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Erweiterte Zeitraffer-Intravital Imaging von Echtzeit-Vielzellige Dynamics im Tumormikromilieu

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DOI:

10.3791/54042

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12. Juni 2016

 ,  ,  , 
1Department of Anatomy & Structural Biology, Albert Einstein College of Medicine, 2Department of Radiology, Albert Einstein College of Medicine, 3Gruss-Lipper Biophotonics Center, Albert Einstein College of Medicine, 4Integrated Imaging Program, Albert Einstein College of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung von Multiphotonen - Mikroskopie ausgedehnte Zeitraffer-Bildgebung von mehrzelligen Interaktionen in Echtzeit durchzuführen, in vivo auf Einzelzellauflösung.

Zusammenfassung

In der Tumormikroumgebung interagieren Wirtsstromazellen mit Tumorzellen, um die Tumorprogression, Angiogenese, Tumorzellverbreitung und Metastasierung zu fördern. Multizelluläre Wechselwirkungen in der Mikroumgebung des Tumors können zu vorübergehenden Ereignissen führen, einschließlich der gerichteten Motilität der Tumorzellen und der Gefäßpermeabilität. Bei der Quantifizierung der vaskulären Permeabilität von Tumoren wurden häufig Endpunktexperimente verwendet, um die Extravasation von Gefäßfarbstoffen zu messen. Aufgrund der transienten Natur multizellulärer Wechselwirkungen und der vaskulären Permeabilität kann die Kinetik dieser dynamischen Ereignisse jedoch nicht erkannt werden. Durch die Markierung von Zellen und Gefäßen mit injizierbaren Farbstoffen oder fluoreszierenden Proteinen hat die hochauflösende Intravitalmikroskopie im Zeitraffer die direkte Echtzeit-Visualisierung von vorübergehenden Ereignissen in der Tumormikroumgebung ermöglicht. Hier beschreiben wir eine Methode zur Verwendung von Multiphotonenmikroskopie zur Durchführung einer erweiterten intravitalen Bildgebung in lebenden Mäusen, um die multizelluläre Dynamik in der Tumormikroumgebung direkt sichtbar zu machen. Diese Methode beschreibt zelluläre Markierungsstrategien, die chirurgische Präparation eines Brusthautlappens, die Verabreichung von injizierbaren Farbstoffen oder Proteinen mittels Schwanzvenenkatheter und die Aufnahme von Zeitrafferbildern. Die mit dieser Methode erhaltenen Zeitraffersequenzen erleichtern die Visualisierung und Quantifizierung der Kinetik zellulärer Ereignisse der Motilität und Gefäßpermeabilität in der Tumormikroumgebung.

Einleitung

Verbreitung von Tumorzellen von der primären Mammatumor wurde nicht nur Tumorzellen gezeigt einzubeziehen, aber Host stromalen Zellen, einschließlich Makrophagen und Endothelzellen. Darüber hinaus ist Tumorgefäße mit einer erhöhten Permeabilität 1 abnormal. Somit bestimmen, wie Tumorzellen, Makrophagen und endothelialen Zellen in Wechselwirkung treten Gefäßpermeabilität und Tumorzell intravasation in dem primären Tumor-Mikroumgebung zu vermitteln, ist wichtig für das Verständnis der Metastasierung. die Kinetik der vaskulären Permeabilität, Tumorzelle intravasation und dem darunterliegenden Signalisierungsmechanismus von mehrzelligen Interaktionen im Tumormikroumgebung zu verstehen, können wichtige Informationen bei der Entwicklung und Verabreichung von Antikrebstherapien bereitzustellen.

Die primäre Mittel der Tumor vaskuläre Permeabilität in vivo zu studieren die Messung von extravaskulärem Farbstoffe wie Evans - Blau 2, hochmolekulare Dextrane (155 kDa) wurde3 und Fluorophor oder Radiotracer-konjugierte Proteine ​​(einschließlich Albumin) 4 in festen Zeitpunkten nach der Injektion des Farbstoffes. Fortschritte in der Mikroskopie, Tiermodelle und Fluoreszenzfarbstoffe haben die Visualisierung von zellulären Prozessen und vaskuläre Permeabilität in lebenden Tieren durch Intravitalmikroskopie 5 aktiviert.

