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Methodenartikel

Die arteriovenöse (AV) Loop in einem Kleintiermodell zur Untersuchung Angiogenesis und Vaskularisierte Tissue Engineering

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DOI:

10.3791/54676

2. November 2016

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir beschreiben ein mikrochirurgisches Ansatz zur Erzeugung eines arteriovenösen (AV) loop als Modell Vaskularisierung in vivo in einem isolierten und gut charakterisierten Umgebung zur Analyse. Dieses Modell ist nicht nur nützlich für die Untersuchung der Angiogenese, ist aber auch für den Maschinenbau axial vaskularisiert und transplantierbaren Geweben optimal geeignet.

Zusammenfassung

Ein funktionierendes Blutgefäßnetzwerk ist eine Voraussetzung für das Überleben und Wachstum fast aller Gewebe und Organe im menschlichen Körper. Darüber hinaus spielt die Vaskularisation in pathologischen Situationen wie Krebs eine führende Rolle beim Fortschreiten der Krankheit. Folglich besteht ein großer Bedarf an einem standardisierten und gut charakterisierten in vivo Modell, um die Mechanismen der Neovaskularisation aufzuklären und verschiedene Vaskularisierungsansätze für das Tissue Engineering und die regenerative Medizin zu entwickeln.

Wir beschreiben einen mikrochirurgischen Ansatz für ein Kleintiermodell zur Induktion einer Gefäßachse, bestehend aus einer Vene und einer Arterie, die an eine arteriovenöse (AV) Schleife anastomosiert sind. Die AV-Schleife wird in eine geschlossene Implantationskammer überführt, um in vivo eine isolierte Mikroumgebung zu schaffen, die nur über die Gefäßachse mit dem lebenden Organismus verbunden ist. Mittels 3D-Bildgebung (MRT, Mikro-CT) und Immunhistologie kann das wachsende Gefäßsystem im Zeitverlauf sichtbar gemacht werden. Durch die Implantation verschiedener Zellen, Wachstumsfaktoren und Matrizen kann ihre Funktion bei der Bildung von Blutgefäßnetzwerken ohne störende Einflüsse aus der Umgebung in einer gut kontrollierbaren Umgebung analysiert werden.

Neben Angiogenese- und Antiangiogenese-Studien eignet sich das AV-Schleifenmodell auch perfekt für das Engineering von vaskularisiertem Gewebe. Nach einer gewissen Prävaskularisationszeit kann das erzeugte Gewebe in die Defektstelle transplantiert und mikrochirurgisch mit den lokalen Gefäßen verbunden werden, wodurch eine sofortige Blutversorgung und Integration des manipulierten Gewebes gewährleistet wird. Durch die Variation der Matrizen, Zellen, Wachstumsfaktoren und der Kammerarchitektur ist es möglich, verschiedene Gewebe zu erzeugen, die dann auf die individuellen Bedürfnisse des Patienten zugeschnitten werden können.

Einleitung

Den meisten Geweben und Organen im menschlichen Körper sind abhängig von einem funktionellen Blutgefäßnetzwerk, das Nährstoffe, tauscht Gase und entfernt Abfallprodukte liefert. Störung dieses Systems verursacht durch lokale oder systemische vaskuläre Probleme können zu einer Vielzahl von schweren Krankheiten führen. Darüber hinaus wird in Forschungsbereichen wie Tissue Engineering oder der regenerativen Medizin, ein funktionelles Blutgefäßnetz innerhalb künstlich erzeugte Gewebe oder transplantierten Organen ist unverzichtbar für eine erfolgreiche klinische Anwendung.

Seit Jahrzehnten Forscher untersuchen wurden die genauen Mechanismen im wachsenden Gefäß beteiligt tieferen Einblick in pathologischen Situationen, um neue therapeutische Interventionen zu finden, gewinnen und eine bessere Prävention von Gefäßerkrankungen bieten. In dem ersten Schritt grundlegende Prozesse wie Zell-Zell - Wechselwirkungen oder der Wirkung von Molekülen auf Zellen des vaskulären Systems werden gewöhnlich durch in vitro 2D- oder 3D suchtenExperimente. Herkömmlichen 2D-Modelle sind einfach durchzuführen, sind gut etabliert und haben stark zu einem besseren Verständnis dieser Verfahren beigetragen. Zum ersten Mal im Jahre 1980 Folkman et al. in vitro Angiogenese Animpfen von kapillaren Endothelzellen auf mit Gelatine beschichteten Platten 1 angegeben. Man erhielt sofort Weg zur Veröffentlichung einer Vielzahl weiterer Angiogenese 2D Experimenten an Endothelzellen tube formation Assay 2, Migrationstest 3 und der Co-Kultivierung verschiedener Zelltypen 4, sowie andere. Diese Tests werden heute noch verwendet und akzeptiert als Standard in vitro - Methoden.

