Neuroscience

Insect-Maschine Hybridsystem: Remote Radio Control eines frei fliegenden Käfer ( Published: September 2, 2016 doi: 10.3791/54260

DOI

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T. Thang Vo Doan¹, Hirotaka Sato¹

¹School of Mechanical and Aerospace Engineering, Nanyang Technological University

Abstract

Der Aufstieg von Radio-fähige digitale elektronische Geräte hat für die Untersuchung im Flug Insekten Verhalten die Verwendung von kleinen drahtlosen neuromuskuläre Recordern und Stimulatoren aufgefordert. Diese Technologie ermöglicht die Entwicklung eines insekten Maschine Hybridsystem einen lebenden Insekts Plattform in diesem Protokoll beschrieben ist. Darüber hinaus stellt dieses Protokoll, um die Systemkonfiguration und Freiflugversuchsverfahren für die Funktion der Flugmuskeln in einem untethered Insekt zu bewerten. Zur Demonstration, gezielte wir die dritte axillären sclerite (3Ax) Muskel zu kontrollieren und nach links oder rechts Drehen eines fliegenden Käfer erreichen. Eine dünne Silberdrahtelektrode wurde auf der 3Ax Muskel auf jeder Seite des Käfers implantiert. Diese verbunden wurden an die Ausgänge eines drahtlosen Rucksack (dh einer neuromuskulären elektrischen Stimulator) , montiert auf dem Halsschild des Käfers. Der Muskel wurde in freiem Flug stimuliert durch die Stimulationsseite alternierend (links oder rechts) oder Verändern der stimulation Frequenz. Der Käfer wandte sich an der ipsilateralen Seite, wenn der Muskel wurde ein abgestuftes Reaktion auf eine Erhöhung der Frequenz angeregt und ausgestellt. Der Implantationsprozess und Volumenkalibrierung der 3-dimensionale Bewegungserfassungskamerasystem müssen mit Sorgfalt durchgeführt werden, um den Muskel nicht beschädigt wird und die Spur des Markers zu verlieren, respectively. Diese Methode ist sehr vorteilhaft Insektenflug zu studieren, da sie die Funktionen des Flugmuskel von Interesse im freien Flug zu offenbaren hilft.

Protocol

1. Studie Tier

Hinten einzelnen Mecynorrhina torquata Käfer (6 cm, 8 g) in getrennten Kunststoffbehälter mit Holzpellet-Bettwäsche.
Ziehen Sie jedem Käfer eine Tasse Zucker Gelee (12 ml) alle 3 Tage.
Halten Sie die Temperatur und die Feuchtigkeit der Aufzuchtraum bei 25 ° C und 60% betragen.
Testen Sie die Flugfähigkeit eines jeden Käfer vor dünnen Drahtelektroden implantiert wird.
1. Werfen Sie vorsichtig mit einem Käfer in die Luft. Wenn der Käfer für länger als 10 Sekunden für 5 aufeinander folgenden Studien fliegen können, schließen, dass die Käfer regelmäßige Flugeigenschaften und verwenden es für nachfolgende Flugexperimente hat. Zurückzuerobern den Käfer, schalten alle Lichter im Raum ab, um es dunkel machen. Dies bewirkt, dass der Käfer Flug zu beenden.
  Hinweis: Ein Käfer spontan, wenn sie in die Luft freigesetzt, weg zu fliegen beginnt. Es ist besser , die Flugversuche in einem großen geschlossenen Raum wie die in 1 (16 x 8 x 4 m gezeigt durchzuführen 3), eine fliegende Käfer bewegt sich sehr schnell (ca. 3-5 m / sec) und große Bögen zieht , wenn in der Luft drehen.