Live - Tierbildgebung mit dem Erwerb von statischen Bildern oder kurzen Zeitraffer-Sequenzen über mehrere Zeitpunkte nicht für das Verständnis von dynamischen Ereignissen im Tumormikromilieu 6,7 erlauben. Tatsächlich statische Bildaufnahme über den Verlauf von 24 Stunden gezeigt , dass Tumorgefäße undicht jedoch die Dynamik der vaskulären Permeabilität wurde 6 nicht beobachtet. So fängt längere kontinuierliche Zeitraffer-Bildgebung bis zu 12 Stunden, um die Kinetik der dynamischen Ereignissen im Tumormikromilieu.

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung von erweiterten Zeitraffer multiphotauf Intravitalmikroskopie dynamische vielzelligen Ereignisse in der Tumor-Mikroumgebung zu studieren. Mehrere Zelltypen in der Tumor-Mikroumgebung mit injizierbaren Farbstoffen markiert oder mit transgenen Tieren exprimieren fluoreszierende Proteine ​​verwenden. einen Schwanzvenenkatheter Gefäß Farbstoffe oder Proteine ​​verwendet, kann nach dem Start der Bildgebung injiziert werden kinetischen Daten von mehrzelligen Ereignisse im Tumormikromilieu zu erwerben. Für Live-Cell-Imaging wird die Brusttumor durch die chirurgische Vorbereitung einer Hautlappen ausgesetzt. Bilder werden für bis zu 12 Stunden erworben 8 eine Multiphotonen - Mikroskop ausgestattet mit mehreren Photovervielfacherröhren (PMT) Detektoren. Durch die Verwendung von geeigneten Filtern ermöglicht eine Subtraktion Algorithmus 4 PMT Detektoren 5 Fluoreszenzsignale im Tumormikromilieu zu erwerben gleichzeitig 9. Hochauflösende Multiintravitalmikroskopie erfasst einzelne Zelle auflösende Bildgebung von Tumor-Stroma-Interaktionen im Tumormikromilieu, zu einem besseren führenden uERSTÄNDIGUNG der vaskulären Permeabilität und Tumorzell intravasation 10-13. Insbesondere offenbart verlängerte intravitalAbbildungs ​​stark lokalisierten, transient Gefäßpermeabilität Ereignisse , die selektiv an den Stellen der Interaktion zwischen einer Tumorzelle, einem Makrophagen und einer Endothelzelle (definiert als der Tumor - Mikroumgebung der Metastasierung, TMEM 14) 13 auftreten. Weiterhin tritt Tumorzelle intravasation nur an TMEM und räumlich und zeitlich mit Gefäßpermeabilität 13 korreliert. Einzelne Zell Auflösung der Dynamik dieser Ereignisse wurde möglich durch die Verwendung erweiterter Zeitraffer-Multiphotonen-Mikroskopie von fluoreszenzmarkierten Zellen im Tumormikromilieu.

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Protokoll

Alle beschriebenen Verfahren müssen mit den Richtlinien und Vorschriften für den Einsatz von Wirbeltieren, einschließlich der vorherigen Zustimmung des Albert Einstein College of Medicine Institutional Animal Care und Use Committee entsprechend durchgeführt werden.

1. Erstellen von fluoreszenzmarkierten Tumoren und Tumor-assoziierten Makrophagen

  1. Generieren Sie fluoreszenzmarkierten Tumorzellen durch die spontane, autochthonen, gentechnisch veränderte Maus Brustkrebsmodell Kreuzung , wo die Maus - Mammatumorvirus long terminal repeat den Polyoma Mitte - T - Antigen (MMTV-PyMT) mit transgenen Mäusen mit fluoreszierenden Reporter - Laufwerke [dh Enhanced Green Fluorescent Protein (EGFP), verbesserte cyan fluoreszierende Protein (ECFP) oder Dendra2] 8,9.
  2. Fluoreszenz Etikett Makrophagen in PyMT Tiere mit fluoreszenzTumorZellen gekennzeichnet durch mit myeloid- und Makrophagen spezifischen fluoreszierenden Reporter gentechnisch veränderter Mausmodelle Kreuzung [dh MacGreen 15 oder MacBlue Mäuse CSF1R -GAL4VP16 / UAS-ECFP 16].
  3. Alternativ erzeugen fluoreszenz Tumoren durch orthotope Transplantation von fluoreszenzmarkierten PyMT Tumorzellen (syngene), humane Brustkrebszelllinien oder primären humanen Patienten stammt Tumoren (Xenotransplantate) 11,17 bezeichnet.
    1. Implantat fluoreszenz PyMT Tumorzellen in syngene Mäuse , die mit fluoreszierendem Protein-markiertem myeloischen Zellen markiert Tiere mit fluoreszierend markierten Tumorzellen und myeloiden Zellen 13 zu erzeugen.
  4. Injizieren von 100 & mgr; l von 10 mg / kg fluoreszierendes 70 kDa Dextran durch intravenöse (iv) Schwanzvene in severe combined immunodeficiency (SCID) -Mäusen mit Xenotransplantattumoren von menschlichen Zelllinien oder Patienten stammenden primären Tumoren fluoreszenz Etikett Makrophagen 2 h vor Beginn von intravital Bildgebung.

