Methodenartikel

Hämodynamische Charakterisierung von Nagetiermodellen von pulmonaler arterieller Hypertonie

DOI:

10.3791/53335

⸱

11. April 2016

 ,  , 
1Department of Medicine, Duke University Medical Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Pulmonale arterielle Hypertonie (PAH) ist eine Erkrankung der Lungenarteriolen, die zu deren Obliteration und der Entwicklung eines rechtsventrikulären Versagens führt. Nagetiermodelle der PAH sind entscheidend für das Verständnis der Pathophysiologie der PAH. Hier zeigen wir die hämodynamische Charakterisierung mit Rechtsherzkatheterisierung und Echokardiographie bei Maus und Ratte.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die pulmonale arterielle Hypertonie (PAH) ist eine seltene Erkrankung des Lungengefäßsystems, die durch Endothelzellapoptose, Proliferation der glatten Muskulatur und Obliteration der Lungenarteriolen gekennzeichnet ist. Dies wiederum führt zu einem rechtsventrikulären Versagen (RV) mit erheblicher Morbidität und Mortalität. Nagetiermodelle der PAH in der Maus und der Ratte sind wichtig für das Verständnis der Pathophysiologie, die dieser seltenen Krankheit zugrunde liegt. Bemerkenswert ist, dass verschiedene Modelle der PAH mit unterschiedlichen Graden von pulmonaler Hypertonie, RV-Hypertrophie und RV-Versagen verbunden sein können. Daher ist eine vollständige hämodynamische Charakterisierung von Mäusen und Ratten mit PAH entscheidend, um die Auswirkungen von Medikamenten oder genetischen Veränderungen auf die Krankheit zu bestimmen.

Hier demonstrieren wir Standardverfahren zur Beurteilung der rechtsventrikulären Funktion und Hämodynamik sowohl in Ratten- als auch in Maus-PAH-Modellen. Die Echokardiographie ist nützlich bei der Bestimmung der RV-Funktion bei Ratten, obwohl es bei der wachen Maus schwierig ist, Standardansichten des rechten Ventrikels zu erhalten. Der Zugang für die Rechtsherzkatheterisierung erfolgt bei Mäusen und Ratten mit geschlossener Brust über die Vena jugularis interna. Der Druck kann mit einem Polyethylenschlauch mit einem Flüssigkeitsdruckmessumformer oder einem Miniatur-Mikromanometer-Druckkatheter gemessen werden. Die Druck-Volumen-Schleifenanalyse kann im offenen Brustkorb durchgeführt werden. Nach Erhalt der Hämodynamik wird das Nagetier eingeschläfert. Das Herz kann präpariert werden, um die RV-freie Wand vom linken Ventrikel (LV) und Septum zu trennen, was eine Beurteilung der RV-Hypertrophie anhand des Fulton-Index (RV/(LV+S)) ermöglicht. Dann können bei Bedarf Proben aus dem Herzen, der Lunge und anderen Geweben entnommen werden.

Einleitung

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Pulmonaler arterieller Hypertonie (PAH) ist eine Erkrankung des Lungengefäßsystems assoziiert mit entzündlichen Zellinfiltration, Proliferation der glatten Muskulatur und endotheliale Zellapoptose. Diese Änderungen führen zu Verödung der pulmonalen Arteriolen, anschließend rechten Ventrikels führt (RV) Dysfunktion und Herzinsuffizienz. Um die Pathophysiologie zugrunde liegenden PAH und RV Versagen bei PAH, eine Reihe von verschiedenen Modellen, einschließlich genetischer und pharmakologischer Modelle, für das Studium dieser Krankheit zu verstehen , entwickelt worden ( zusammengefasst anderswo 1,2).