2. Elektrodenimplantation

Anästhesieren den Käfer , indem er in einen Kunststoffbehälter gefüllt mit CO ₂ für 1 min ^13,16,20-24 platzieren.
Dentalwachs erweichen, indem sie in heißes Wasser für 10 sec eingetaucht wird. Platzieren Sie den narkotisierten Käfer auf einem Holzblock und immobilisieren sie mit dem erweichten Dentalwachs. Das Dentalwachs kühlt natürlich und verfestigt sich innerhalb von wenigen Minuten.
Cut isolierte Silberdrähte (127 & mgr; m blank Durchmesser, 178 & mgr; m Durchmesser, wenn sie mit Perfluoralkoxy beschichtet) in Längen von 25 mm als dünne Drahtelektroden für die Implantation zu verwenden.
Expose 3 mm blanke Silber durch den Isolator an beiden Enden jedes Drahtes flammend.
Präparieren Sie die Oberfläche der Kutikula des Käfers mit einem spitzen Schere mit einem sma zu erstellenll Fenster von ungefähr 4 x 4 mm auf der metepisternum (Abbildung 2c). Hinweis: Eine weiche braun gefärbte Kutikula wird dann belichtet, wie in den 2c gezeigt - e. Der 3Ax Muskel unterhalb der weichen Nagelhaut entfernt.
Pierce zwei Löcher auf der freiliegenden braun Kutikula mit einem Insektenstift (Größe 00) mit einem Abstand von 2 mm zwischen den beiden Löchern (Figur 2d).
Legen Sie zwei Drahtelektroden (einschließlich eine aktive und eine Rückelektroden hergestellt in Schritt 2.4) vorsichtig durch die Löcher und implantieren sie in jedem 3Ax Muskel in einer Tiefe von 3 mm.
Sichern Sie sich die implantierten Elektroden und halten sie an ihrem Platz zu vermeiden, Kontakt und Kurzschlüsse durch geschmolzenes Bienenwachs fallen auf die Löcher. Bei Bedarf umfließen das Bienenwachs über die Kutikula durch das Bienenwachs mit der Spitze eines heißen Lötkolben zu berühren. Das Bienenwachs erstarrt schnell und verstärkt die Implantation.
Hinweis: Um zu überprüfen, ob die Implantation richtig ist, die elytra der Rübele kann die Bewegung des 3Ax Muskel während der elektrischen Stimulation zu beobachten angehoben werden.

3. Wireless-Rucksack Assembly

Hinweis: Der Rucksack besteht aus einem eingebauten Radio - Mikrocontroller auf einem 4 geschichteten FR-4 - Board (1,6 x 1,6 cm ^2). Der Rucksack wurde von einem Lithium-Polymer-Mikro (3,7 V, 350 mg, 10 mAh) angetrieben. Die Gesamtmasse des Rucksacks einschließlich der Batterie betrug 1,2 ± 0,26 g, die weniger als die Nutzlast des Käfers (30% von 10 g Körpergewicht) ist. Der Rucksack wurde vorprogrammierte drahtlose Kommunikation zu empfangen und hatte zwei Ausgangskanäle.

Reinigen Sie die Pronotums Oberfläche (entfernen Sie die Wachsschicht auf der Kutikula) unter Verwendung von doppelseitigen Klebeband. Dann befestigen Sie den Rucksack auf dem Halsschild des Käfers mit einem Stück doppelseitiges Klebeband.
Verbinden der Enden der implantierten Elektroden mit den Ausgängen des Rucksacks.
Wickeln Sie retroreflektierende Band um die Mikrobatterie eine Markierung zu erzeugen, for Motion-Capture-Kameras zu erfassen.
Bringen Sie den Mikrobatterie an die Spitze des Rucksacks ein Stück doppelseitiges Klebeband, so dass die retroreflektierende Band kann durch Motion-Capture-Kameras erfasst werden.

4. Wireless Control System

Hinweis: In diesem Fall wird der Begriff drahtlose Steuersystem umfasst einen Empfänger für die Fernbedienung, ein Laptop-Computer den benutzerdefinierten Flugsteuerungssoftware, eine Basisstation, der Rucksack und die Motion-Capture-System auszuführen.