Allerdings ist diese Versuchsaufbau nicht immer geeignet für die Untersuchung von in vivo Zellverhalten , da die meisten Zelltypen eine 3D - Umgebung benötigen relevante physiologische Gewebestrukturen 5 zu bilden. Es konnte gezeigt werden, dass die Architektur der 3D-Matrix für die Kapillar morphogenesi entscheidend ists 6 und dass zellextrazellulären Matrix (ECM) Wechselwirkungen und 3D - Kulturbedingungen regulieren wichtige Faktoren , die bei der Tumorangiogenese 7. Die 3D-Matrix bietet komplexe mechanische Eingaben können Effektor-Proteine ​​binden und Gewebe-Skala solute Konzentrationsgradienten herzustellen. Darüber hinaus wird es als notwendig erachtet , um in vivo morphogenetic und Umbau Schritte in komplexen Geweben 5 nachzuahmen. In diesen Systemen sowohl Angiogenese und Vaskulogenese untersucht werden. Während der Angiogenese von der Sprießen von Kapillaren beschreibt Blutgefäße bereits existierenden 8, bezieht sich Vaskulogenese auf die De - novo - Bildung von Blutgefäßen durch Endothelzellen oder deren Vorläufern 9,10. Die Reifung der Schiffe wird in einem Prozess namens "Arteriogenese" über die Rekrutierung von glatten Muskelzellen 11 beschrieben. Ein typisches angiogenen in - vitro - Modell ist das Sprießen von Endothelzellen aus bestehenden einschichtigens ausgesät als Monoschicht auf Geloberflächen, auf der Oberfläche der Mikrokügelchen in einem Gel eingebettet oder durch den Bau von Endothelzellen Sphäroiden 12. In vaskulogener Modelle sind einzelne Endothelzellen in einem 3D-Gel eingeschlossen. Sie interagieren mit benachbarten Endothelzellen vaskulären Strukturen und Netzwerke de novo bilden, in der Regel in Kombination mit unterstützenden Zellen 12.

Aber auch komplexe 3D in vitro Modelle können nicht in vivo nachahmen Einstellungen vollständig die Vielzahl von Zell-Zell und Zell-ECM - Wechselwirkungen 13 gegeben. Stoffe mit hoher Aktivität in vitro nicht automatisch die gleichen Effekte in vivo zeigen und umgekehrt 14. Für eine umfassende Analyse der Vaskularisation verarbeitet es dringend notwendig ist , in vivo - Modelle , die besser simulieren , um die Situation in den Körper zu entwickeln. Eine große Auswahl von in vivo - Angiogenese - Assays sind in der Literatur beschrieben, einschließlich derKüken Chorionallantoismembran Assay (CAM), der Zebrabärbling - Modell, das Hornhaut Angiogenese - Assay wird die dorsale Luftsack Modell, Kammer der Rückenhaut, die subkutanen Tumormodellen 14. Jedoch sind diese Tests oft mit Einschränkungen verbunden sind , wie eine schnelle morphologische Veränderungen, Probleme bei der Unterscheidung neuer Kapillaren aus schon bestehenden im CAM - Assay oder den begrenzten Raum in der Cornea - Angiogenese - Assay 15. Weiterhin Nichtsäugetiersystemen verwendet werden (z. B. der Zebrabärbling - Modell 16), die in der Xenotransplantation 17 zu Problemen führt. In der subkutanen Tumormodell, mit Ursprung Angiogenese nur vom Tumor selbst nicht analysiert werden kann, da stark das angrenzende Gewebe zu dem Vaskularisierung Prozess beiträgt. Darüber hinaus kann das umgebende Gewebe eine entscheidende Rolle , den Tumor - Mikroumgebung 18 zu gestalten.

Nicht nur für die Untersuchung der Angiogenese oder Vaskulogenese gibt es eine starke need für eine standardisierte und in - vivo - Modell gut charakterisiert , sondern auch unterschiedliche Vaskularisierung Strategien im Tissue Engineering und der regenerativen Medizin zu studieren. Heute ist die Erzeugung komplexer künstliche Organe oder Gewebe ist möglich , sowohl in vitro als auch in vivo. 3D Bioprinting bietet eine On-Demand - Herstellungstechnik für 19 komplexe 3D - funktionellen Wohn Gewebe zu erzeugen. Weiterhin kann Bioreaktoren zum Erzeugen Gewebe 20 oder sogar den eigenen Körper verwendet werden kann , als Bioreaktor 21 verwendet werden. Jedoch ist das Haupthindernis für eine erfolgreiche Anwendung von künstlich erzeugten Geweben der Mangel an Vaskularisierung innerhalb der Konstrukte. Unmittelbaren Anschluss an das Gefäßsystem des Host nach der Transplantation ist eine wesentliche Voraussetzung für das Überleben, insbesondere im Fall von großen künstlichen Geweben oder Organen.

