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Methodenartikel

Herstellung von Mica und Siliziumsubstraten für die DNA-Origami-Analyse und Experimentieren

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DOI:

10.3791/52972

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23. Juli 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Biochemistry, University of Notre Dame, 2Department of Chemical and Biomolecular Engineering, University of Notre Dame, 3Department of Chemistry, Physics, and Engineering Studies, Chicago State University, 4Department of Technology, Ivy Tech Community College, South Bend, Indiana

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Reproduzierbare Reinigungsprozesse für Substrate, die in der DNA-Origami-Forschung verwendet werden, werden beschrieben, einschließlich der Tisch-RCA-Reinigung und der Derivatisierung von Siliziumoxid. Protokolle für die Oberflächenvorbereitung, DNA-Origami-Abscheidung, Trocknungsparameter und einfache Versuchsaufbauten werden veranschaulicht.

Zusammenfassung

Die gestaltete Natur und kontrollierte Ein-Topf-Synthese von DNA-Origami bietet aufregende Möglichkeiten in vielen Bereichen, insbesondere in der Nanoelektronik. Viele dieser Anwendungen erfordern die Interaktion mit und die Adhäsion von DNA-Nanostrukturen an einem Substrat. Aufgrund seiner atomar flachen und leicht zu reinigenden Beschaffenheit war Glimmer das Substrat der Wahl für DNA-Origami-Experimente. Die praktischen Anwendungen von Glimmer sind jedoch im Vergleich zu denen von Halbleitersubstraten relativ begrenzt. Aus diesem Grund wird hier ein einfaches, stabiles und wiederholbares Verfahren für die DNA-Origami-Adhäsion auf derivatisiertem Siliziumoxid vorgestellt. Um die Adhäsion von DNA-Nanostrukturen an der Siliziumoxid-Oberfläche zu fördern, wird aus einer wässrigen Lösung, die mit vielen Photolacken kompatibel ist, eine selbstorganisierende Monoschicht aus 3-Aminopropyltriethoxysilan (APTES) abgeschieden. Das Substrat muss mit Hilfe von Reinigungsverfahren der Radio Corporation of America (RCA) von allen organischen und metallischen Verunreinigungen gereinigt werden, und die native Oxidschicht muss geätzt werden, um eine ebene, funktionalisierbare Oberfläche zu gewährleisten. Reinräume sind mit Einrichtungen zur Silikonreinigung ausgestattet, aber viele Bestandteile von DNA-Origami-Puffern und -Lösungen sind in ihnen aufgrund von Kontaminationsbedenken oft nicht erlaubt. Dieses Manuskript beschreibt den Aufbau und das Protokoll für die Reinigung von Silikon in kleinem Maßstab im Labor für Forscher, die keinen Zugang zu einem Reinraum haben oder Prozesse integrieren möchten, die eine Kontamination einer CMOS-Reinlabor-Reinbank im Reinraum verursachen könnten. Darüber hinaus werden Variablen zur Regulierung der Abdeckung diskutiert und beschrieben, wie häufige Probleme bei der Probenvorbereitung erkannt und vermieden werden können.

Einleitung

Zuerst im Jahr 2006 eingeführt wurde, nutzt DNA-Origami die selbstorganisierende Natur von DNA-Oligonukleotiden auf gestaltbar und hochgeordnete Nanostrukturen zu erzeugen. 1 Eine Vielzahl von Strukturen berichtet, von Smiley-Gesichter auf 3-dimensionale-Boxen verriegelt. 2 DNA-Origami kann funktionalisiert werden mit verschiedenen Biomolekülen und Nanostrukturen, was zu Forschungsanwendungen in der Nanoelektronik, Medizin und Quantencomputing. 3, die Analyse und viele zukünftige Anwendungen sind jedoch nicht nur abhängig von Konstruktion, sondern auch auf die Haftung der DNA-Origami-Nanostrukturen auf Oberflächen. Die in diesem Manuskript beschriebenen Verfahren betreffen die Herstellung von DNA origami Proben auf zwei Arten von Substraten: Glimmer und funktionalisierten Siliziumoxid.