2. Mikroskopaufbau und Imaging Vorbereitung

Hinweis: Dieses Verfahren beschreibt den Aufbaufür intravital Bildgebung auf einem Multi Mikroskop 8.

  1. Schalten Sie alle Mikroskop und Laser-Komponenten, einschließlich Zwei-Photonen-Laser und Detektoren.
  2. Schalten Sie den Heizkasten auf 30 ° C auf die Bühne Vorwärmung. Dieser Schritt ist entscheidend für die physiologische Temperatur des Tieres gehalten wird.
  3. Für den Einsatz auf einem inversen Mikroskop Ort der maßgefertigte Tischeinsatz auf dem Mikroskoptisch. Der Brauch Einsatz ist ein Blatt von 1/8 "dicken Aluminium gefräst in der Tischeinlage Raum zu passen und mit einem Durchmesser von 1" Durchgangsloch in der Mitte für die Bildgebung.
    1. Wischen Sie den Mikroskoptisch und Tischeinsatz mit 70% Ethanol und Luft trocknen lassen.
    2. Platzieren Sie einen großen Tropfen Wasser auf dem 20X, 1,05 NA Mikroskopobjektiv optischen Kontakt mit dem Deckglas zu halten.
    3. Platz Deckglas (# 1.5 Dicke) über den Imaging-Port auf dem Mikroskoptisch Einsatz. Sichern Sie an Ort und Stelle mit Labor Band.
    4. Verwenden Sie einen Locher eine 2 cm x 2 cm großes Loch zu stanzenin einer flexiblen Gummiauflage und legen Sie die Gummiauflage auf dem Mikroskoptisch mit dem Loch in der Unterlage mit dem Loch in der benutzerdefinierten Stufe Einsatz ausgerichtet ist.

3. Herstellung von Schwanzvenenkatheter und Reagenzien für die Injektion während der Bildgebung

  1. Schneiden Sie ein 30 cm Länge von Polyethylen (PE) Rohr.
  2. Mit einer Pinzette, bewegen Sie die Metallnadel einer 31 G-Nadel hin und her, bis er aus der Kunststoff-Fittings bricht.
  3. Mit einer Pinzette, legen Sie das stumpfe Ende der abgelösten Nadel in den PE-Schlauch.
  4. Legen Sie eine 31 G-Nadel in das andere Ende des PE-Schlauch.
  5. Füllen Sie eine 1-ml-Spritze mit steriler phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) und legen Sie sie in den 31 G-Nadel und spülen Sie alle Luft aus dem Schlauch und Nadel mit PBS. PBS für die Aufrechterhaltung der Hydratation verwendet wird und Blut Osmolarität 9,18 jedoch isotonischer Kochsalzlösung kann auch verwendet werden.
  6. Füllen Sie eine 1-ml-Spritze mit 200 ul 3 mg / kg 155 kDa Dextran-Tetramethylrhodamin (TMR) Oder Quantenpunkte für die vaskuläre Kennzeichnung.
  7. Bereiten andere injizierbare Proteine ​​wie beispielsweise eine 165 Aminosäure - Isoform des vaskulären endothelialen Wachstumsfaktors A (VEGFA 165) in einer 1 cc Spritze und auf Eis stellen . Injizieren von 0,2 mg / kg VEGFA 165 19 bei einer Konzentration von 0,05 mg / ml.