Verschiedene in vitro oder in vivo Prävaskularisation Strategien waren Entwickckelt eine funktionelle Mikrovaskulatur in Konstrukten der Implantation 22 vor herzustellen. Die Implantation eines Gerüsts mit in vitro vorgeformten engineered Kapillaren auf die Rückenhaut der Mäuse führte zu einer schnellen Anastomose der Mäuse Vaskulatur innerhalb eines Tages 23. Im Gegensatz dazu ist ein Sphäroid Kokultur bestehend aus humanen mesenchymalen Stammzellen und menschlichen Nabelschnurvenen - Endothelzellen in einem dreidimensionalen Netzwerk prevascular montiert Zellen entwickelt weiter nach in vivo - Implantation. Allerdings Anastomose mit dem Host - Gefäßen wurde 24 begrenzt. Vor allem in schlecht vaskularisierten Defekte wie nekrotischen oder bestrahlten Bereiche, diese so genannte extrinsische Vaskularisierung - das Einwachsen von Gefäßen aus der Umgebung in das Gerüst - oft nicht. Intrinsic Vaskularisation, auf der anderen Seite ist, auf der Grundlage einer Gefäßachse als Quelle neuer Kapillaren in das Gerüst Sprießen 25. Mit der axial Vaskularisierung AnsatzKann das technisch hergestellte Gewebe mit seiner Gefäßachse transplantiert werden und an die lokalen Gefäße an der Empfängerstelle verbunden. Unmittelbar nach der Transplantation wird das Gewebe ausreichend mit Sauerstoff und Nährstoffen unterstützt, die die Voraussetzungen für eine optimale Integration entsteht.

Aufgrund der begrenzten Verfügbarkeit von Modellen für in vivo - Angiogenese und in Anerkennung der wachsenden Bedeutung der Untersuchung axial vaskularisierten Gewebe zu erzeugen, entwickelten wir die mikro Ansatz von Erol und Spira weitere 26 eine arteriovenöse (AV) Schleife im Tiermodell zu erzeugen. Die Verwendung einer vollständig geschlossenen Implantationskammer macht dieses Verfahren sehr gut geeignet , um die Blutgefäßbildung unter "kontrollierten", gut charakterisiert in vivo - Bedingungen (Figur 1) zu studieren. Dieses Modell ist nicht nur nützlich für die Untersuchung der Angiogenese, sondern auch optimal für die axiale Vaskularisation von Gerüsten für Gewebe engin geeigneteering Zwecke.

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Protokoll

The Animal Care Committee der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) und der Regierung von Mittelfranken, Deutschland, genehmigt alle Experimente. Für die Versuche männliche Lewis-Ratten mit einem Körpergewicht von 300-350 g verwendet wurden.