Mica ist das Substrat der Wahl für die DNA-Origami-Studien, da es atomar flach, mit einer Schichthöhe von 0,37 nm 0,02 nm ±. 4 Es ist auch easily gereinigt, so dass die Probenvorbereitung und Rasterkraftmikroskopie (AFM) Untersuchungen unkompliziert. Muskovit-Glimmer enthält, die eine hohe Dichte von Kalium in jedem Spaltebene, aber diese Ionen diffundieren weg von der Glimmer-Oberfläche, wenn sie in Wasser. Um die Bindung von DNA an die origami Glimmersubstrat vermitteln, Mg 2+ in der Gegenwart von großen verwendet, um die negative Ladung des Glimmer umkehren und elektrostatisch zu binden, die DNA-Phosphat-Rückgrat mit dem Substrat (1A). 5 Mischungen von DNA anneliert Exzesse der Klammerstränge geben hohe Reichweite und gute Bilder von Glimmer, weil die Haftung der DNA-Origami auf die Mg 2+ -terminierten Oberfläche ist viel stärker als die Haftung der einzelsträngige Oligonukleotide (Stapelstränge). Andere positiv geladene Ionen, einschließlich Ni 2+ und Co 2+ kann die Adhäsion von DNA auf Glimmer steuern. 6,7 Veränderung der Konzentration der ein- und zweiwertigen Kationen in Lösung kann adhe vermittelnsion und Oberflächendiffusionsraten von DNA-Origami. 8 jedoch das Protokoll zur Herstellung von Glimmersubstraten und Abscheiden und Spülen des Origami ist häufig nicht explizit in veröffentlichten Manuskripten. 9 Ohne ein klares Protokoll beschrieben, können reproduzierbare Ergebnisse nur schwer zu erhalten.

Glimmer ist ein Isolator, so dass es nicht als Substrat für einige Anwendungen in der Nanoelektronik geeignet. Silicium mit einer dünnen native Oxid passiwünschenswerte elektronische Eigenschaften, einschließlich der Kompatibilität mit früheren Komplementär-Metalloxid-Halbleiter (CMOS) Verarbeitung zur Eingabe / Ausgabe-Strukturen und topographische Merkmale zu schaffen. In Luft gelagert Siliziumscheiben sind entweder mit einem dicken thermischen Oxid oder dünne natürliche Oxidschicht, die relativ schmutzig ist, mit einer hohen Partikelzahl passiviert. Siliciumoxid hat einen viel niedrigeren Oberflächenladungsdichte als Glimmer und die Ladungsdichte ist stark abhängig von Oxid Herstellung und Geschichte. Bei Magnesiumionenkonzentrationen above 150 mM, gute Beschichtungsstärken (bis zu 4 / & mgr; m 2) mit rechteckigem Origami auf Sauerstoffplasma behandelte Siliziumsubstraten erreicht werden kann; aber diese Konzentration und Abdeckung kann in Abhängigkeit von der Größe und Gestaltung der Nanostrukturen verwendet ein alternatives Protokoll für die Abstimmung der Oberflächenladung zu ändern. 10 ist, um eine kationische selbstorganisierte Monoschicht von 3-Aminopropyltriethoxysilan (APTES) (1B) anhängen das Oxid. Das primäre Amin auf APTES kann bei pH-Werten unter 9 protoniert werden, Modifizieren der Ladung und Hydrophobizität des Substrats. 11 für eine vollständige Monoschicht von APTES erfolgreich aufgebracht werden, muss das in geeigneter Weise unter Verwendung von Silizium-Radio Corporation of America (RCA) Protokollen gereinigt werden . Diese Protokolle sind Behandlungen in Ammoniumhydroxid und Wasserstoffperoxid-Lösungen (RCA1) um organische Rückstände und Partikel-Verunreinigungen zu entfernen. Eine kurze Ätzung in wäßriger Fluorwasserstoffsäurelösung entfernt den nativen Oxidschicht zusammen mitbeliebige ionische Verunreinigungen, die in das Oxid zu haften. Schließlich werden die Proben auf eine Chlorwasserstoffsäure und Wasserstoffperoxid-Lösung (RCA2) ausgesetzt, um Metall und ionischen Verunreinigungen zu entfernen und eine dünne, gleichmäßige Oxidschicht. 12 Die meisten Reinräume haben Hauben für CMOS Reinigungsprotokolle mit strengen Regeln darüber, was verwendet werden, bezeichnet, in diesen Bereichen. Ein häufiges Problem ist in der Form von Ionen, wie Natrium, die die elektronischen Eigenschaften des CMOS-Strukturen durch die Schaffung midbandgap Fallen stören können. 13 Ionen üblicherweise in DNA origami Herstellung und Ablagerung Puffer verwendet könnten die CMOS Bäder Probleme für andere Forscher, die verschmutzen und zu der Reinraum. Aus diesem Grund nutzt unsere Gruppe eine "schmutzige" CMOS Reinigung Bank für kleine Proben für DNA-Origami-Forschung speziell angeordnet. Dieser Prozess ist eine gute Alternative zu den traditionellen Reinraum Einrichtung und kann für Labors, die keinen Zugang zu einem Reinraum CMOS Bank sein.