4. Einsetzen des Verweil Schwanz Venenkatheter

  1. Legen Sie das Tier unter Narkose unter Verwendung eines Induktionskammer mit 5% Isofluran mit O 2 als Trägergas.
  2. Übertragen Sie die Maus auf die chirurgische Plattform, sobald es vollständig betäubt und reagiert nicht auf einer Zehe Prise.
  3. Offene Isoflurananästhesie Linie auf die chirurgische Plattform, schließen Sie die Anästhesie Leitung an die Induktionskammer und legen Sie den Nasenkegel über das Tier Schnauze. Reduzieren Sie die Isofluran von 5% auf 2,5%.
  4. Anwenden Augensalbe für die Augen der Maus Trockenheit während der Anästhesie zu verhindern.
  5. Erhitzen Sie das Tier unter der Heizlampefür weitere 2 min Zirkulation in den Schwanz zu erhöhen, wie verlangsamt Zirkulation mit tiefer Narkose.
  6. Sterilisieren Sie die Maus Schwanzvene mit 70% Ethanol.
  7. Legen Sie die Spitze des 31 G-Nadel aus dem in Abschnitt 3 in die seitliche Schwanzvene des Tieres konstruiert Katheter und drücken Sie die Nadel in 2-3 mm.
  8. Ziehen Sie die Spritze Blut zu sehen, zurück, um den Katheter gewährleistet in die Schwanzvene gelegt wird.
  9. Verwenden, um eine 1 cm Länge lab Band über der Nadel angeordnet, um die Nadel an Ort und Stelle parallel zu der Vene entlang der Länge des Schwanzes zu halten.

5. Hautlappen chirurgischen Eingriff Expose die Brusttumor

  1. Mit dem Tier auf der chirurgischen Plattform Tupfer des Tumors und der ventralen Oberfläche mit 70% Ethanol. Anmerkung: Wie beschrieben, ist dieses Verfahren nicht vollständig aseptischen Bedingungen durchgeführt. Für lange Imaging-Sitzungen, wo Infektion ein Störfaktor werden kann, wird empfohlen, eine aseptische Technik zu verwenden.
  2. Mit sterile Zange, heben Sie die Bauchhaut und mit einer sterilen Schere eine subkutane Schnitt entlang der ventralen Mittellinie ca. 1 cm Länge. Vermeiden Sie das Peritoneum während der Einschnitt Punktierung.
  3. Vorsichtig schneiden das Bindegewebe der Brustdrüse und Tumor entfernt vom Peritoneum Anbringen der Brusttumor zu belichten.
  4. Mit einer Schere und Pinzette vorsichtig entfernen und die Faszien und Fett von der freiliegenden Oberfläche des Tumors unter Beibehaltung der Integrität der Gefäßversorgung des Tumors und die Minimierung von Blutungen wegschneiden. Dieser Schritt ist entscheidend, um die Tumor-Architektur und Gefäßversorgung des Tumors zu halten.

6. Vorbereitung der Tiere für die Mikroskopie

  1. Übertragen Sie das Tier auf die vorgewärmten Abbildungsstufe mit dem auf dem Deckglas platziert ausgesetzt Tumor auf der Bühne Einsatz über das Mikroskopobjektiv für die Bildgebung. Achten Sie darauf, die Schwanzvene Katheter sanft mit dem Tier zu übertragen, um nicht die Nadel zu entfernen.
  2. Platz the Anästhesie Bugspitze über die Schnauze des Tieres Anästhesie Satz auf 3% Isofluran aufrecht zu erhalten.
  3. Positionieren Sie das Tier so, dass der Tumor in das Loch des Gummikissen ruht und in Kontakt mit dem Deckglas.
  4. Verwenden Sie zwei Gummi-Pads, um sanft den Tumor in Position zu halten und fixieren Sie diese mit Labor Band an den Mikroskoptisch Bewegung während der Bildaufnahme zu reduzieren.
  5. Füllen der Kammer aus dem Gummikissen mit PBS, das Gewebe zu halten hydratisiert und optischem Kontakt mit dem Deckglas erhalten.
  6. Starten Sie das Tier die Überwachung der Vitalfunktionen mit einem Pulsoximeter Sonde. Bringen Sie einen Clip Sensor an den Oberschenkel des Tieres. Alternativ kann eine Manschette, die verwendet werden, um den Hals zu passen kann konfiguriert ist.
  7. Legen Sie die Heizkasten über das Tier zu halten bei 30 ° C 20.
  8. reduzieren Sie langsam das Niveau von Isofluran auf 0,5-1% Narkose zu halten und den Blutfluss aufrechtzuerhalten.