1. Die arteriovenöse Loop-Modell in der Ratte

  1. Implantationsverfahren (Figur 2)
    1. Zur Anästhesie eine spezielle Kunststoff - Box verwenden , die über ein Rohr mit dem Isofluran Verdampfer und geschlossen mit einem Deckel verbunden ist. Schalten Sie liefern Gas-und Durchflussmesser zwischen 0,8 bis 1,5 l / min.
    2. Legen Sie die Ratte in der Plastikkasten Induktion und versiegeln die Spitze. Schalten Sie Isofluran Verdampfer bis 5%.
    3. Beachten Sie sorgfältig die Ratte während der Einleitung der Narkose. Nach 3 bis 4 min, wird die Ratte narkotisiert.
    4. Bestätigen Sie die richtige Anästhesie: Verlust von Aufrichtreflex, Verlust der Augenlidreflexe, Rückzugsreflex, positive Kornealreflex.
    5. Entfernen Sie die Ratte aus der Box und überprüfen Sie dieGewicht für die Berechnung von Drogen. Bewerben Augensalbe Trockenheit zu verhindern, während der Narkose.
    6. Verabreichen Schmerzmittel und Antibiotika (z. B. 7,5 mg / kg Enrofloxacin subkutan (sc), 12,5 mg / kg Tramadol und 100 mg / kg Metamizol sowohl intravenös (iv)). Administrieren gewichts angepasst Kristalloide während des Betriebs (z. B. 30 ml / kg sc).
    7. Legen Sie die Ratte auf dem Rücken auf einer Wärmeplatte bei 37 ° C unter Anästhesie mit 1 bis 2% Isofluran Inhalation über Maske verabreicht.
    8. Monitor-Narkose richtig und erhöhen Isofluran wenn Anästhesie Pegel zu niedrig ist (Bewegung der Ratte, als Reaktion auf Schmerz, Kiefer Ton, kein Verlust von Reflexen (siehe 1.1.4.), Herzfrequenz zu erhöhen). Seien Sie vorsichtig, nicht zu einer Überdosierung von Isofluran (Verlust der Corneareflexe, hohe Herzfrequenz, Abnahme der Sauerstoffsättigung). Verwenden eine spezielle Pulsoximetrie für kleine Tiere zur Kontrolle der Sauerstoffsättigung (95-100%) und Herzfrequenz (250 bis 450 / min) der Ratte. Während der operatiauf dem Monitor Temperatur der Ratte (36 - 40 ° C) und die Temperatur der Wärmeplatte bei Bedarf anpassen.
    9. Shave die Innenseiten der Hinterbeine mit einem elektrischen Rasierer und desinfizieren Sie den Bereich mit Antiseptika. Verbreiten Sie die Hinterbeine und befestigen Sie sie mit Klebeband.
    10. Legen Sie die Ratte unter einem Operationsmikroskop und decken die Ratte mit sterilen Abdeckung. Sicherzustellen, dass der gesamte Vorgang Verfahren wird unter sterilen Bedingungen durchgeführt.
    11. Öffnen die Haut in der Mitte des linken Oberschenkels mit einem Längsschnitt von der oberen Knie bis zur Leiste unter Verwendung eines Skalpells (No. 10).
    12. Schneiden Sie das subkutane Gewebe und Fascia in Schichten von etwa 3 cm Länge verwendet Dissektionsscheren und microforceps bis die femorale Gefäßbündel von der Beckenarterie in der Leiste an der Gabelung der Femoralarterie im Knie ausgesetzt ist.
    13. Trennen Sie die Gefäße und entfernen Sie die Adventitia mit adventitia Schere und microforceps.
    14. Gerinnen die Seite bRanches elektrische Koagulation verwendet wird. Decken Sie das Operationsfeld mit einem feuchten Kompresse.
    15. Öffnen der Haut auf der rechten Seite, wie für die linke Seite beschrieben ist, 1.1.11 - 1.1.14.
    16. Für den venösen Transplantats Ernte, ligieren die rechte femorale Vene von elektrischen Koagulation auf den proximalen und distalen Enden in einem Abstand von 1 bis 1,5 cm.
    17. Entfernen Sie die venöse Transplantat mit microforceps und spülen Sie das venöse Transplantat mit einer Heparin-Lösung (50 IU / ml in 0,9% Natriumchloridlösung) unter Verwendung einer Spülkanüle und übertragen sie auf den linken Oberschenkel. Decken Sie das Operationsfeld auf der rechten Seite mit einem feuchten Kompresse.
    18. Ligieren die Oberschenkelvene auf der linken Seite proximal am Leistenbereich mit einer microvessel Klemme. Koagulieren die Oberschenkelvene distal durch elektrische Koagulation, an dem oberen Knie vor in einem Abstand von etwa 2 cm Verzweigung.
    19. Für Anastomose verbinden das proximale Ende des venösen Transplantat mit dem proximalen Ende der Vene durch End-to-End-Anastomose mit einem 11-0 Suture. Verwenden Sie ca. 8 unterbrochen Nähten. Beginnen Sie mit den ersten beiden Nähten an den 12 Uhr und 6 Uhr-Position platzieren. Dann wird zwischen diesen Punkten auf der Vorderseite in 2 bis 3 weitere Nähte vorbringen, und dann 2 bis 3 weitere Nähte in der Rückseite.