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Protokoll

1. Experiment Planung und Materialvorbereitung

  1. Bestimmen das Design, Konzentration und Funktionalität der DNA-Origami, die in den Experimenten verwendet wird. 14-16 Hier verwenden wir eine DNA-Origami-Design-Rechteck in 1x TAE zubereitet / Mg 2+ Lösung (40 mM Tris-Base, 20 mM Essigsäure, 2 mM EDTA und 12 mM Magnesium-Acetat, pH 8,0). 17
  2. Autoklaven Alle Tipps, Röhren und Behältern verwendet werden. Diese Materialien müssen alle Autoklaven kompatibel sein.
  3. Bereiten Sie eine Versorgung mit sterilem Wasser zum Spülen. Füllen Sie eine sterile Glas mit etwa 500 ml von 18 MOhm x cm Wasser, Platz auf einer Heizplatte, kochen für 5 Minuten mit der Kappe ab, und nehmen Sie das Glas aus der Kochstelle nehmen und abkühlen lassen mit dem Deckel auf den Behälter gelegt, aber nicht angezogen . Im Kühlschrank aufbewahren und bereiten eine neue Lieferung jeden Monat oder, wenn notwendig.

2. Vorbereiten der Glimmer-Substrat

  1. Cut Substrate auf die entsprechende Größe (1 cm x 1 cm große Quadrate) mit einer Schere. Mica ist dünn und brüchig. Alternativ kaufen Glimmer in Scheibenform, die nicht schneiden erfordert.
  2. Spalten die Glimmer mit doppelseitigem Klebeband. Glimmer ist aus Schichten von Mineralien durch interkalierenden Ionen getrennt sind, kann jede Schicht abgeschält, wenn ein zweiseitiges Klebeband verklebt werden. 18
    1. Platzieren der Glimmer Quadrate auf dem doppelseitigen Klebeband noch in der Bandausgabevorrichtung ein, dass sie fest mit dem Band hält. Der Pinzette zwischen dem Glimmer und dem Band Schieben wird die oberste Schicht entfernt und bleiben auf dem Band. Unmittelbar nach der Entnahme wird das Glimmer quadratisch seiner sauberen Seite nach unten zeigt. Achten Sie auf die Glimmer umdrehen vor der Lagerung in einem Behälter.
    2. Wiederholen Sie diesen Vorgang drei bis vier Mal, um die vollständige Entfernung von der obersten Schicht und eine angemessene Reinigung zu gewährleisten.
  3. Alternativ halten Sie die Glimmer zu einem Behälter oder Tisch mit einem Stück doppelseitigem Klebeband und verwenden Sie ein zweites Stück zu stick zu und ziehen Sie die oberste Glimmerschicht. Der Glimmer wird in beiden Fällen richtig gereinigt werden, wobei die alternative Methode macht Abscheiden DNA und dem Spülen und Trocknen der Probe schwierig, aufgrund der zweiten Haftung auf dem Träger.