Schließen Sie die Basisstation und Empfänger der Fernbedienung auf den Laptop-Computer über USB-Anschlüsse.
Schalten Sie das Motion-Capture-System und verbinden Sie es mit dem Laptop-Computer über einen Ethernet-Anschluss.
Führen Volumenkalibrierung durch den Kalibrierungsstab winken (vom Hersteller Unternehmen der Motion-Capture-System zur Verfügung gestellt), um voll und ganz die Motion-Capture-Raum abdecken.
1. Öffnen Sie die Motion-Capture-Software auf dem Desktop des Laptops. Klicken und drag auswählen, um alle Kameras auf dem Menü "System" der "Ressourcen" Panel.
2. Klicken Sie auf das "3D-Perspektive" und wählen Sie "Kamera", um die Kamera-Ansicht zu ändern. Klicken Sie auf die "Kamera" auf die Registerkarte "Tools" Panel die Kalibrierung Setup zu zeigen. Klicken Sie auf "Start" auf "Create Kamera Masken" Menü Lärm von den Kameras zu beseitigen und dann "Stop", nachdem das Rauschen in Blau maskiert.
3. Klicken Sie auf und wählen Sie "5 Marker Wand & L-Frame" von der "Wand" Menü und die "L-Frame" Menü auf der "Kamera" aus. Stellen Sie die "Wand Count" auf 2.500, klicken Sie auf "Start" auf dem "Kalibrieren Kameras" Menü und Welle der Kalibrierungsstab durch die gesamte Motion-Capture-Raum. Der Kalibrierungsvorgang stoppt, wenn der Stab Zahl 2500 erreicht.
4. Wiederholen Sie den Kalibrierungsprozess, wenn die Bildfehler (am unteren Rand der "Kamera" Register des Panels "Tools") höher als 0,3 foder jede Kamera. Nach dem Kalibrieren legte den Stab auf dem Boden in der Mitte des Motion-Capture-Raum und klicken Sie auf "Start" auf "Set Volume Origin" Menü den Ursprung des Motion-Capture-Raum zu setzen.
Überprüfen Sie die Abdeckung des Motion-Capture-System einen Dummy-Test mit dem Bewegungspfad eines Markers durch einen Benutzer in der Motion-Capture-Raum schwenkte aufzeichnen und bestätigen, ob der Marker erkannt und verfolgt. Wenn der Marker häufig während der Erfassung, wiederholen Volumenkalibrierung verloren geht, bis der Dummy-Test erfolgreich ist.
1. Klicken Sie auf die "Aufnahme" auf die Registerkarte "Tools" Panel und dann auf "Start" auf der "Aufnahme" Menü, bevor Sie die Probe Marker durch die gesamte Motion-Capture-Raum winken seine Bahn aufzunehmen.
2. Nach der Aufzeichnung klicken Sie auf "Führt die Reconstruct Pipeline", die Positionen der Marker zu rekonstruieren und die Qualität der Aufnahme überprüfen.
Verbinden Sie die Anschlüsse des microbattery (an dem Rucksack in Schritt 3.4) zu den Power-Pins des Rucksacks.
Testen Sie die drahtlose Kommunikation zwischen dem Laptop und dem Rucksack die benutzerdefinierte Flugsteuerungssoftware. Klicken Sie auf den "Start" Befehl auf der Software und überprüfen Sie die angezeigten Verbindungsstatus.

5. Free Flight Experiment

Führen Sie den freien Flug Experiment in einem Flug Arena messen 16 x 8 x 4 m ^3.
Geben Sie die entsprechenden Parameter für die Flugsteuerungssoftware (Spannung, Impulsbreite, Frequenz und Stimulationsdauer). Anmerkung: Zur Demonstration, fixiert wir die Spannung auf 3 V, Pulsbreite 3 ms und Stimulationsdauer 1 sec und variiert die Frequenz von 60 bis 100 Hz.
1. Auf der Software-Bildschirm, Typ 3 für 3 V in der "Spannung" Feld 1000 für 1.000 ms in der "Stimulation Dauer" Box, 3 für 3 ms im "Pulse Width" Feld und einer gewünschten Frequenz in Hz im " Frequency "Box on das Befehlsfenster.
Lassen Sie den Rucksack montierte Käfer in die Luft durch die frei im Flug Arena zu fliegen. Sie manuell die Stimulation auslösen, wenn der Käfer den Raum Motion-Capture eintritt. Drücken Sie die entsprechende Befehlstaste (links oder rechts) auf der Fernbedienung, um den Zielmuskel auf der linken oder rechten Seite des Käfers zu stimulieren.
Hinweis: Sobald die Taste gedrückt wird, erzeugt der Flugsteuerungssoftware auf dem Laptop den Befehl und sendet sie an den Rucksack. Der Rucksack gibt dann den elektrischen Reiz auf den Muskel von Interesse (links oder rechts).
Beachten Sie die Reaktion des Käfers in Echtzeit während der Stimulation und rekonstruieren die Daten mit 3D-Grafik-Software.
1. Wählen Sie eine der Studien in der Datenliste des "Beetle Display" Fenster aufgezeichnet und klicken Sie auf "Export Panda", um die Daten dieser Studie auf die Analyse-Ordner kopieren und das 3D-Grafik-Modul ausgeführt werden.
2. Drücken Sie auf "N" aufdie Tastatur, um das Reizsignal mit der aufgezeichneten Bewegungsbahn zu verbinden. Drücken Sie I mit den markierten Stimulationsperioden, die Flugbahn des Käfers zu zeigen.