    20. Ligieren der Femoralarterie in der gleichen Weise für die Oberschenkelvene beschrieben (1.1.18.). Stellen Sie sicher, dass die Schleife Gefäße nicht verdreht sind. Anastomosieren das distale Ende des venösen Transplantats mit dem proximalen Ende der Arterie wie die Oberschenkelvene beschrieben (Schritte 1.1.19.).
    21. Verwalten 25 IE Heparin intravenös. Stellen Sie erneut sicher, dass die Schleife Gefäße nicht verdreht sind, entfernen Sie die Klemmen und auf Dichtigkeit prüfen und die Durchgängigkeit der Schleife für ca. 5 min.
    22. Tröpfeln Papaverin (beispielsweise 4 mg / ml) auf die Gefäße Gefäßspasmen zu verhindern. Wenn es Durchgängigkeit wird, dehnt sich die Schlaufe und der Impuls der Arterie beobachtet werden.
    23. Prefill der Implantationskammer mit der ersten Hälfte (etwa 500 & mgr; l) der Matrix (zB </ Em>, ein Hydrogel oder ein Knochenmatrix mit oder ohne Zellen). Einbetten der Schleife in die Implantationskammer.
    24. Füllen Sie die Implantationskammer mit der zweiten Hälfte der Matrix auf ein Gesamtvolumen von 1000 ul. Verschließen Sie die Kammer mit dem Kammerdeckel.
    25. Fixieren der Implantationskammer auf den Oberschenkel mit einem nicht resorbierbaren Nahtmaterial 6-0. Befestigen Sie den Kammerdeckel mit einem nicht resorbierbaren 6-0 Naht. Stoppen möglich Blutung mit elektrischer Koagulation.
    26. Schließen Sie die Haut mit resorbierbaren 4-0 Nähten. Decken Sie die Wunde mit Aluminium-Spray.
    27. Verabreichen Antibiotika und Analgetika (zB 7,5 mg / kg Enrofloxacin sc, Tramadol 12,5 mg / kg per os (po) (über das Trinkwasser) für 3 bis 5 Tage und danach in Abhängigkeit von dem Verhalten der Ratte).
    28. Schalten Sie den Verdampfer aus und lassen Sie die Ratte Gaszufuhr zu atmen, bis es zu erwachen beginnt.
    29. Legen Sie die Ratte in einem Kasten mit thermischer Unterstützung und beobachten sie vorsichtig, bis sie vollständig erholt.
    30. Sie nicht die Ratte un verlassenbesucht, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedergewonnen hat.
    31. Sie nicht die Ratte in die Gesellschaft anderer Tiere zurückkehren, bis sie vollständig erholt.
  2. Explantation Verfahren
    1. Führen Sie die Explantation nach einer Kurzzeit- oder Langzeitimplantation (nach dem Studiendesign, für Beispiele siehe Referenzen 27-32). Anesthetize die Ratte nach den Schritten 1.1.1.-1.1.9.
    2. Öffnen Sie die Haut des Bauches mit einem Skalpell (Nr 10) und den Darm zur Seite mit einer Kompresse bewegen. Setzen Sie die Bauchaorta und die Hohlvene caudalis mit Wattestäbchen.
    3. Kanülieren die Bauchaorta (z. B. 24 Gauge Kunststoffkanüle) und schneiden Sie die Hohlvene caudalis mit Dissektionsscheren.
    4. Spülen Sie die Bauchaorta mit 0,9% Natriumchloridlösung, die 100 IU / ml Heparin, bis das austretende Flüssigkeit klar ist. Perfuse die Aorta mit 30 ml Spüllösung (z. B. Kontrastmittel oder Indien ink).
    5. Euthanize die Ratte durch Injektion einer letalen Dosis von Embutramid, Mebezonium Iodid, Tetracain-Hydrochlorid Injektionslösung (0,1 bis 0,2 ml / kg) in tiefer Narkose.
    6. Ligieren der abdominalen Aorta und Vena cava caudalis mit einem nicht resorbierbaren Nahtmaterial 4-0.
    7. Schließen Sie die offene Wunde Bereich mit 1 bis 2 Klemmen. Speichern die Ratten für 24 Stunden bei 4 ° C (Härtung der Perfusionslösung).
    8. Legen Sie die Ratte auf dem Rücken. Verbreiten Sie die Hinterbeine und befestigen Sie sie mit Klebeband.
    9. Öffnen der Haut oberhalb der Kammer mit einem Längsschnitt mit einem Skalpell (No. 10).
    10. Entfernen Sie das Bindegewebe aus der Kammer und die Schleife Stiels mit Dissektionsscheren und microforceps. Schneiden Sie die Schleife Stiel in einem Abstand von 1 cm von der Kammeröffnung mit Dissektionsscheren und die Kammer zu entfernen.
    11. Öffnen Sie den Deckel der Kammer und entfernen Sie vorsichtig das Konstrukt aus der Kammer mit einer Pinzette und fixieren Sie es in 4% gepuffertem Formalin-Lösung für 24 Stunden bei RaumTemperatur. Danach verwenden das Konstrukt für die 3D - Mikro-Computertomographie oder in Paraffin eingebettete für die histologische Analyse 30.