3. Einzahlen DNA Origami auf Mica

  1. Kurz gesagt, mischen Sie das Fläschchen mit DNA-Origami mit Hilfe eines Vortex-Mischers, um sicherzustellen, gleichmäßige Verteilung von Nanostrukturen in Lösung.
  2. Pipette 4 ul der Lösung auf den Glimmer, gewährleisten, dass die Pipettenspitze das Substrat nicht berühren. Verlassen Sie die DNA-Origami auf dem Glimmer ca. 10 min, um eine ausreichende Abdeckung zu gewährleisten. Die Abscheidungsdauer richtet sich nach der Konzentration der DNA origami verwendet sowie die gewünschte Abdeckung (2 und 3) zu variieren.
    1. Spülen Sie die DNA-Origami-Lösung aus der Glimmer-Substrat unter Verwendung von 100 & mgr; l sterilem Wasser über ein Waschbecken oder andere Flüssigkeitsbehälter. Nehmen Sie den Glimmer mit einer Pinzette. Pipettieren Sie das Wasser auf dieSubstrat, mit dem Fluss des Tropfens in Richtung der Spitze der Pinzette. Schütteln Sie den Glimmer mit einer scharfen Bewegung nach unten, um das überschüssige Wasser zu entfernen. Halten Sie die Pinzette aufrecht, so dass das Wasser in Richtung der Pinzette zu fließen, um eine Kontamination der Probe zu vermeiden.
  3. Trocknen, das Substrat mit einem stetigen Strom von Stickstoff (N 2) für 1 min. Stellen Sie sicher, dass überschüssiges Wasser entfernt wird. Wiederholen Sie die Spülung mit weiteren 100 & mgr; l sterilem Wasser. Trocknen des Substrats mit N 2 für eine weitere 3 min. Ein vollständig trocken Substrat für eine erfolgreiche Rasterkraftmikroskopie (AFM) Analyse (Abbildung 4) notwendig.
  4. Analysieren Sie den Substrat mit AFM oder lagern in einem geschlossenen Behälter.

4. CMOS / Silicon-Reinigungs-Set-up

  1. ACHTUNG: Bei Verwendung der CMOS-Setup, Persönliche Schutzausrüstung verwenden zu allen Zeiten. Die Reagenzien sind starke Säuren, starke Basen, Fluorwasserstoffsäure (HF) und starken Oxidationsmitteln, welche can mit Abfällen Lösungsmittel reagieren, wenn Reagenzien werden nicht ordnungsgemäß entsorgt werden. Beachten Sie die folgenden Vorsichtsmaßnahmen:
    1. Haus der CMOS Bank in einem Chemieabzug ohne andere Prozesse oder Aufbauten.
    2. Tragen Sie Handschuhe aus Nitril, Laborkittel, Schutzbrille, große Industriehandschuhe aus Nitril, ein Überlaufblech und ein Gesichtsschutz zu jeder Zeit, wenn Sie den CMOS Bank.
    3. Verwenden Sie Plastikwannen als Auffang wenn Lösungen hergestellt.
    4. Verwenden eines inerten Fluorpolymer Messbecher für die Handhabung des konzentrierten HF.
    5. Machen Calciumgluconat Salbe erhältlich als Erste-Hilfe für jeden Hautexposition.
    6. Erlauben nur qualifiziertes Personal, um den Vorgang durchzuführen.
    7. Immer sicherstellen, ein weiteres Mitglied der Labor im Notfall vorliegt.
    8. Halten Sie MSDS Informationen für alle Chemikalien in der Nähe der Haube.