Von diesen Modellen sind die beliebtesten Hypoxie-induzierte (Hx) PAH in der Maus und der Monocrotalin (MCT) und SU5416-Hypoxie (SuHx) Modelle in der Ratte. In der Maus Hx Modell Mäuse 4 Wochen Hypoxie ausgesetzt sind (entweder normobare oder hypobarischen, entsprechend einer Höhe von 18.000 Fuß mit einem FiO2 von 0,10), wobei die resultierende Entwicklung der medialen Proliferation, erhöhte RV systolic Druck und die Entwicklung der RV Hypertrophie 3. MCT bei einer Einzeldosis von 60 mg / kg führt zu Schäden an Lungen Endothelzellen durch einen unklaren Mechanismus, der dann bei der Entwicklung von PAH Ergebnisse 4. SU5416 ist ein Inhibitor des vaskulären endothelialen Wachstumsfaktor-Rezeptoren (VEGFR) 1 und 2 blocker, und die Behandlung mit einer einzelnen subkutanen Injektion von 60 mg / kg durch Bestrahlung mit chronischer Hypoxie für 3 Wochen führt zu einer dauerhaften pulmonale Hypertonie mit pathologischen Veränderungen gefolgt ähnlich an , dass 5 in der menschlichen Krankheit, mit der Bildung von obliterative vaskuläre Läsionen gesehen. In den letzten Jahren wurden mehrere transgene Mausmodelle für die pulmonale Hypertonie entwickelt. Dazu gehören Knockout und Mutationen des Knochen - morphogenetischen Protein - Rezeptor 2 (BMPR2), als BMPR2 Gen - Mutationen gefunden werden in beiden familiären und idiopathische Formen von PAH, Hämoxygenase-1 - Knockout und IL-6 - Überexpression (Bewertung anderer Stelle 1,2).

Diese verschiedenen Nagetiermodellen von PH haben verschiedene Ebenen der pulmonalen Hypertonie, RV Hypertrophie und RV Versagen. Während die Hypoxie und verschiedene transgene Mausmodelle führen zu viel milder PAH als die beiden Rattenmodell 1, tut es Tests von verschiedenen genetischen Mutationen und den damit verbundenen molekularen Signalwegen zu ermöglichen. Das MCT - Modell führt zu schweren PAH, obwohl MCT als toxisch erscheint 4 - Zellen in vielen Geweben an Endothelzellen. Die SuHx Modell durch vaskuläre gekennzeichnet ändert mehr ähnlich der in idiopathic PAH bei Menschen gesehen, allerdings erfordert sowohl pharmakologische Manipulation und Hypoxie-Exposition. Darüber hinaus wird in allen diesen Modellen kann es zu einer Trennung zwischen den histopathologischen Veränderungen, Lungendrücke und RV-Funktion mit der Entwicklung von PAH verbunden. Dies steht im Gegensatz zu der menschlichen Krankheit, wo es in der Regel ein proportionaler Zusammenhang zwischen histopathologischen Veränderungen, die Schwere der Pulmonary Hypertonie und der Grad der RV Versagen. Somit ist eine umfassende Charakterisierung dieser Nagetiermodellen von PH erforderlich und beinhaltet Beurteilungen der RV-Funktion (typischerweise durch Echokardiographie), Hämodynamik (durch Herzkatheterisierung) und Histopathologie des Herzens und der Lunge (aus Gewebeernte).

In diesem Protokoll beschreiben wir die grundlegenden Techniken zur hämodynamischen Charakterisierung von PAH-Modelle in der Ratte und der Maus. Diese allgemeinen Techniken kann zu jeder Studie des rechten Ventrikels und Lungengefäßen angewendet werden und ist nicht auf Modelle von PAH beschränkt. die RV durch Echokardiographie Visualisierung ist relativ einfach in Ratten, aber anspruchsvoller in Mäusen aufgrund ihrer Größe und der komplexen Geometrie des RV ist. Darüber hinaus haben einige Surrogate für die Quantifizierung von RV-Funktion verwendet werden, wie TAPSE, Lungenarterie (PA) Beschleunigungszeit und PA-Doppler-Wellenform Ausklinken, sind nicht gut in Menschen validiert und nur schwach mit der Bewertung von pu korrelierenlmonary Hypertonie und RV-Funktion durch invasive Hämodynamik. Die Bestimmung der RV Hämodynamik wird am besten mit einem geschlossenen Brust getan, um die Auswirkungen eines negativen intrathorakalen Druck mit Inspiration zu halten, obwohl offen Brust Katheterisierung mit einer Impedanz Katheter Bestimmung der Druck-Volumen (PV) ermöglicht Schleifen und eine detailliertere hämodynamischen Charakterisierung . Wie bei jedem Verfahren, ist die Erfahrung mit den Verfahren der Entwicklung entscheidend für experimentelle Erfolg.