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Ergebnisse

Tissue Engineering
Für technische Zwecke Knochengewebe, eine Reihe von verschiedenen Knochenersatzmaterialien wurden in der Kleintier Ratte AV Schleife Modell 27,28,33,34 implantiert. Vaskularisierung könnte perfekt von 3D - Mikrocomputertomographie (Mikro-CT) (3A) gezeigt werden. Vaskularisierung eines verarbeiteten Rinder spongiösen Knochens (PBCB) Matrix war signifikant höher in der Schleife Gruppe im Vergleich zur Gruppe ohne Vaskul...

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Diskussion

Seit mehr als einem Jahrzehnt haben wir erfolgreich die arteriovenöse (AV) Schleife für das Tissue Engineering Zwecke und das Studium der Angiogenese in vivo im Kleintiermodell verwendet. Wir konnten zeigen, dass dieses Modell für mikrochirurgisches Engineering verschiedenen Geweben sehr gut geeignet ist, und dass es auch für die Angiogenese oder Antiangiogenese-Studien verwendet werden.

Bedeutung der Technik in Bezug auf bestehende / Alternativmethoden
Engin...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Wir möchten die folgenden Institutionen danken für unsere AV-Loop-Forschung unterstützen: Staedtler-Stiftung, Dr. Fritz Erler-Fonds, Else Kröner Fesenius Stiftung, Baxter Healthcare GmbH, DFG, IZKF / ELAN / EFI / Amt für Gender und Diversity, die Forschungsstiftung Medizin , Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), AO-Stiftung, Manfred Roth Stiftung, Xue Hong, Hans Georg Geis-Stiftung, Deutscher Akademischer Austauschdienst (DAAD), Deutschland, und das Ministerium für Hochschulbildung und wissenschaftliche Forschung, der Irak. Wir möchten, dass Stefan Fleischer, Marina Milde, Katrin Köhn und Ilse Arnold-Herberth für ihre hervorragende technische Unterstützung danken.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,9% NatriumchloridBerlin-Chemie AG34592508
11-0 Ethilon / Polyamid 6/6EthiconEH7438G
4-0 Vicryl / Polygalactin 910EthiconV392H
6-0 Prolen / PolypropylenEthicon8695H
AluminiumsprayPharma Partner Vertriebs-GmbH1020
Antiseptika BODE Chemie GmbH 
Katheter B Braun Meslungen AG4251612-02
KontrastmittelFlowtech  MV-122
Embutramid, Mebezoniumiodid, Tetracainhydrochlorid injizierbare Lösung Intervet International GmbH
encre de chine intensive TuscheLefranc & Bourgeois
EnrofloxacinBayer AG
AugensalbeBayer AG
Formalin 4%Carl Roth GmbH & Co. KGP087.4
HeparinRatiopharm GmbH
isofluran Abbott Laboratories6055482
Lewis-Ratte, männlichCharles River Laboratories
Metamizol-Natrium Ratiopharm GmbH
Papaverine / Paveron NLinden Arzneimittel-Vertrieb-GmbH
Tramadol / TramalGrü nenthal GmbH