    9. Machen Sie sich mit der Institution oder Chemieunfall und Expositionsrichtlinien des Unternehmens vertraut.
      Hinweis: HF leicht durchdringt die Hautund ist ein Kalzium-Scavenger, beeinflussen Knochen und Nerven schädlich, wenn die Exposition auftritt. Dermale Exposition auf wenige Milliliter der konzentrierten Fluorwasserstoffsäure kann gefährlich und sogar tödlich sein. Etablieren notwendigen Vorkehrungen, um die Exposition tritt nicht gewährleisten.
  2. Führen RCA1 und RCA2 in einem separaten 250-ml-Bechergläser auf separaten Kochplatten. Jedes Becherglas sollte einen Rührstab enthält. Überwachen Sie die Temperatur der Lösung unter Verwendung von Thermometern eingespannt, so der Rührstab nicht in den Kolben schlagen. Decke das Becherglas mit einem Uhrglas, die Auswirkungen der Verdunstung zu verringern.
  3. RCA1 Vorbereitung
    1. Zeigen 50 ml 18 M & Omega; x cm Wasser in den bezeichneten RCA1 Becherglas mit einem Messbecher.
    2. 15 ml konzentriertes Ammoniumhydroxid (NH 4 OH) in das Becherglas. Spülen Sie den Messbecher mit 25 ml Wasser und fügen Sie das Spülwasser in die RCA1 Becher.
    3. Schalten die Hitze und Rührer auf der Heizplatte und bringen die RCA1-Bad auf 70 ° C.
    4. 15 ml 30% Wasserstoffperoxid (H 2 O 2) zu dem Becherglas RCA1. Verwenden Sie die RCA1 Lösung innerhalb 1 Stunde nach der H 2 O 2 wurde hinzugefügt. Das Bad kann mehrmals innerhalb der Zeitspanne von drei Tagen verwendet werden, wenn 15 ml Peroxid wird dem Bad jedes Mal zugesetzt.
    5. Mit Wasser spülen Messbecher gründlich und entsorgen Sie die Spülung in einem geeigneten RCA1 Abfallflasche.
  4. RCA2 Vorbereitung
    1. In 70 ml 18 M & Omega; x cm Wasser an die angegebene RCA2 Becher mit dem Messbecher gründlich gespült.
    2. 15 ml konzentrierter Salzsäure (HCl). Spülen Sie den Messbecher mit 20 ml Wasser und es an die RCA2 Becher hinzuzufügen.
    3. Erhöhen die Hitze und Rührgeschwindigkeit der Kochplatte, bis die Lösung 70 ° C erreicht.
    4. 15 ml 30% H 2 O 2. Wie die RCA1 Bad, benutzen Sie diese Lösung innerhalb 1 Stunde von, wenn die H 2 O 2 zugegeben wird; Zusätzlich kann die Badewannekann mehrmals innerhalb der Spanne von drei Tagen wieder verwendet werden, wenn 15 ml H 2 O 2 wird vor jeder Verwendung zugegeben.
  5. HF Herstellung der Lösung
    1. Man gibt 50 ml Wasser in einem inerten fluorierten Polymers Becher.
    2. Maßnahme 4 ml konzentrierter Fluorwasserstoffsäure (49%) in der Kunststoff-Messbecher und es an den inerten Fluorpolymer-Becherglas.
    3. Spülen Sie den Kunststoff-Messbecher mit insgesamt 50 ml Wasser, das Hinzufügen des Spülwassers in die HF-Becherglas. Waschen Sie den Messbecher gründlich mit Wasser und entsorgen Sie die Waschungen in einem bestimmten HF Abfallbehälter.