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Protokoll

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Alle beschriebenen Verfahren folgen die Tierpflege-Richtlinien von der Duke University School of Medicine.

1. Vor Beginn des Verfahrens

Hinweis: Vor der Durchführung von Tierversuchen, sicherzustellen, dass geeignete institutionelle Erlaubnis erhalten worden ist. Wie bei allen Verfahren, verwenden Sie Medikamente geeignete Schmerzen, um sicherzustellen, dass es kein Leiden der Tiere ist.

  1. Flush Katheter mit heparinisierten steriler Kochsalzlösung (100 U / ml), um die Durchgängigkeit zu gewährleisten. Mark einen Punkt aus der Spitze des Katheters äquivalent zu der Länge von dem Zentrum zu der Mitte des Halses (etwa 4 cm für Ratten und 2 cm für Mäuse).
  2. Anesthetize der Maus oder Ratte. Auswahl des Anästhetikums umfassen Isofluran (Induktion 3-4%, Wartung 1,5% mit 100% Sauerstoff), Ketamin / Xylazin (80-120 / 10 mg / kg) und Pentobarbital (40-80 mg / kg) 6.
    1. Beispielsweise mit Ketamin: Xylazin (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP für Mäuse und 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP für Ratten), eine Einzeldosis dauert 20-50 min der Anästhesie. Für Echokardiographie, betäuben Maus oder Ratte mit Isofluran (3-4% für die Induktion und 1,5% für die Wartung). Beurteilen Sie Narkosetiefe durch das Nagetier im OP-Bereich Kneifen, dass die Entzugs Reflexe fehlen zu bestätigen. Verwenden Veterinär Salbe auf die Augen Trockenheit während der Narkose zu verhindern.
      Hinweis: Verschiedene Anästhetika können verwendet werden , um zuverlässige Ergebnisse mit sachgemäßen Verwendung und Optimierung (Bewertung anderswo 6). Unsere Präferenz für Katheterisierung ist Ketamin verwenden: Xylazin. Eine Überdosierung mit Ketamin / Xylazin kann tief sinken Herzfrequenz und Herzfunktion, so ist es wichtig, die richtige Temperatur und die Atmungs unter Kontrolle zu halten. Zur Aufrechterhaltung der Herzfrequenz (> 400 / min) bei Mäusen, führen wir regelmäßig bilaterale Vagotomie. Die Menge von Ketamin / Xylazin hier wird dauern in der Regel 20 bis 30 Minuten, die ausreichend ist, entweder offene oder geschlossene Brust Herzkatheter durchführen, gefolgt voneuthanizing das Tier.
  3. Bereiten Sie die Ratte / Maus für das chirurgische Verfahren (Abbildung 1).
    1. Rasieren Sie das Fell von der Brust (damit Echokardiographie) und aus dem Operationsbereich, im rechten Hals.
    2. Scrub die rasierte chirurgischen Bereiche mit einem Kreislauf von der Mitte nach außen betadine verwenden, gefolgt von mit 70% Alkoholtupfer reinigen.
    3. Legen Sie das Tier auf eine chirurgische Plattform mit einem wärmenden Kissen darunter. Stellen Sie die Heizstufe eine Körpertemperatur von 37 bis 37,5 ° C zu halten. Überwachen Sie die Körpertemperatur mit einer rektalen Sonde. Hypothermie kann in signifikanter Bradykardie und Hyperthermie führt zu einer signifikanten Tachykardie führen.