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Representative Results

Die Elektrodenimplantationsverfahren ist in Figur 2 dargestellt dünne Silberdrahtelektroden wurden in die 3Ax Muskel des Käfers durch kleine Löcher auf der weichen Kutikula auf den Muskel (Abbildungen 2d - e) durchbohrt implantiert.. Diese weiche Nagelhaut wird knapp über dem apodema des basalar Muskel gefunden , nachdem der vordere Teil des metepisternum Entfernen (Figuren 2d - c). Die Elektroden wurden dann Bienenwachs (Figur 2f) befestigt werden.

Abbildung 3 zeigt die Verfahren zur Konstruktion eines Insekten Maschine Hybridsystem eine intakte Käfer verwendet wird . Die Abbildungen 2 und die Methoden 3b zum Implantieren von dünnen Metalldrähten (Stimulationselektroden) in den Muskel von Interesse (zum Beispiel in Abbildung 2, die 3Ax Muskel wurde in dieser Studie verwendet wurden), undeinen Rucksack auf dem Halsschild eines Käfers Montage. Die freien Enden der Drähte wurden in der Brückenstecker auf dem Rucksack in die Löcher eingeführt, die auf dem Rucksack (3c) integriert ist, um den Eingangs- / Ausgangs - Pins des Mikrocontrollers elektrisch verbunden wurden. Schließlich wurde eine Mikrobatterie montiert und das Netzkabel des Mikrobatterie wurde in der Brückenstecker in die Löcher mit der Masse und positive Versorgungsanschlüsse des Mikrocontrollers führt.

Die drahtlose Steuersystem ist in 4 gezeigt. Wenn der Benutzer einen Befehl - Taste auf der Fernbedienung (Abbildung 4c) drückt, erzeugt die Flugsteuerungssoftware in den Laptop - Computer (4d) und sendet drahtlos den Befehl an den Rucksack über die Basis Station (Abbildung 4b). Die Motion - Capture - System (Abbildung 4e) die Position (X, Y und Z) der Rübele und markiert sie mit einem Zeitstempel. Diese Daten werden dann an den Laptop-Computer zugeführt werden, und die Flugsteuersoftware synchronisiert die Daten mit den Stimulationssignalen.

Repräsentative wiederum Kontrollergebnisse sind in Abbildung 5 dargestellt. Die Aktivierung des 3Ax Muskel wurde eine Reduktion zu bewirken , in der Flügelschlag Amplitude der ipsilateralen Seite ^13, so dass sich der Käfer Durchführung einer ipsilateralen Wende im freien Flug gefunden. Die elektrische Stimulation des 3Ax Muskel zeigte eine ähnliche Wirkung wie der Käfer auf der ipsilateralen Seite gedreht , wenn der linke oder rechte 3Ax Muskel ¹³ angeregt wurde. Die Drehrate des Käfers wurde als Funktion der Stimulationsfrequenz benotet.