5. Vorbereitung und Reinigung des Siliziumsubstrats

  1. Schneiden Siliziumwafer in Chips
    1. Identifizieren die senkrecht und parallel Gitterrichtungen auf der ebenen polierten Oberfläche des Siliziumwafers. Diese Richtungen werden verwendet, um zu helfen, zu spalten Plätzen einfacher. Die folgenden Anweisungen gelten für cleaving Silizium <110> und ist möglicherweise nicht für andere Kristallorientierungen werden.
    2. Setzen Sie den Silizium-Wafer poliert Seite nach oben auf eine weiche Oberfläche, wie eine Serviette. Unter Verwendung der Diamant Schreiber-Feder, sanft nick die Unterseite des Wafers entlang der primären flachen Rand. Setzen Sie einen kleinen Draht, wie einer Büroklammer, unter dem nick und Druck sanft gelten für die Wafer, indem Fingern oder Pinzette auf beiden Seiten des nick und nach unten drücken. Dadurch wird der Wafer in zwei Hälften entlang der Kristallgitterlinie im natürlichen spalten Richtung zu trennen.
    3. Auf einem anderen Serviette, mit einem Bleistift und Lineal, messen Sie die gewünschte Breite der Quadrate durch Markierungspunkte sowohl auf der Ober- und Unterseite der Binde. Verbinden Sie diese Punkte mit geraden Linien. Dies wird als Richtlinie für sogar quadratische Formen zu dienen.
    4. Legen Sie eine der Waferkante-first-Hälften zwischen den Messleitungen auf der Serviette gegen die Leitung gespült, und wiederholen Sie die in Schritt 5.1.2 Die frisch senkrecht piec gebrochenes sollte nun die Breite der Quadrate geschnitten sein. Drehen Sie den Wafer horizontal auf der Serviette. Legen Sie sie zwischen den senkrechten Linien und wiederholen Sie den Vorgang in Schritt 5.1.2.
    5. Bewahren Sie die frisch gespaltenen Wafer-Chips in einem sauberen Fläschchen mit DI-Wasser um Kratzer zu vermeiden gefüllt. Die Silizium-Chips können unbegrenzt gelagert werden, sollte aber vor Beginn der Versuche zu reinigen.
  2. CMOS Reinigung von Silicon
    1. Wenn die RCA1 Lösung die angemessene Temperatur erreicht hat, tauchen acht bis zehn 1 cm x 1 cm Silizium-Chips in der Lösung unter Verwendung eines inerten fluorierten Polymers Korb mit einem "Durchmesser. 2 Sauerstoffblasen auf die Chips und Becherwänden zu bilden. Wenn kein Blasenbildung auftritt, wird die H 2 O 2 abgebaut wird. Lassen Sie die Späne in der Lösung für 10 bis 20 min, Rühren der Korb nach oben und unten alle paar Minuten, um die Chips nicht aneinander haften.
    2. Heben Sie den Korb mit den Silizium-Chips und gut abtropfen lassen. Bewegen Sie den Korb über to Abfallbecher und gründlich mit 18 MOhm x cm Wasser. Tauchen Sie ein in die Waschbecher und wackeln auf und ab 20 Sek. Leeren Sie den Korb und gründlich mit Wasser über die Abfallbecher. Leeren Sie den Auffangbecherglas in einem bestimmten RCA1 Abfallflasche und füllen Sie mit Wasser.
    3. Nach RCA1 Reinigung abgeschlossen ist, setzen Sie den Korb in den 1.50 HF-Becher für 10 bis 20 sec. Verwenden Sie einen sanften Auf- und Abbewegung, die Chips und HF mischen. Heben Sie den dunk eimer die HF vollständig abfliessen kann.
      Hinweis: Die Chipoberflächen hydrophob sein sollten; Wasser wird nicht nass den Chip, sondern bilden Tröpfchen mit hoher Kontaktwinkel. Dies zeigt, daß das Siliciumoxid weggeätzt worden ist, und der Chip wird nun von Si-H-Bindungen beendet.
    4. Setzen Sie den Waschbecher und spülen Becherglas in einem Kunststoffwanne, bewegen Sie den Korb über dem Becherglas spülen und spülen Sie mit 18 MOhm x cm Wasser. Tauchen Sie den Korb in den Waschbecher und rühren für 20 Sekunden.
    5. Füllen Sie einen zweiten Drain und rinse-Zyklus mit 18 MOhm x cm Wasser. Dump das Waschwasser in das Becherglas spülen und füllen Sie den Waschbecher mit Wasser. Gießen Sie alle Abfälle in einem bestimmten Kunststoff-HF Abfallflasche.
    6. Wenn die RCA2 Lösung die entsprechende Temperatur erreicht, tauchen die Silizium-Chips in den Lösungen mit dem Korb. Lassen in der Lösung für 10 bis 20 min. Der Chip wird nunmehr hydrophil sein, aufgrund des Wachstums einer dünnen (1-2 nm) Oxidschicht.
    7. Nach der entsprechenden Menge Zeit zu entfernen und nach den gleichen Verfahren wie Spülen RCA1. Entsorgen Sie den Abfall in der entsprechenden RCA2 Abfallbehälter. Nehmen Sie jedes Chip aus dem Korb mit Plastikpinzette, mit Wasser abspülen und trocken blasen mit Stickstoff.
    8. Shop-Chips in einem Kunststoff-Wafer-Box oder in einer Ampulle von 18 MOhm x cm Wasser. Das Silizium wird sauber bleiben, wenn sie in Wasser für etwa drei Tage nach der Reinigung gespeichert. Stellen Sie sicher, dass der Arbeitsbereich richtig aufgeräumt und die Außenseite der CMOS-Handschuhe wurden gewaschen. Lassen Sie das CMOS Handschuhe in der Haube, um zu trocknen.