2. Echokardiographie

Hinweis: Eine vollständige Beschreibung der Nagetier - Echokardiographie wird an anderer Stelle 7 beschrieben. Für die Maus vor der Anästhesie, können die Bilder auf dem wach, manuell zurückgehalten Tier erhalten werden. Für die Ratte,Anästhesie vor der Echokardiographie ist als Ratten bevorzugt sind zu groß, manuell zurückgehalten, während wach zu sein).

  1. Parasternal lange Achse (PLAX) Ansicht.
    1. Legen Sie das Tier in Rückenlage auf der Plattform oder zurückhalten sie manuell.
    2. Wählen Sie B-Modus, um ein 2D-Live-Bild zu projizieren.
    3. Richten Sie den Ultraschallwandler mit einer Frequenz von 40 MHz für Maus oder 25 MHz für Ratten nach links Parasternallinie, und dann drehen Sie den Wandler gegen den Uhrzeigersinn 30 ° mit der Sonde Indikator zeigt in die kaudal (05.00 bis 11.00 Linienposition) . Winkel der Wandler leicht (auf der kurzen Achse des Wandlers in der gleichen tomographischen Ebene Schaukel) eine vollständige LV Kammerblick in der Mitte des Bildschirms zu erhalten.
    4. Suchen Sie und sehen diese anatomischen Strukturen (2A): das Lumen des linken Ventrikels (LV); Septums (IVS); das Lumen des rechten Ventrikels (RV); Aufsteigende Aorta (AO); und linke Atrium (LA).
    5. Wechseln Sie in den M-Modus, sobald diese obigen Strukturen sind deutlich sichtbar gemacht. Setzen Sie die Markierungslinie durch das breiteste Teil LV Lumen mit AO als Bezugspunkt und machen auch die Fokustiefe liegen in der Mitte der LV Kammer (2B). Machen Sie ähnliche Messungen des RV durch Abwinkelung des Wandlers verändert und M-Modus-Messungen zu erhalten.
    6. Verwenden Sie cine speichern, um ein Video-Schleife erstellen, um die Daten für die Offline-Messung (LV Kammer Dimension, FS und LV Wanddicke) aufzuzeichnen.
    7. Besorgen Sie sich eine Doppler - Verfolgung der Aorten - Abfluss in PW - Doppler - Modus , indem Sie den Cursor PW in der Aorta platzieren und die Aufnahme (Abbildung 2C).
  2. Parasternal Short-Achsen-Ansicht (PSAX) an der Aorten-Ebene.
    1. Wechseln Sie in den B-Modus.
    2. Drehen Sie den Wandler 90 ° im Uhrzeigersinn von der parasternal Ansicht lange Achse die parasternal Kurzachsenansicht (Abbildung 3) zu erhalten. Bewegen und Winkel des Wandlers in Richtung des Schädels zu identify die Aortenklappe Querschnitt.
    3. Identifizieren der rechten ventrikulären Ausflusstrakt (RVOT) als sichelförmigen Struktur nach oben rechts zur Aorta lokalisiert, weiterhin mit Pulmonalklappe Faltblättern und Pulmonalarterie.
    4. Hold Steady manuell die gleiche Position bei. Wechseln Sie in den PW-Doppler-Modus.
      Hinweis: Eine Stationsplattform zur Aufnahme des Nagetier und Sonde verwendet werden, kann die Bewegung und Veränderung der Wandlerposition zu minimieren.
    5. Platzieren des Probenvolumens proximal zu der Ebene der Pulmonalklappe in der Mitte des rechten ventrikulären Ausflusstrakt und dann den Cursor parallel zur Richtung des Blutflusses durch den Behälter (3B).
      Hinweis: Es ist wichtig, den Probenahme Winkel zur Richtung des Blutflusses oder verwenden, um die Ultraschallsoftware einzustellen, um eine Änderung des Winkels zu korrigieren. Ohne Korrektur ist die maximale Winkel zu dem Behälter 30 °, die zu niedrige Schätzung der Geschwindigkeit auf ~ 15% entspricht.
    6. Adjust die Skala (die Geschwindigkeit des Blutflusses) bei Bedarf eine "gute" Doppler - Hülle zu erhalten, die weiße Ränder und eine dunkle innen hohl anzeigt laminaren Blutfluss (3C) aufweist. Notieren Sie sich die Doppler-Tracing.
      Hinweis: Eine "schlechte" Doppler-Umschlag nicht ausreichend weiße Ränder nicht aufnehmen und eine dunkle hohl.
    7. Wird Katheterisierung an dieser Stelle nicht durchgeführt wird, lassen Sie das Nagetier zu erholen, wenn Anästhesie verwendet wurde. Nicht das Nagetier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage und nicht zurück an die Gesellschaft anderer Tiere wiedergewonnen hat, bis es vollständig zurückgewonnen wird. Wenn Katheterisierung durchgeführt wird, gehen Sie zu Abschnitt 3.