Abbildung 1
Abb . 1: Freier Flug Arena Anordnung Der freie Flug Arena wurde angeordnet inzwei Teilen: dem Steuerraum (3,5 x 8 x 4 m ³⁾ wurde für den Aufbau der Implantation Kit (Mikroskop und Dissektionswerkzeuge) und Kontrollkabine (Computer, drahtlose Basisstation und Kamerasteuerung), während die Motion - Capture - Raum verwendet ( 12,5 x 8 x 4 m ³⁾ wurde mit 20 nahen Infrarot - Kameras abgedeckt , die Position (x, Y, und Z) des Käfers aufzuzeichnen. Der Flug - Arena wurde mit 30 Lichtplatten (60 x 60 cm ^2, 48 W) ausgestattet es so hell während des Experiments als Tagesbedingungen zu machen. Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 2
Abbildung 2:. Verfahren für die Elektrodenimplantation Der Käfer wurde betäubt und mit Dentalwachs auf einem Holzblock für das Implantationsverfahren immobilisiert. (A - <strong> c) Ein kleines Fenster wurde auf der metepisternum des Käfers öffnete die 3Ax Muskel zuzugreifen. (D) Verwenden eines Insektenstift, zwei Löcher mit einem Abstand von 2 mm wurden auf der inneren Kutikula durchbohrt, die den Muskel 3Ax trägt. (E) die Elektroden in den Muskeln eingesetzt wurden über diese Löcher und gehalten an der Stelle mit einer Pinzette , um sicherzustellen , dass kein Übersprechen zwischen den Spitzen aufgetreten ist . . (F - g) Die Elektroden wurden dann mit dem Käfer festen Bienenwachs mit Bitte klicken Sie hier um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 3
Abbildung 3:. Vorgehensweise ein Insekt-Maschine - Hybrid - System unter Verwendung eines intakten Käfers (a) Der Muskel von Interesse an einem lebenden Käfer implantiert Witz zu erzeugen ,ha Paar Silberdrahtelektroden. (B) Nach der Elektroden mit Bienenwachs Befestigung montiert wir den Rucksack auf dem Halsschild des Käfers mit doppelseitigem Klebeband. (C) Die freien Enden der Elektroden in den Ausgängen des Rucksacks eingefügt wurden und mit Mikropinlösung headers gesichert. (D) eine Mikrobatterie, die mit retro-reflektierendes Band bedeckt war, wurde auf dem Rucksack montiert mit doppelseitigem Klebeband und mit den Power - Pins des Rucksacks. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 4
Abbildung 4:. Ein WLAN - System kostenlos Flugexperiment Das drahtlose System besteht aus (a) ein Cyborg Käfer, (b) eine drahtlose Basisstation, (c (d) ein Betriebs Laptop mit einem Bluetooth - Empfänger angeschlossen, und (e) ein 3D - Motion - Capture - System. Wenn der Benutzer den Befehl Taste auf der Fernbedienung drückt, sendet die benutzerdefinierte Flugsteuerungssoftware auf dem Laptop die Stimulationsbefehl über eine Basisstation drahtlos mit dem Cyborg Käfer, der in den Laptop über einen USB-Port angeschlossen ist. Sobald der Rucksack den Befehl empfängt, erzeugt er ein elektrisches Stimulus-Signal, das den Muskel stimuliert. Gleichzeitig zeichnet das Motion - Capture - System die 3D des Käfers koordiniert und führt sie dem Laptop zur Synchronisation mit den Stimulationsdaten. Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 5: Das Verhalten des beetle wegen im freien Flug auf die elektrische Stimulation des 3Ax Muskel. (a) Der Käfer auf der ipsilateralen Seite gedreht , wenn die linke oder rechte wurde 3Ax Muskel stimuliert, und die Drehbewegung als Funktion der Stimulationsfrequenz abgestuft wurde. (B) Der Zick - Zack - Pfad des fliegenden Käfer , wenn die linke oder rechte 3Ax Muskel in Folge angeregt wurde. Die Stimulationsparameter waren eine Amplitude von 3 V, eine Impulsbreite von 3 ms und einer Frequenz von 60 bis 100 Hz. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 6
Abbildung 6: Vorgeschlagene Markersets für die Verfolgung der 3D - Orientierung (Roll-, Nick- und Gier) des Käfers Konfiguration mit (a) drei Marker, (b) vier.Marker, und (c) fünf Markierungen. Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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Discussion

Der Implantationsprozess ist wichtig, da es die Zuverlässigkeit des Experiments beeinflusst. Die Elektroden sollten in einer Tiefe von 3 mm oder weniger in den Muskel eingesetzt werden, abhängig von der Größe des Käfers (Vermeidung von Kontakt mit dem nahe gelegenen Muskeln). Wenn die Elektroden, die in der Nähe Muskeln, unerwünschte motorische Handlungen und Verhaltensweisen berühren auftreten können, auf die Kontraktion der Muskeln in der Nähe zurückzuführen ist. Die beiden Elektroden sollte gut ausgerichtet werden, um sicherzustellen, dass kein Kurzschluss entsteht. Beim Schmelzen und Aufschmelzen Bienenwachs einen Lötkolben verwenden, muss der Experimentator, vorsichtig zu sein und so schnell wie möglich löten, da der Muskel durch längeren Kontakt mit hohen Temperaturen verbrannt werden, was zu einer Fehlfunktion des Muskels führt. Obwohl die Kutikula zu entfernen erforderlich, um den Muskel 3Ax zuzugreifen, nimmt das Einführen und Versiegelungsverfahren weniger als einer Minute und wurde verwaltet Schädigung des Muskels zu minimieren. Die Insekten wurden in den Aufzuchtraum nach den Experimenten zurück und konnte überlebenbis zu 3 Monate (Ende der Lebensdauer). Zur Aufrechterhaltung der guten Leistung des Käfers sollte der Käfer ernährt und zugelassen werden für 3 bis 4 Stunden nach jeweils 20 aufeinander folgenden Studien zur Ruhe, wie das Insekt ermüden kann in Folge nach vielen (40 bis 50), Flugversuche und nicht in der Lage sein, zu öffnen seine Flügel.