6. Hinterlegung DNA Origami auf APTES funktionalisierten Silicon

  1. Selbstorganisierten Monoschicht Formation auf Silicon
    1. Warm APTES auf RT vor dem Öffnen. Wenn die Flasche zu kalt ist, kann es zu Kondensation kommen, wodurch die Hydrolyse der APTES während der Lagerung. In 1980 & mgr; l von 18 MOhm x cm Wasser und 20 ul APTES auf eine saubere Szintillationsfläschchen und Schwenken vermischen. Verwenden Sie diese Lösung sofort.
    2. Legen Sie eine gereinigte Silizium-Chip reflektierenden Seite nach oben in den Szintillationsfläschchen, Kappe, und lassen Sie sich für 20 min. Entfernen Sie den Chip mit einer Pinzette und spülen mit 200 ul Wasser und trocken für 1 Minute mit einem Strom von N 2.
  2. Abscheiden von DNA-Origami auf APTES funktionalisierten Silicon
    Anmerkung: Die Schritte zum Abscheiden Origami funktionalisierter Silizium sind analog zu denen für die Abscheidung auf Glimmer.
    1. Kurz mischen die DNA-Origami-Fläschchen und Pipette 4 ul Lösungauf das Siliziumsubstrat. Erhöhen Sie gegebenenfalls die Lautstärke der verwendet wird, um das gesamte Substrat abzudecken, wie das funktionalisierte Silizium ist hydrophober als die Glimmer-Substrat DNA-Origami-Lösung. Verwenden Sie ein Deckglas, um die Abscheidungslösung nach unten drücken und Verdunstung während der langen Ablagerungen zu verhindern.
    2. Ließ die Lösung stehen für die Menge an Zeit, die für den verwendeten Konzentrationen und der gewünschten Abdeckung (siehe Figuren 2 und 3 für die Wirkung von Zeit und Konzentration auf der Fläche bewachsen). Mit 100 ul sterile 18 MOhm x cm Wasser abspülen und trocken das Substrat mit N 2 für 1 min.
    3. Wiederholen Sie das Spülen mit weiteren 100 ul sterilem Wasser und trocknen Sie das Substrat mit N 2 für 3 min.
    4. Die Probe ist in einem sauberen Behälter, bis weitere Experimente oder Bildgebung durchgeführt werden. Proben beginnen Teilchenspeichermenge nach ca. 1-2 Wochen Lagerung zeigen, je nachdem, wie much sie behandelt werden.

7. AFM Imaging und Bildanalyse von DNA-Origami Samples

  1. Verwenden AFM im Tapping-Modus in Luft zur Bildgebung. Tapping-Modus sorgt dafür, dass eine minimale Kraft auf die fragile Nanostrukturen angewendet werden, im Vergleich zu Kontaktmodus.
    Anmerkung: Die Bildaufnahmeparameter werden abhängig von dem Instrument. Alle Bilder vorgestellt wurden mit einem Nanoscope IIIa Multimode erfasst.
  2. Auswahl AFM-Sonden zur berührungs / Zapfmodus in Luft, mit reflektierenden Goldbeschichtung, eine Resonanzfrequenz (nominal) von ~ 300 kHz, Kraftkonstante von 40 N / m und einem Spitzenradius <10 nm.
  3. Prozess und die AFM-Bilder mit Nanoscope-Analyse-Software zu analysieren. Führen Sie Deckung Berechnungen mit ImageJ. 19

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Ergebnisse

Zwei Variablen bestimmen die Berichterstattung über DNA-Origami auf dem Substrat: Konzentration der Lösung und Belichtungszeit. Die Absorptionseigenschaften der DNA Origami auf Glimmer und APTES funktionalisiertes Siliciumoxid sind zuvor berichtet worden. 13 die Beziehung zwischen der Konzentration der DNA origami in der Abscheidungslösung und die endgültige Beschichtungsstärken auf Glimmer sind in Tabelle 1 und 2 zusammengefaßt, zeigen zunehmende Konzentration Ergebnisse in die größere Fläch...