3. Rechtsherzkatheter

  1. Closed-Brust-Ansatz für RV Druckmessung
    1. Konfiguration:
      1. Schließen Sie den Druckwandler Eingangskanal 1. In der Software die Kanal 1 für Druck und channel 2 für die Herzfrequenz.
      2. Zur Umrechnung Einheiten mmHg, notieren Sie die Baseline-Spur, führen Sie eine Druckkalibrierung manuell ein Manometer (wenn ein Blutdruckwandler und PE-Schlauch verwenden). Dann wurden 1 Einheiten Umwandlung unter Kanal durchführen.
      3. So legen Sie die Herzfrequenz, den Eingang des Kanals ausschalten 2. Wählen Sie zyklische Messungen unter Kanal 2 und wählen Sie Kanal 1 für Quelle und Rate für die Messung.
    2. Platzieren Sie die Maus / Ratte unter einem Präpariermikroskop mit dem Schwerpunkt in der Tiefe und einer Vergrößerung von 5x.
    3. Einzuschneiden die Haut von den Unterkiefer mit dem Brustbein (Abbildung 1). Setzen Sie ein Paar von Retraktoren auf jeder Seite des Einschnitts in vollem Umfang den Halsbereich aus.
    4. Unverblümt sezieren die Speicheldrüsen zu trennen die rechte externe Hals zu belichten Vene mit feinen stumpfe Spitze Zange (4A, B).
    5. Sorgfältig Isolat vom umgebenden Bindegewebe die rechte äußere Jugularvene.
    6. Legen Sie zwei Stücke von Seidenfaden (4-0 für Ratten, 6-0 für Mäuse) unterhalb des rechten äußeren Halsvene, abzubinden die Vene distal (so nahe an der Mandibula wie möglich), und dann proximal einen losen Knoten zu binden ( 4C).
    7. Verwenden Iris Schere, um ein kleines "nick" (Schnitt) proximal nach distal gebundenen Knoten machen.
    8. Halten Sie den Katheter mit einer Zange und legen Sie den Katheter in den Schnitt der Vene und dann den proximalen Knoten festziehen.
      Anmerkung: Wir verwenden normalerweise Polyethylen (PE) -10-Schlauch (~ 2 Fr size) für Mäuse und PE-50 (~ 3 Fr Größe) für Ratten, die dem regulären Druckwandler durch eine 31 G oder 21 G Nadel verbunden ist, und kalibriert. Markieren den Katheter mit einem Marker auf einer Länge etwa entsprechend der Platzierung der Spitze in dem rechten Ventrikel. Als Alternative zu PE-Schlauch kann ein Mikromanometer Katheter verwendet werden. Sanft kann das distale Knoten ziehen helfen, den Katheter einzuführen.
    9. Schieben Sie den Katheter in das rechte Herz und Monitordie Tiefe der Aufstieg in die Marke nach. Überwachen Sie den Druckverlauf in der Software des Katheters Lage zu überprüfen und zu identifizieren , die RV Druck (Abbildung 5).
    10. Halten Sie den Katheter unbeweglich und sammeln die Daten (Toggle-Daten neben der Start-Taste wird die Aufnahme) für 2 min.
    11. Gehen Sie zur Sammlung (Abschnitt 4) kosten.
  2. Offene Brustansatz für RV PV-Loop-Analyse.
    Hinweis: PV Schleifenanalyse des rechten Ventrikels kann nicht mit einem geschlossenen Brust Annäherung an die Steifigkeit des Katheters durch Konduktanz vorgenommen werden, die sich von der SVC nicht dem RA passieren. Im Handel erhältliche Leitwert Katheter sind für LV PV-Loop-Analyse entwickelt.
    1. In der Software-Kanal 1 für Leitfähigkeit eingestellt; Kanal 2 für Druck; und Kanal 3 für die Herzfrequenz.
