen Sie diesen Schritt für die Gegenseite.
    Hinweis: Einige Blutungen können von den neu eingeführten Löcher auftreten. Wenn es dann Blutungen mit einem sauberen trockenen Wattestäbchen, um das Blut abtupfen.
  13. Bewegen Sie den Hamilton-Spritze wieder in Position über eine der neu eingeführten ML Löcher. Senken Sie die Nadel Hamilton direkt hinter dem Schädel. An dieser Stelle darauf achten, nicht, um das Gehirn zu durchstechen. Um sicherzustellen, dass die Nadel übergeben der Schädel nehmen Sie den Zeigefinger und sanft drücken Sie die Nadel gegen den Schädel, um sure die Nadel das Loch nicht zu verlassen.
  14. Nehmen Sie die Start DV koordinieren.
  15. Berechnen Sie die Endung DV-Koordinate durch Subtraktion 2,2 mm von der Ausgangs DV koordinieren.
  16. Senken Sie die Nadel bis zum Angebotsende DV koordinieren.
  17. Aktivieren Sie den stereotaktischen Injektorpumpe bis 4 & mgr; l von Aß 1-42 in den Gyrus dentatus mit einer Rate von 0,5 ml / min zu pumpen.
  18. Wenn die Infusion beendet ist lassen sich die Nadel an Ort und Stelle bleiben für eine weitere 1 min auf Rückfluss der Lösung aus der Injektionsstelle zu minimieren.
  19. Bewegen Sie die Nadel auf die andere Seite des Gehirns, und wiederholen Sie die Schritte von 6,13 bis 6,18.

7. Tier Removal und Nachsorge

  1. Lösen Sie die Ohr Bars und Gesicht / Nasenschutz. Entfernen Sie die Maus aus dem Gerät.
  2. Verwenden Sie ein Student Standardmuster einer Pinzette zu ziehen in der Nähe der Kopfhaut und dann verschließen die Wunde mit Naht.
  3. Injizieren Sie 1 ml steriler Kochsalzlösung in die Maus über IP für Trink.
  4. InProjekt Buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutan, Schmerzen zu lindern.
  5. Pflegen Sie die Maus in die sauberen leeren Käfig auf der Oberseite der 42 ° C heißen Platte gesetzt, bis er aufwacht, dann lege sie in ihre Gehäusekäfig mit ausreichend Nahrung und Wasser.
  6. Verwalten Buprenorphin subkutane Injektion alle 12 Stunden für 3 Tage zur Schmerzlinderung.

8. Fadenzieh

  1. Betäuben Maus mit Ketamin / Xylazin Cocktail an 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg xlyazine von IP. Hinweis: Dies ist 7-10 Tage nach der Operation durchgeführt.
  2. Verwenden Sie ein Student Standardmuster einer Pinzette und gerade feinen Schere, um die Naht zu entfernen.
  3. Injizieren Sie 1 ml steriler Kochsalzlösung in die Maus über IP für Trink.
  4. Pflegen Sie die Maus in einem sauberen leeren Käfig an der Spitze von 42 ° C heiße Platte gesetzt, bis er aufwacht, und lege sie in ihre Gehäusekäfig mit ausreichend Nahrung und Wasser.

9. Tieropfer und Gewebeverarbeitung

  1. Betäuben die Maus und perfuse es mit 4% Paraformaldehyd 15, entfernen Sie das Gehirn, und verarbeiten sie für Kryoschneiden 16.
    Anmerkung: Der Zeitpunkt des Tieropfer hängt vom Experimentator. Für unsere Untersuchungen haben wir uns für 7 und 14 Tage nach der Operation.

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Ergebnisse

Das vorliegende Verfahren zur Herstellung von humanem rekombinantem oligomeren A & bgr; 1-42 ergibt lösliche oligomere Spezies, bestehend aus Monomeren, Dimeren, Trimeren und Tetrameren (1A). Diese niedermolekularen Aß 1-42 Spezies, aber nicht die Fibrillen und Plaques wurden in zahlreichen Einstellungen gezeigt, die meisten Neuronen toxisch 1,4,9,17-19 sein. Um festzustellen, ob oligomeren Aß 1-42 induziert Neuron Tod im Gehirn der Maus Aß 1-42...