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Diskussion

Es gibt mehrere Schritte, die betont, um konsistente und optimale Ergebnisse zu erzielen werden müssen. Für Glimmer Proben, die nach einem strengen und gründlichen Spülen und Trocknen Regime, wie in den Schritten 3.3 und 3.4, wird sicherstellen, dass qualitativ hochwertige Bilder von einzelnen DNA-Origami kann mit AFM, ohne die verschiedenen Probleme im Repräsentative Ergebnisse Abschnitt beschrieben erreicht werden. Von primärer Bedeutung für Siliziumproben ist die Sauberkeit des Substrats. Im Anschluss an die in Schri...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken Dr. Gary Bernstein für die Nutzung des AFM.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Eppendorf epT.I.P.S. Nachladungen, Kapazität 2-200  μ lVWR International, LLC2249173310er Nachfülltablett mit 96 Spitzen
Mikrozentrifugenröhrchen, PolypropylenVWR International, LLC87003-2900,65 ml, natur
Research Plus Pippete - Einkanal - 20-200  μ lA. Daigger & Unternehmen, Inc.EF8960F-3120000054 EACHEinstellbare Lautstärke
Research Plus Pippete - Einkanal - 2-20  μ lA. Daigger & Unternehmen, Inc.EF8960D-3120000038 EACH
Scotch 237 Permanentes doppelseitiges KlebebandOffice Depot, Inc.6027103/4" x 300", 2er-Pack
Vortex-MischerThermo ScientificM37610-33Q
Wafer-Behälter einzeln, 2" (50 mm), 60 mm x 11 mm mmElektronenmikroskopie64917-26 pro Packung
6" Wafer, P-Typ, < 100> Ausrichtung, mit primärer flacherNova Electronic Materials, Ltd.
Puderfreie Nitril-UntersuchungshandschuheVWR International, LLC82062-428Katalognummer gilt für Größe groß
Hochpräzise berührungslose Sonden mit Au-reflektierender BeschichtungK-Tek Nanotechnology, Inc.HA_NC/15
Autoklav PanA. Daigger & Unternehmen, Inc.NAL692-5000 EF25341C
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Pinzette PTFE 200 mm QuadratDynalon Corp.316504-0002
Muskovit-Glimmerplatten V-5 QualitätElektronenmikroskopie Wissenschaften71850-0110 pro Packung
Glimmerscheibe, 10 mmTed Pella, Inc50Glimmerscheiben sind optional
Ritzer Diamon Pen für GlaswarenVWR International, LLC52865-005
Szintillationsfläschchen, Borosilikatglas, mit Schraubverschluss - 20 mlVWR International, LLC66022-060Koffer mit 500 Stück, mit aufgesetzter Kappe aus Polypropylen und Zellstofffolienauskleidung
4 x 5 Zoll Top PC-200 Heizplatte, 120 V/60 HzDot Scientific, Inc.6759-200
Gläser mit geraden Seiten, WeithalsöffnungVWR International, LLC89043-554Etui mit 254 Stück, Verschlüsse mit aufgesetzter Zellstoff-/Vinylauskleidung
Becherglas in Standardqualität, 250 ml FassungsvermögenVWR International, LLC173506
Bechergläser, PTFEVWR International, LLC89026-022Zur Verwendung mit HF-Uhrenglas
in flacher Form, 3"VWR International, LLC66112-107Karton mit 12
Kunststoff-VorratsbehälternVWR International, LLC470195-354Für Sekundärbehälter
Allzweck-Flüssigkeits-in-Glas-ThermometerVWR International, LLC89095-564
Hochpräzise und ultrafeine PinzetteElektronenmikroskopie Sciences78310-0
Polycarbonat-GesichtsschutzFisher ScientificInc.18-999-4542
NeoprenschürzeFisher Scientific, Inc.19-810-609
Calciumgluconat, CalgonatW.W Grainger, Inc.13W861Tube, 25 g
Wasserstoffperoxid 30% CR ACS 500 mlFisher Scientific, Inc.H325 500GESUNDHEITSSCHÄDLICHES, GIFTIGES
3-AminopropyltriethoxysilanGelest Inc.SIA0610.0-25GMVor Gebrauch auf Raumtemperatur erwärmen lassen.
Ammoniumhydroxid, 2,5 lFisher Scientific, Inc.A669-212GESUNDHEITSSCHÄDLICHE, GIFTIGE
SalzsäureFisher Scientific, Inc.A144-212GESUNDHEITSSCHÄDLICHE, GIFTIGE
FlusssäureFisher Scientific, Inc.A147-1LBGESUNDHEITSSCHÄDLICHES, GIFTIGES
MultiMode-Nanoskop IIIaVeeco Instruments, Inc.Jedes AFM, das den Klopfmodus unterstützt, ist für die Analyse geeignet
TauchkorbHergestellt im LaborHergestellt im LaborDer Tauchkorb wurde aus dem Boden einer PTFE-Flasche mit eingebohrten Löchern, dem PTFE-Griff und allen PTFE-Schrauben hergestellt.
mit einstellbarem Volumen GC49266

Referenzen

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