7. Bildaufnahme und Injektion von Fluorescent Farbstoffe und injizierbare Proteine

  1. Verwendung des Mikroskop-Okular Fokus auf den fluoreszierenden Tumorzellen auf der Oberfläche des Tumors.
  2. Wählen Sie einen Bereich von Interesse durch Bereiche mit fließenden Blutgefäße zu finden. Die Auswahl eines Bereichs von Interesse mit fließenden Blutgefäße ist entscheidend für die Tumorgefäße zu bewerten.
  3. Sobald eine Region von Interesse ausgewählt wurde Schalten Sie das Mikroskop in Multibildgebungsmodus.
  4. Den oberen und unteren Grenzen einer z-Serie. Stellen Sie die obere Grenze der z-Serie durch die Schärfeneinstellvorrichtung mit dem Ziel auf den gewünschten Startposition zu bewegen und auf die Z-Position "Oben" Taste. Bestimmen die Obergrenze der z-Reihe durch die Kollagenfaser-Netzwerk an der Oberfläche des Tumors in der Erzeugung der zweiten Harmonischen (SHG) -Kanal Visualisierung und Beobachtung, wenn keine Zellen, aber nur Kollagenfasern sichtbar sind.
    1. Stellen Sie die Untergrenze der z-Reihe durch das Ziel auf den gewünschten Abbildungstiefe bewegt (typically 50-150 & mgr; m) und dann auf die Z-Position "Unten" -Taste.
    2. Stellen Sie die Schrittgröße um den gewünschten Wert in die Schrittgröße Feld eingeben. Bestimmen Schrittgröße basierend auf Überlegungen zur Auflösung und Aufnahmezeit (in der Regel 2 & mgr; m für die hochauflösende 3D-Rekonstruktion verwendet und 5 um auf andere Weise).
  5. Stellen Sie den Zeitraffer-Intervall auf die Time-Lapse-Panel durch Umschalten und Eingabe der gewünschten Ablaufzeit in die Time-Lapse-Feld. Für eine optimale zeitliche Auflösung das Zeitintervall für die kontinuierliche Bildgebung auf 0 sec. Hinweis: Für lange Zeitraffer-Bildgebung ist es empfehlenswert, das Zeitintervall zwischen den Aufnahmen zu 10 Sekunden bis zum Ziel gesetzt, Tauchflüssigkeit aufzufüllen.
  6. Nachdem die Parameter für die Abbildung bestimmt worden sind, injizieren langsam 155 kDa-Dextran-TMR.
    1. Entfernen Sie die Spritze mit PBS in die Schwanzvene Katheter und ersetzen mit der Spritze, die 155 kDa Dextran-TMR kümmert sich keine Blasen in den li vorstellenne.
    2. injizieren Sie langsam 155 kDa Dextran-TMR in die Maus, mit einem maximalen Volumen von 200 & mgr; l, und ersetzen Sie die Spritze mit der Spritze PBS enthält. Kritischste Schritt: Führen Sie die Injektion langsam und Vorkehrungen treffen, um zu vermeiden Lösung außerhalb der Vene zu bekommen.
  7. Starten Sie den Erwerb der Z-Stack-Zeitraffer-Bildgebung durch einen Klick auf den Z-Stapel und Zeitraffer-Tasten, sie zu drücken und dann auf die Aufnahmetaste klicken.
  8. Wenn andere fluoreszierende Dextrane, dh 10 kDa - Dextran-Fluorescein - Isothiocyanat (FITC), oder Proteine, dh VEGFA 165 haben im Voraus vorbereitet worden ist , injizieren sie nach dem Beginn der Bildaufnahme für at = 0 min Start.
    1. Entfernen Sie die Spritze mit PBS in die Schwanzvene Katheter und ersetzen mit der Spritze , die 10 kDa Dextran-FITC oder VEGFA 165 kümmert sich keine Blasen in die Leitung einzuführen.
    2. injizieren Sie langsam injizierbaren in die Maus über die Schwanzvene Katheterund ersetzen Sie die Spritze mit einer Spritze mit PBS.
  9. Alle 30-45 min, injizieren langsam 50 ul PBS oder Kochsalzlösung Hydratation des Tieres zu halten.

8. Euthanasie

  1. Bei Beendigung der Bildaufnahme, euthanize das Tier.
    1. Erhöhen Sie die Isofluran bis 5%.
    2. Halten Sie das Tier unter 5% Isofluran bis 30 Sekunden, nachdem er aufhört, das Tier von der Bühne zu atmen und zu entfernen.
    3. Führen Sie Zervikaldislokation vollständige Euthanasie zu gewährleisten.