    2. Intubate die Ratten mit einem 16 G Teflonschlauch und schließen Sie das Rohr mit einem mechanischen Ventilator. Berechnen und stellen Sie die Beatmungsparameter für Mäuse oder Ratten, die die Folge miting Formeln 6: Atemvolumen (V t, ml) = 6,2 x M 1.01 (M = Tiermasse, kg); Atemfrequenz (RR, min -1) = 53,5 x M -0,26 (6A).
    3. Verbreiten Sie 70% Alkohol auf das Fell um die Ausbreitung von Pelz auf das Operationsfeld zu reduzieren.
    4. Einen Einschnitt unter dem Xyphoid Prozess und sezieren bilateral die Haut mit einer Schere in Richtung der Flanke.
    5. Schnitt durch die Bauchwand und öffnen Sie die Bauchhöhle durch bilaterale Dissektion entlang der Membran.
    6. Öffnen Sie die Membran der Spitze des Herzens zu belichten und auf bilateraler Ebene schneiden Sie den Brustkorb (6A). Verhindern, dass die Verdunstung und Gewebe Trocknung durch Kochsalzlösung in der Brust- und Bauchhöhle mit einer Spritze Spritzen.
      Hinweis: Wir in der Regel eine Dissektion Schere verwenden, um die Bauchhöhle und Brustkorb zu öffnen. Bluten ist in der Regel nicht signifikant, aber wenn es blutet, kann electrocautery verwendet werden.
    7. Sorgfältig Isolat the inferior vena cava (IVC) aus dem umgebenden Bindegewebe.
    8. Legen Sie ein Stück Seidenfaden (4-0 für Ratten, 6-0 für Mäuse) um den IVC und dann einen losen Knoten zu binden (oder Gewinde den Faden durch eine 16 G Teflonschlauch) (6B).
    9. Stechen Sie die apikal RV freie Wand mit einer 27-30 Gauge-Nadel parallel zur RV freien Wand und entfernen Sie die Nadel. Achten Sie darauf, die Nadel nicht in mehr als 4 mm zu drücken.
      Anmerkung: Alternativ kann ein kleines Stück PE-60-Schlauch verwendet werden kann Einstich des Leitwertes Katheters in den RV Spitze zu führen.
    10. Setzen Sie den Leitwert Katheterspitze durch den Stich auf der apikalen RV freie Wand gewickelt , bis alle Elektroden im Inneren des Ventrikels (6C) sind.
    11. Überwachen Sie die Druckvolumen Schleife in der Software und stellen Sie dann die Position des Katheters zu erhalten konsequent förmigen Schleifen das nicht zeigen signifikante Atmungs Variation (7B, C).
    12. AufzeichnenBaseline-PV-Loops (Toggle-Daten neben der Start-Taste wird die Aufnahme) für mindestens 10 Sekunden eine Reihe von PV zu erhalten Schleifen.
    13. Ziehen Sie die rund um die IVC platziert Naht, um die Vorbelastungen ändern und die PV-Loops aufnehmen. Analysieren Sie die Daten off-line und leiten verschiedene Parameter des RV systolische Funktion (Abbildung 7D). Diese Analyse wurde bisher 8 beschrieben.
      Hinweis: IVC kann alternativ durch Pinzetten okkludiert werden. Überwachen Sie den RV Druckverlauf die Reduzierung der Vorspannung zu bestätigen.
    14. Führen Sie Kochsalzlösung und Küvetten - Kalibrierungen , wie zuvor beschrieben , um eine Umwandlung von Leitwert Einheiten Volumeneinheiten 6 zu ermöglichen.
    15. Nach dem Aufzeichnen der Daten, ziehen Sie vorsichtig den Katheter aus und legen Sie die Spitze des Katheters sofort in ein Wasserbad mit Kochsalzlösung. Nach dem Abschluss, reinigen Sie den Katheter den Anweisungen des Herstellers.