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Diskussion

Um eine erfolgreiche Aß 1-42 Injektion erreichen der Experimentator oder Chirurg muss: 1) Verwenden Sie aseptische Technik; 2) richtig das Gehirn Region von Interesse mit genauen Koordinaten zu identifizieren; 3) in der Lage sein, um die Maus richtig zu sichern in der stereotaktischen Rahmen mit dem Gehirn in den AP und ML-Achse nivelliert; 4) die Fähigkeit, den Mikromanipulator mit Präzision zu arbeiten; 5) eine ordnungsgemäße post-operative Betreuung. Wenn diese Taste Schritte befolgt werden die Maus sollte...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde vom Nationalen Institut für neurologische Erkrankungen und Schlaganfall unterstützt gewähren NS081333 (CMT), Alzheimer-Gesellschaft Zuschuss nirgens-10-171721 und National Institute of Mental Health Zuschuss MH096702 (bis UH) und National Institute on Aging geförderte Alzheimer-Forschung Center an der Columbia University Pilot Zuschuss AG008702 (bis YYJ und JB).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Ketamin HCl (100 mg/ml)Henry Schein Medical1049007100 mg Ketamin pro 1 kg Tier
Xylazin (20 mg/ml)Henry Schein Medicalnicht verfügbar10 mg Xylazin pro 1 kg Tier
Buprenex (0,3 mg/ml)Henry Schein Medical12177930,1 mg Buprenex pro 1 kg Tier
Aβ 1-42David Teplow/UCLAnicht verfügbar100 μ M; Dieses Amyloid wurde in der Arbeit
Aβ 1-42BachemH-1368Kann anstelle von Amyloid aus dem Teplow Labor
A&beta verwendet werden; 1-42American Peptide62-0-80BKann anstelle von Amyloid aus dem Teplow-Labor
verwendet werden Scrambled Aβ 1-42American Peptide62-0-46BKann als Kontrollpeptid zum Vergleich von A & beta verwendet werden; 1-42
NU4 Antikörper (oligomerer Amyloid-Antikörper)Geschenk von William Klein/Northwestern U.nicht verfügbar1:2.000 Verdünnung
Anti-Amyloid Oligomer Antikörper  (Polyklonales Kaninchen)EMD MilliporeAB9234Kann anstelle von Nu4 verwendet werden; muss vom Endbenutzer getestet werden
6E10 Antikörper (monoklonale Maus) (Amyloid-Antikörper)Biolegendsig-393201:1.000 Verdünnung
ChAT Antikörper (polyklonale Ziege)MilliporeAB144P1:100 Verdünnung
DeadEnd Fluorometrisches TUNEL-SystemPromegaG3250Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers für Verwenden
Sie Prolong Gold Antifade Reagenz mit DAPIInvitrogenP36935Verwenden Sie es beim Eindecken von Objektträgern
FluorogoldFluorochrome, LLCnicht verfügbar2% Lösung
Absolutes Ethanol (200 proof)Fisher ScientificBP2818-4Zur Herstellung von 70% Ethanol zur Desinfektion und Desinfektion von
Novex 10-20% Tricin GelLife TechnologiesEC6625BOXZur Trennung von Aβ 1-42
Novex Tricin SDS Running Buffer (10X)Life TechnologiesLC1675Zum Laufen von 10-20% Tricin-Gelen
Novex Tris-Glycine Transfer Buffer (25X)Life TechnologiesLC3675Zum Übertragen von 10-20% Tricin-Gelen
SuperSignal Western Blot EnhancerThermo Scientific46640Zur Verbesserung von AΒ 1-42 Signal; Befolgen Sie das Protokoll des Herstellers
Protran BA79 Nitrocellulose-Blotting-Membran, 0,1 μ mGE Healthcare Life Sciences10402088Für den Transfer von 10-20% Tricin-Gelen
Xcell SureLock Mini-CellLife TechnologiesEI0001Elektrophorese-Aparatus für den Transport von 10-20% Tricin-Gelen
GenTeal Lubricant Eye GelNovartisnicht verfügbarZum Feuchthalten der Mausaugen während der Operation; erhältlich in örtlichen Apotheken
 