Wie für den freien Flug Experiment Volumenkalibrierung für das Motion-Capture-System ist notwendig, da es die Bahnverfolgungsgenauigkeit beeinflusst. Es ist wichtig, der Kameras Ansicht voll von den Wellen des Kalibrierungsstab mit einem Bildfehler von weniger als 0,3 für alle Kameras zu füllen, die Genauigkeit der Bewegungs-Tracking-System aufrecht zu erhalten. Darüber hinaus sollte die Oberfläche des Markers sauber sein, oder die Capture-System 3D-Bewegung kann häufig den Marker zu verpassen. Nach der Kalibrierung sollte eine Blindprüfung durch Winken Sie die Batterie mit retro-reflektierendes Band in dem definierten Volumen der Berichterstattung über die Motion-Capture-System zu überprüfen gewickelt durchgeführt werden. Zum Prüfendie Motion-Tracking-Genauigkeit messen wir den Abstand von zwei Markierungen in der Flug Arena zu bewegen. Die Markierungen wurden auf einem Karton mit einem Abstand von 200 mm zueinander fixiert. Der Vorstand wurde in der gesamten Flug Arena bewegt, um verschiedene Positionen der beiden Markierungen erhalten. Die Standardabweichung wurde dann berechnet 1,3 mm (n = 3,000).

Der freie Fluglabor (1 und 4) ermöglicht es uns , zusammen mit einem Zeitstempel die Position (X, Y und Z) eines fliegenden Insekten zu verfolgen. Da nur eine einzige Markierung an den Käfer angebracht ist und das Erfassungssystem 3D-Bewegung erkennt nur, dass die Markierung wird der Käfer als Teilchen oder einem Massepunkt behandelt. Als solche Daten von der fliegenden beetle hat Positionsinformation, aber es fehlt Orientierung. Daher kinematische Analyse aus den Positionsdaten des beetle stellt nur die Translationsgeschwindigkeit und die Beschleunigung entlang der X-, Y- und Z-Achsen ohne Winkelgeschwindigkeit oder Winkelbeschleunigung inDrehungen um die Gier-, Nick- und Rollachsen. Mehrere Markierungen auf einem Käfer fixiert (wie das in 6 gezeigt) müssen für die 3D - Motion - Capture - System verwendet werden , um die fliegenden Insekten wie ein starrer Körper und Rekord Rotation und Translation Daten zu behandeln. Allerdings muss der Experimentator zur Kenntnis nehmen den Beitrag dieser Marker der Kinetik eines fliegenden beetle, da die Markierung nicht ein kleines Stück Klebeband, aber muss groß genug sein, um durch das Kamerasystem mit minimaler Spurverlust detektiert werden. Eine solche Anordnung und die Befestigung von mehreren Markern deutlich seine Masse und Trägheitsmoment ²⁵ erhöhen. Außerdem kann die Größe der Flug Arena eingestellt werden so groß wie möglich innerhalb des Abdeckungsbereichs des Systems Motion-Tracking die Beschränkungen für den freien Flugverhalten des Käfers zu reduzieren. Aus diesem Papier wird die Größe der Flug Arena auf die maximale Reichweite von Motion - Capture - System definierten Basis (12,5 x 8 x 4 m ^3).

z. B., die basalar Muskel für eine kontralaterale wiederum ⁷ und 3Ax Muskel für einen ipsilateralen Kurve ^13. Zusätzlich werden bestimmte Teile des Nervensystems eines Insektes können verschiedene Reaktionen induzieren. Optic Lappens Stimulation kann Flug Einleitung ^7, während die Stimulation der Antennen induzieren kann in einem gehenden Insekt ¹² Gegendrehen induzieren. Darüber hinaus können wir die Funktion des Rucksacks Wechsel von einem elektrischen Stimulator zu einem Elektromyographie - Recorder ist ^3,26 , die Aktivitäten eines Insekts während seiner natürlichen Verhalten zu erfassen.

Der freie Flug Stimulation des Käfers dazu beigetragen, die natürliche Funktion des 3Ax Muskel durch enabli zeigen und bestätigenng Beobachtungen der momentanen Reaktion des Insekts in die Luft frei bewegen. Solche Informationen sind ^11,13,27-30 unter tethered Bedingungen nicht zur Verfügung. Das Verhalten eines Insekts unter tethered Bedingungen eingeschränkt und kann im freien Flug eine andere sein, was möglicherweise zu einem falschen Verständnis von Insektenverhalten führt. Somit ist für die Validierung der von tethered Experimente ein starkes Werkzeug gezogen Hypothesen freien Flug Stimulation mit dieser Technik. Darüber hinaus ist ein Insekt-Maschine - Hybrid - System überlegen aktuellen künstlichen Roboter in Bezug auf die Lokomotive Fähigkeiten und den Stromverbrauch ^13,17,31,32 flattern.