9. Bildverarbeitung

  1. Erwerben Sie Bilder in 16-Bit-TIFF-Dateien für jeden einzelnen Kanal zu jedem Zeitpunkt und sparen nacheinander.
  2. Führen Trennung der spektralen Überlappung (dh GFP und GFP), die Abschaffung der xy Drift und die Erzeugung von Filmen von Zeitraffer-Sequenzen unter Verwendung von etablierten Verfahren in ImageJ 9. Führen Sie 3D - Oberflächenrekonstruktionen von hochauflösenden Bildern 13.

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Ergebnisse

Erweiterte Zeitraffer-Mikroskopie ermöglicht einzelne intravital Zellauflösende Bildgebung von mehrzelligen Prozesse im Tumormikromilieu. Durch fluoreszenz Markierung von Tumorzellen, Makrophagen, den vaskulären Raum und Visualisieren des Kollagenfasernetzwerk der zweiten Harmonischen Erzeugungssignal, mehrere Kompartimente in der Tumor-Mikroumgebung verwendet werden gleichzeitig während der Bildgebung verfolgt. Tumorzellen mit fluoreszierenden Proteinen markiert können in transgenen Mäu...

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Diskussion

Zelluläre Interaktionen, die sich spontan in der Tumor-Mikroumgebung auftreten können, auf Veränderungen in der Tumorzellbeweglichkeit und intravasation führen. Hochauflösende intravital Bildgebung von lebenden Tumorgewebe ermöglicht die Visualisierung von mehrzelligen Dynamik , die hochtransienten 10,13,24 sein kann. End-Punkt in - vivo - Tests oder Zeitraffer-Bilder mit diskreten Zeitpunkten erworben wesentlichen Informationen über die molekularen Mechanismen von Prozessen in der Tumor - M...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch das Department of Defense Breast Cancer Research Program unter Verleihungsnummer (ASH, W81XWH-13-1-0010), NIH CA100324, PPG CA100324 und dem Integrated Imaging-Programm unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
155 kDa Dextran-Tetramethylrhodamin-IsothiocyanatSigma AldrichT1287rekonstituiert bei 20 mg/ml in 1x PBS
70 kDa Dextran-Texas RedLife TechnologiesD-1830rekonstituiert bei 10 mg/ml in 1x PBS
10 kDa Dextran-Fluorescein-IsothyocyanatSigma AldrichFD10Srekonstituiert bei 20 mg/ml in 1x PBS
Qdot 705 ITK Amino (PEG) Quantum DotsLeben TechnologienQ21561MPVerwässerung 25 μ l in 175 μ l von 1x PBS zur Injektion
MMTV-PyMT MäuseJackson Laboratory2374
Csf1r-ECFP Mäuse (Csf1r-Gal4/VP16,UAS-ECFP)Jackson Laboratory26051
Csf1r-EGFP MäuseJackson Laboratory18549
1x PBSLife Technologies
Isoethesia (Isofluran)Henry Schein Animal Health50033250 ml
OxygenAirTech
1 ml Spritze, Tuberkulin-AufsteckspitzeBD309659
30 G x 1 (0,3 mm x 25  mm) NadelBD305128
Mikro-Medizinschlauch aus Polyethylen Scientific Commodities IncBB31695-PE/1Innendurchmesser 0,28 mm x 0,64 mm Außendurchmesser
Mikroskop-DeckglasCorning2980-225Dicke 1,5, 22 x 50  mm
PhysioSuite MouseSTAT Pulsoximeter, Software und SensorenKent Scientific
LaborbandFisher Scientific159015R
WeichgummiauflageMcMaster-Carr8514K62Ultraweiche Polyurethanfolie, 3/16" Dicke, 12" x 12", 40 Oo Durometer, glatte Rückseite
HartgummiauflageMcMaster-Carr8568K615Hochfeste Neopren-Gummiplatte 1/4" dick, 12" x 12", 50  Ein Durometer-Mikroskop
OlympusDas Mikroskop ist ein speziell angefertigtes Zwei-Laser-Multiphotonenmikroskop, das auf einem Olympus IX-71 Stativ basiert und ein 20X 1,05NA Objektiv verwendet.
7er LochsatzMcMaster-Carr3429A121/4" auf 1" Lochdurchmesser, für Hammerlocher

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Schlagwörter

MultiphotonenmikroskopieGef permeabilit tZeitraffer BildgebungZellmarkierungMammarienhautlappenDextran ExtravasationQuantum Dot Markierung

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