4. Sammlung von Herz- und Lungenproben

Hinweis: Da sich die Verfahren hier einre als Terminal beschrieben, muss das Tier entweder nach geschlossenen oder offenen Brustkorb Rechtsherzkatheter eingeschläfert werden.

  1. Euthanize die Mäuse durch Öffnen des Thorax (bilaterale Thorakotomie), wenn ein geschlossener Brust-Ansatz verwendet wurde, exanguination oder durch das Beatmungsgerät nach Betäubung Überdosierung abgeschaltet wird.
    Hinweis: Genickbruch wird nicht empfohlen.
  2. Um die Inflation Perfusion der Lunge führen, schließen Sie die Inflation Schlauch auf einen Ringstand setzen die Lunge mit einem Druck von 20 cm H 2 O aufzublasen (aber nicht öffnen das Ventil noch die Lungen aufzublasen).
  3. Unverblümt sezieren die Trachea von Muskel- und Bindegewebe umgeben.
  4. Legen Sie ein Stück Seidenfaden (4-0 für Ratten, 6-0 für Mäuse) um die Luftröhre und dann einen lockeren Knoten binden.
  5. dehnen Sie vorsichtig die Luftröhre durch den Kopf gedrückt und machen einen Schnitt (70% des Umfangs) in der Nähe des Unterkiefers.
  6. Halten Sie die sanfte Dehnung und legen Sie die Trachealkanüle (20 G für Mäuse oder 16 G für Ratten).Sichern Sie die Kanüle mit der Naht. Schließen Sie die Kanüle auf die Inflation Schlauch und binden Sie die Naht um die Kanüle den Rückfluss von Fixierungen zu verhindern.
  7. Spülen Sie die Lungen mit PBS durch eine 10-ml-Spritze mit der RV freien Wand und injizieren in Richtung der Lungenarterie zu erstechen. Nick der linke Vorhof einmal die Lungen zu brühen starten.
  8. Ernten Sie das Herz, indem an der Wurzel der Aorta zu schneiden.
  9. Klemmen Sie den rechten Unterlappen der Lunge eine Mücke hemostat mit und schneiden Sie den rechten Unterlappen. Legen Sie die Stücke in Mikrozentrifugenröhrchen und schnappen Einfrieren in flüssigem Stickstoff.
  10. Aufpumpen die Lunge mit 10% gepuffertem-neutralem Formalin für 5 min und entfernen Sie die Trachealkanüle, gefolgt von der Trachea Ligatur.
  11. Präparieren Sie die Lunge aus dem Thorax und fixieren mit 10% gepuffert neutralen Formalin.
    Hinweis: Alternativ aufblasen die Lunge mit optimalen Schnitt Medien (OCT, 1: 1 verdünnt mit PBS) und für die spätere Herstellung von Gefrierschnitten in unverdünnter Oktober einfrieren.
  12. Vorsichtigdie Vorhöfe von den Ventrikeln trennen und das rechte Ventrikel freie Wand isolieren, indem man neben der Scheidewand zu sezieren.
  13. Wiegen Sie das RV und LV + Septum (LV + S) eine Fulton Index (RV / LV + S) 9, zu berechnen , die den Grad der RV Hypertrophie quantifiziert.
    Hinweis: TheFulton Index variiert in den verschiedenen Modellen von PH. Ratte 10: Kontrolle, 0,28 ± 0,01; Hypoxie-induzierte, 0,57 ± 0,02; MCT-behandelten, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J Maus 11: Kontrolle, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 Tage), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 Tage), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 Tage), 0,44 ± 0,03.
  14. Schnellfrost den RV und LV + S in flüssigem Stickstoff oder fix in 10% gepuffertem neutralen Formalin.