Insect-Maschine Hybridsysteme ersetzen können künstliche Roboter in der Zukunft, da sie die komplexe und flexible Struktur und Lokomotive Fähigkeiten eines lebenden Insekten und reduzieren die Produktionszeit des Herstellungsprozesses erben. Verschiedene Lokomotive Fähigkeiten kann ein Insekt-Maschine-Hybrid-System helfen, mehr zu arbeiten,effizient in beengten Platzverhältnissen , die die Kombination von Wandern und Fliegen beinhalten, zum Beispiel bei Rettungsmissionen. Darüber hinaus können Insekten Maschine Hybridsysteme möglicherweise als Instrument zur Bekämpfung von Insekten in der Landwirtschaft verwendet werden, da es in der Lage sein kann, in natürliche Insektenkolonien zu mischen und helfen, ihre Aktivitäten zu kontrollieren.

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Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Mecynorrhina torquata beetle	Kingdom of Beetle Taiwan		10 g, 8 cm, pay load capacity is 30% of the body mass Aproval of importing and using by Agri-Food and Veterinary Authority of Singapore (AVA; HS code: 01069000, product code: ALV002).
Wireless backpack stimulator	Custom		TI CC2431 micocontroler The board is custom made based on the GINA board from Prof. Kris Pister’s lab. The layout of GINA board can be found at https://openwsn.atlassian.net/wiki/display/OW/GINA
Wii Remote control	Nintendo		Bluetooth remote control to send the command to the operator laptop
BeetleCommander v1.8	Custom. Maharbiz group at UC Berkeley and Sato group at NTU		Establish the wireless communication of the backpack and the operator laptop. Configure the stimulus parameters and log the positional data. Visualize the flight data.
GINA base station	Kris Pister group at UC Berkeley		TI MSP430F2618 and AT86RF231
Motion capture system	VICON	T160	8 cameras for a flight arena of 12.5 m x 8 m x 4 m
Motion capture system	VICON	T40s	12 cameras for a flight arena of 12.5 x 8 x 4 m
Micro battery	Fullriver	201013HS10C	3.7V, 10 mAh
Retro reflective tape	Reflexite	V92-1549-010150	V92 reflective tape, silver color
PFA-Insulated Silver Wire	A-M systems	786000	127 µm bare, 177.8 µm coated, 3 mm bare silver flame exposed at tips
SMT Micro Header	SAMTEC	FTSH-110-01-L-DV	0.3 mm x 6 mm, bend to make a 3 mm long slider to secure the electrode into the PCB header.
Beeswax			Secure the electrodes
Dental Wax	Vertex		Immobilize the beetle
Insect pin	ROBOZ	RS-6082-30	Size 00; 0.3 mm Rod diameter; 0.03 mm tip width; 38 mm Length Make electrode guiding holes on cuticle
Tweezers	DUMONT	RS-5015	Pattern #5; .05 mm x .01 mm Tip Size; 110 mm Length Dissecting and implantation
Scissors	ROBOZ	RS-5620	Vannas Micro Dissecting Spring Scissors; Straight; 3mm Cutting Edge; 0.1 mm Tip Width; 3" Overall Length Dissecting and implantation
Potable soldering iron	DAIYO	DS241	Reflow beeswax
Hotplate	CORNING	PC-400D	Melting beeswax and dental wax
Flourescent lamp	Philips	TL5 14W	Light the entire flight arena with 30 panels (60 x 60 cm²). Each panel has 3 lamps. 14 W, 549 mm x 17 mm