Referenzen

  1. Folkman, J., Haudenschild, C. Angiogenesis in vitro. Nature. 288 (5791), 551-556 (1980).
  2. DeCicco-Skinner, K. L., et al. Endothelial cell tube formation assay for the in vitro study of angiogenesis. J Vis Exp. (91), e51312(2014).
  3. Puddu, A., Sanguineti, R., Traverso, C. E., Viviani, G. L., Nicolo, M. Response to anti-VEGF-A treatment of endothelial cells in vitro. Exp Eye Res. 146, 128-136 (2016).
  4. Li, H., Daculsi, R., Bareille, R., Bourget, C., Amedee, J. uPA and MMP-2 were involved in self-assembled network formation in a two dimensional co-culture model of bone marrow stromal cells and endothelial cells. J Cell Biochem. 114 (3), 650-657 (2013).
  5. Griffith, L. G., Swartz, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (3), 211-224 (2006).
  6. Nehls, V., Herrmann, R. The configuration of fibrin clots determines capillary morphogenesis and endothelial cell migration. Microvasc Res. 51 (3), 347-364 (1996).
  7. Fischbach, C., et al. Cancer cell angiogenic capability is regulated by 3D culture and integrin engagement. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (2), 399-404 (2009).
  8. Logsdon, E. A., Finley, S. D., Popel, A. S., Mac Gabhann, F. A systems biology view of blood vessel growth and remodelling. J Cell Mol Med. 18 (8), 1491-1508 (2014).
  9. Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization--the conduit to viable engineered tissues. Tissue Eng Part B Rev. 15 (2), 159-169 (2009).
  10. Risau, W. Mechanisms of angiogenesis. Nature. 386 (6626), 671-674 (1997).
  11. Carmeliet, P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nat Med. 6 (4), 389-395 (2000).
  12. Morin, K. T., Tranquillo, R. T. In vitro models of angiogenesis and vasculogenesis in fibrin gel. Exp Cell Res. 319 (16), 2409-2417 (2013).
  13. Ucuzian, A. A., Greisler, H. P. In vitro models of angiogenesis. World J Surg. 31 (4), 654-663 (2007).
  14. Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int J Exp Pathol. 90 (3), 195-221 (2009).
  15. Tahergorabi, Z., Khazaei, M. A review on angiogenesis and its assays. Iran J Basic Med Sci. 15 (6), 1110-1126 (2012).
  16. Agostini, S., et al. Barley beta-glucan promotes MnSOD expression and enhances angiogenesis under oxidative microenvironment. J Cell Mol Med. 19 (1), 227-238 (2015).
  17. Zhang, B., Xuan, C., Ji, Y., Zhang, W., Wang, D. Zebrafish xenotransplantation as a tool for in vivo cancer study. Fam Cancer. 14 (3), 487-493 (2015).
  18. Devaud, C., et al. Tissues in different anatomical sites can sculpt and vary the tumor microenvironment to affect responses to therapy. Mol Ther. 22 (1), 18-27 (2014).
  19. Min, Z., Shichang, Z., Chen, X., Yufang, Z., Changqing, Z. 3D-printed dimethyloxallyl glycine delivery scaffolds to improve angiogenesis and osteogenesis. Biomater Sci. 3 (8), 1236-1244 (2015).
  20. Sundaram, S., et al. Tissue-engineered vascular grafts created from human induced pluripotent stem cells. Stem Cells Transl Med. 3 (12), 1535-1543 (2014).
  21. Hori, A., Agata, H., Takaoka, M., Tojo, A., Kagami, H. Effect of Cell Seeding Conditions on the Efficiency of In Vivo Bone Formation. Int J Oral Maxillofac Implants. 31 (1), 232-239 (2016).
  22. Laschke, M. W., Menger, M. D. Prevascularization in tissue engineering: Current concepts and future directions. Biotechnol Adv. , (2015).
  23. Wong, H. K., et al. Novel method to improve vascularization of tissue engineered constructs with biodegradable fibers. Biofabrication. 8 (1), 015004(2016).
  24. Rouwkema, J., de Boer, J., Van Blitterswijk, C. A. Endothelial cells assemble into a 3-dimensional prevascular network in a bone tissue engineering construct. Tissue Eng. 12 (9), 2685-2693 (2006).
  25. Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).
  26. Erol, O. O., Spira, M. New capillary bed formation with a surgically constructed arteriovenous fistula. Surg Forum. 30, 530-531 (1979).
  27. Arkudas, A., et al. Evaluation of angiogenesis of bioactive glass in the arteriovenous loop model. Tissue Eng Part C Methods. 19 (6), 479-486 (2013).
  28. Arkudas, A., et al. Axial prevascularization of porous matrices using an arteriovenous loop promotes survival and differentiation of transplanted autologous osteoblasts. Tissue Eng. 13 (7), 1549-1560 (2007).
  29. Arkudas, A., et al. Composition of fibrin glues significantly influences axial vascularization and degradation in isolation chamber model. Blood Coagul Fibrinolysis. 23 (5), 419-427 (2012).
  30. Arkudas, A., et al. Dose-finding study of fibrin gel-immobilized vascular endothelial growth factor 165 and basic fibroblast growth factor in the arteriovenous loop rat model. Tissue Eng Part A. 15 (9), 2501-2511 (2009).