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Ergebnisse

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Als Rechtsherzkatheter bei Nagetieren ist in der Regel ein Terminal Verfahren , das nicht für Längs Follow-up ist, ist die Echokardiographie eine ausgezeichnete nicht - invasive Alternative für das Screening und Follow-up 12. Während Lungenarterie systolischen Druck in der menschlichen PAH auf Echokardiographie in der Regel von Trikuspidalinsuffizienz abgeleitet ist, die in der Regel einfach ist, die in der Apikalansicht erhalten werden, eine solche Ansicht ist bei Nagern nicht zuverlässig erhalten, durch Dop...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die hier skizzierten Protokolle beschreiben eine umfassende Charakterisierung der Hämodynamik und der rechtsventrikulären Funktion in Nagetiermodellen der pulmonalen Hypertonie. Während die Rechtsherzkatheterisierung, wie sie hier beschrieben wird, ein terminales Verfahren ist, ist die mit der Echokardiographie verbundene Mortalität minimal, was ein Screening und eine Nachverfolgung des Krankheitsverlaufs ermöglicht. Ähnlich wie bei Patienten mit PH, die eine deutlich erhöhte Mortalität unter Anästhesie17 aufw...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

SR wird unterstützt von NIH K08HL114643, Gilead Research Scholars in Pulmonary Arterial Hypertension und einem Burroughs Wellcome Fund Career Award for Medical Scientists.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Vevo 2100 Bildgebungssystem (120 V)VisualSonics, Inc. VS-11945
Vevo 2100 Bildgebungsstation VisualSonics, Inc. 
Mechanische Hochfrequenz-WandlerVisualSonics, inc. MS250, MS550D, MS400
Ultraschall-Gel Parker Laboratories Inc. 01-08
PowerLab 4/35ADInstrumentsML765
Labchart 8ADInstruments
BP-Wandler mit Absperrhahn und KabelADInstrumentsMLT1199
BP KalibrierkitADInstrumentsMLA1052
Mikro-Tip Druckkatheter für MausMillarSPR-1000Alternativer Katheter erhältlich für Scisense FT111B (Maus) und FT211B (Ratte)
Mikro-Tip Druckkatheter für RatteMillarSPR-513Alternativer Katheter erhältlich für Scisense FT111B (Maus) und FT211B (Ratte)
Millar Mikro-Tip Ultra-Miniatur-PV-Schlaufenkatheter für MäuseMillarPVR-1035Alternativer Katheter erhältlich für Scisense FT112 (Maus)
Millar Mikro-Tip Ultra-Miniatur-PV-Schlingenkatheter für RattenMillarSPR-869Alternativer Katheter für Scisense FT112 (Maus)
Millar PV-System MPVS-300MillarMPVS-300
4-0 Seide schwarz geflochten 100 Yard SpuleRoboz SurgicalSUT-15-2
6-0 Seide schwarz geflochten 100 Yard SpuleRoboz SurgicalSUT-14-1
Irisschere, zart, Integra MiltexVWR21909-248
VWR Präparierschere, scharfe/stumpfe SpitzeVWR82027-588
VWR Feinwäscheschere, 4 1/2"VWR82027-582
Zwei-Stern-Hämostaten, ExceltaVWR63042-090
Neutralgepuffertes FormalinVWR89370-094
CrotalineSigmaC2401
SU5416Tocris Biosciences3037
3,5X-45X Galgenstativ Trinokulares Zoom-StereomikroskopAmScopeSM-3BX
PE (Polyethylen-Schlauch)-10Braintree Scientific IncPE10 36 FT
PE (Polyethylen-Schlauch)-50Braintree Scientific IncPE50 36 FT
PE (Polyethylen-Schlauch)-60Braintree Scientific IncPE60 36 FT
Tisch-Isofluran-AnästhesiegerätKent ScientificACV-1205S
Surgisuite multifunktionale chirurgische PlattformKent ScientificSurgisuite
Retraktor-SetKent ScientificSURGI-5002
Anästhesie-InduktionskammerVetEquip941443
Anästhesie GasfilterbehälterKent ScientificACV-2001
Nagetier-NasenkonusVetEquip921431

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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