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. Wireless Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of a Locust. J. Exp. Biol. 185 (1), 367-373 (1993).
Fischer, H., Kautz, H., Kutsch, W. A Radiotelemetric 2-Channel Unit for Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of the Desert Locust, Schistocerca Gregaria. J. Neurosci. Methods. 64 (1), 39-45 (1996).
Ando, N., Shimoyama, I., Kanzaki, R. A Dual-Channel FM Transmitter for Acquisition of Flight Muscle Activities from the Freely Flying Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Neurosci. Methods. 115 (2), 181-187 (2002).
Sanchez, C. J., et al. Locomotion control of hybrid cockroach robots. J. R. Soc. Interface. 12 (105), (2015).
Sato, H., et al. A cyborg beetle: insect flight control through an implantable, tetherless microsystem. IEEE 21st International Conference on Micro Electro Mechanical Systems, , 164-167 (2008).
Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. Balloon-Assisted Flight of Radio-Controlled Insect Biobots. IEEE Trans. Biomed. Eng. 56 (9), 2304-2307 (2009).
Sato, H., et al. Remote Radio Control of Insect Flight. Front. Neurosci. 3, (2009).
Daly, D. C., et al. A Pulsed UWB Receiver SoC for Insect Motion Control. IEEE J. Solid-State Circuits. 45 (1), 153-166 (2010).
Maharbiz, M. M., Sato, H. Cyborg Beetles. Sci. Am. 303 (6), 94-99 (2010).
Tsang, W. M., et al. Remote control of a cyborg moth using carbon nanotube-enhanced flexible neuroprosthetic probe. 2010 IEEE 23rd International Conference on Micro Electro Mechanical Systems (MEMS), , 39-42 (2010).
Hinterwirth, A. J., et al. Wireless Stimulation of Antennal Muscles in Freely Flying Hawkmoths Leads to Flight Path Changes. PloS ONE. 7 (12), (2012).
Whitmire, E., Latif, T., Bozkurt, A. Kinect-based system for automated control of terrestrial insect biobots. Engineering in Medicine and Biology Society (EMBC), 2013 35th Annual International Conference of the IEEE, , 1470-1473 (2013).
Sato, H., et al. Deciphering the Role of a Coleopteran Steering Muscle via Free Flight Stimulation. Curr. Biol. 25 (6), 798-803 (2015).
Erickson, J. C., Herrera, M., Bustamante, M., Shingiro, A., Bowen, T. Effective Stimulus Parameters for Directed Locomotion in Madagascar Hissing Cockroach Biobot. PLoS ONE. 10 (8), e0134348 (2015).
Zhaolin, Y., et al. A preliminary study of motion control patterns for biorobotic spiders. Control & Automation (ICCA), 11th IEEE International Conference, , 128-132 (2014).
Feng, C., Chao, Z., Hao Yu, C., Sato, H. Insect-machine hybrid robot: Insect walking control by sequential electrical stimulation of leg muscles. Robotics and Automation (ICRA), 2015 IEEE International Conference, , 4576-4582 (2015).
Cao, F., et al. A Biological Micro Actuator: Graded and Closed-Loop Control of Insect Leg Motion by Electrical Stimulation of Muscles. PLoS ONE. 9 (8), e105389 (2014).
Zhao, H., et al. Neuromechanism Study of Insect-Machine Interface: Flight Control by Neural Electrical Stimulation. PLoS ONE. 9 (11), e113012 (2014).
Tsang, W. M., et al. Flexible Split-Ring Electrode for Insect Flight Biasing Using Multisite Neural Stimulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 57 (7), 1757-1764 (2010).
Barron, A. B. Anaesthetising Drosophila for behavioural studies. J. Insect Physiol. 46 (4), 439-442 (2000).
Cooper, J. E. Anesthesia, Analgesia, and Euthanasia of Invertebrates. ILAR Journal. 52 (2), 196-204 (2011).
Miller, T. A. Insect neurophysiological techniques. , Springer Science & Business Media. (2012).
Leary, S., et al. AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , (2013).
Heath, B., West, G., Heard, D., Caulkett, N. Mobile Inhalant Anesthesia Techniques. in Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia. , Blackwell Publishing Ltd. 75-80 (2008).
Mischiati, M., et al. Internal models direct dragonfly interception steering. Nature. 517 (7534), 333-338 (2015).
Kutsch, W., Berger, S., Kautz, H. Turning Manoeuvres in Free-Flying Locusts: Two-Channel Radio-Telemetric Transmission of Muscle Activity. J. Exp. Zoolog. Part A Comp. Exp. Biol. 299 (2), 139-150 (2003).
Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. Active Control of Free Flight Manoeuvres in a Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Exp. Biol. 211 (3), 423-432 (2008).
Sato, H., Maharbiz, M. M. Recent developments in the remote radio control of insect flight. Front. Neurosci. 4, (2010).
Tien Van, T., et al. Flight behavior of the rhinoceros beetle Trypoxylus dichotomus during electrical nerve stimulation. Bioinsp. Biomim. 7 (3), 036021 (2012).
Sane, S. P., Dickinson, M. H. The control of flight force by a flapping wing: lift and drag production. J. Exp. Biol. 204 (15), 2607-2626 (2001).
de Croon, G. C., et al. Design, aerodynamics and autonomy of the DelFly. Bioinsp. Biomim. 7 (2), 025003 (2012).
Ma, K. Y., Chirarattananon, P., Fuller, S. B., Wood, R. J. Controlled Flight of a Biologically Inspired, Insect-Scale Robot. Science. 340 (6132), 603-607 (2013).