[header]
Refresh Optive Lubricant Eye DropsAllergannicht verfügbarUm die Augen der Maus während der Operation feucht zu halten; kann in örtlichen Apotheken gefunden werden; Kann anstelle von GenTeal
BetadineStoelting50998verwendet werden Zur Desinfektion und Desinfektion
von runden/konischen Spateln VWR82027-490Zum Öffnen des Tiermauls
Bulldog Serrefines Klemmen (Maulmaße 9X1,6 mm; Länge 28 mm)Fine Science Tools18050-28Optional; Zum Auseinanderhalten der Kopfhaut während der
Injektion Gerade Feinschere (Schneide 25 mm; Länge 11,5 cm)Fine Science Tools14060-11Zum Schneiden der Kopfhaut
#3 SkalpellgriffFine Science Tools10003-12
#11 Chirurgische KlingeFine Science Tools10011-00Zum Durchführen von Kopfhautschnitten
Student Standard Pattern Pinzette (Spitzenmaße 2,5x1,5 mm; Länge 11,5 cm)Fine Science Tools91100-12Zum Schließen der Kopfhaut während des Nähens
Trimmer Combo KitKent ScientificCL9990-1201Zum Rasieren von Haaren
T/Pump Warmwasser-Umwälzer Kent Wissenschaftlich TP-700Zum Erwärmen von Tieren während der Operation
Wiederverwendbares Warmining Pad (5" x 10")Kent Scientific TPZ-0510FEAZur Befestigung an der T/Pump-Warmwasserumwälzung, um das Tier während der Operation zu erwärmen
Akku-MikrobohrerStoelting58610Verwenden Sie 0,8 mm Stahlfräser, um Löcher in den Schädel zu bohren
Laborstandard-Stereotaxisches Instrument mit Maus & Neugeborenen-RattenadapterStoelting51615
Nur für Maus Stereotaktisches InstrumentStoelting51730Kann dies anstelle von Stoelting Cat. #51615
Quintessential Stereotaxic InjectorStoelting53311
Trockener GlasperlensterilisatorStoelting50287Zum Sterilisieren von Edelstahlinstrumenten
Steriles chirurgisches Tuch (18" x 26")Stoelting50981
Hamilton Spritze 50 ml, Modell 705 RN SYR, NDLHamilton Company7637-01Für die Injektion in das Gehirn; verwenden Sie verschiedene Spritzen für verschiedene Lösungen
29 G Nadel, kleine Nabe RN NDLHamilton Company7803-06Zum Befestigen an der Hamilton Spritze für die Injektion des Gehirns
1 ml BD TuberkulinspritzenVWRBD309659Für die Verabreichung von Anästhesie und Kochsalzlösung
30 G Nadel (0,5")VWRBD305106Für die Verabreichung von Anästhesie und Kochsalzlösung
Tragbare elektronische Waage der CS-Serie (Ohaus)VWR65500-202Zum Wiegen von Tieren zur Bestimmung der Anästhesiedosis
Heizplatte (obere Platte mit Abmessungen 7,25 x 7,25 Zoll)VWR47751-148Zum Erwärmen von Tieren nach der Operation
Sofsilk Silk Suture C-1 Cutting 3/8, 12 mmCovidienS1173Zum Verschließen von
Wunden Vetbond Tissue Adhesive (3M)Santa Cruz Biotechnologysc-361931Optional: zur Unterstützung des Wundverschlusses; Mit Naht verwenden.
Sterile Applikatoren mit Holzschaft aus BaumwolleFisher scientific22-029-488Zum Reinigen und Trocknen von Operationswunden
Fisherbrand Superfrost Plus ObjektträgerFisher Scientific12-550-15Zum Sammeln von Hirnschnitten
VWR Micro Cover Glass 24 X 50 mmVWR48393241Zum Montieren von Objektträgern
Thermo Scientific Nalgene Spritzenfilter 0,2 μ mFisher Scientific194-2520Zum Sterilisieren von Kochsalzlösung
Sterile Hautmarker mit zwei Spitzen von Viscot MedicalMedlineVIS1422SRL91Zum Markieren von Koordinaten auf dem Schädel

Referenzen

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Stereotaktische Infusion von oligomeren Amyloid-beta in die Maus-Hippocampus
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