  31. Arkudas, A., et al. Fibrin gel-immobilized VEGF and bFGF efficiently stimulate angiogenesis in the AV loop model. Mol Med. 13 (9-10), 480-487 (2007).
  32. Buehrer, G., et al. Combination of BMP2 and MSCs significantly increases bone formation in the rat arterio-venous loop model. Tissue Eng Part A. 21 (1-2), 96-105 (2015).
  33. Kneser, U., et al. Engineering of vascularized transplantable bone tissues: induction of axial vascularization in an osteoconductive matrix using an arteriovenous loop. Tissue Eng. 12 (7), 1721-1731 (2006).
  34. Arkudas, A., et al. Combination of extrinsic and intrinsic pathways significantly accelerates axial vascularization of bioartificial tissues. Plast Reconstr Surg. 129 (1), 55e-65e (2012).
  35. Bach, A. D., et al. A new approach to tissue engineering of vascularized skeletal muscle. J Cell Mol Med. 10 (3), 716-726 (2006).
  36. Bitto, F. F., et al. Myogenic differentiation of mesenchymal stem cells in a newly developed neurotised AV-loop model. Biomed Res Int. 2013, 935046(2013).
  37. Fiegel, H. C., et al. Foetal hepatocyte transplantation in a vascularized AV-Loop transplantation model in the rat. J Cell Mol Med. 14 (1-2), 267-274 (2010).
  38. Polykandriotis, E., et al. The venous graft as an effector of early angiogenesis in a fibrin matrix. Microvasc Res. 75 (1), 25-33 (2008).
  39. Polykandriotis, E., et al. Regression and persistence: remodelling in a tissue engineered axial vascular assembly. J Cell Mol Med. 13 (10), 4166-4175 (2009).
  40. Yuan, Q., et al. PHDs inhibitor DMOG promotes the vascularization process in the AV loop by HIF-1a up-regulation and the preliminary discussion on its kinetics in rat. BMC Biotechnol. 14, 112(2014).
  41. Dew, L., MacNeil, S., Chong, C. K. Vascularization strategies for tissue engineers. Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).
  42. Kang, Y., Mochizuki, N., Khademhosseini, A., Fukuda, J., Yang, Y. Engineering a vascularized collagen-beta-tricalcium phosphate graft using an electrochemical approach. Acta Biomater. 11, 449-458 (2015).
  43. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Adv Drug Deliv Rev. 63 (4-5), 300-311 (2011).
  44. Zimmerer, R., Jehn, P., Spalthoff, S., Kokemuller, H., Gellrich, N. C. Prefabrication of vascularized facial bones. Chirurg. 86 (3), 254-258 (2015).
  45. Dunda, S. E., et al. In Vitro and In Vivo Biocompatibility of a Novel, 3-Dimensional Cellulose Matrix Structure. Handchir Mikrochir Plast Chir. 47 (6), 378-383 (2015).
  46. Tanaka, Y., et al. Tissue engineering skin flaps: which vascular carrier, arteriovenous shunt loop or arteriovenous bundle, has more potential for angiogenesis and tissue generation? Plast Reconstr Surg. 112 (6), 1636-1644 (2003).
  47. Dong, Q. S., et al. Prefabrication of axial vascularized tissue engineering coral bone by an arteriovenous loop: a better model. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 32 (6), 1536-1541 (2012).
  48. Polykandriotis, E., et al. Prevascularisation strategies in tissue engineering. Handchir Mikrochir Plast Chir. 38 (4), 217-223 (2006).
  49. Mofikoya, B. O., Ugburo, A. O., Bankole, O. B. Does open guide suture technique improve the patency rate in submillimeter rat artery anastomosis? Handchir Mikrochir Plast Chir. 46 (2), 105-107 (2014).
  50. Manasseri, B., et al. Microsurgical arterovenous loops and biological templates: a novel in vivo chamber for tissue engineering. Microsurgery. 27 (7), 623-629 (2007).
  51. Moimas, S., et al. AAV vector encoding human VEGF165-transduced pectineus muscular flaps increase the formation of new tissue through induction of angiogenesis in an in vivo chamber for tissue engineering: A technique to enhance tissue and vessels in microsurgically engineered tissue. J Tissue Eng. 6, (2015).
  52. Fan, J., et al. Microsurgical techniques used to construct the vascularized and neurotized tissue engineered bone. Biomed Res Int. 2014, 281872(2014).
  53. Bleiziffer, O., et al. Guanylate-binding protein 1 expression from embryonal endothelial progenitor cells reduces blood vessel density and cellular apoptosis in an axially vascularised tissue-engineered construct. BMC Biotechnol. 12, 94(2012).
  54. Horch, R. E., et al. Cancer research by means of tissue engineering--is there a rationale? J Cell Mol Med. 17 (10), 1197-1206 (2013).
  55. Lee, H. Genetically engineered mouse models for drug development and preclinical trials. Biomol Ther (Seoul). 22 (4), 267-274 (2014).
  56. Willey, C. D., Gilbert, A. N., Anderson, J. C., Gillespie, G. Y. Patient-Derived Xenografts as a Model System for Radiation Research). Semin Radiat Oncol. 25 (4), 273-280 (2015).
  57. Guiro, K., Arinzeh, T. L. Bioengineering Models for Breast Cancer Research. Breast Cancer (Auckl). 9 (Suppl 2), 57-70 (2015).
  58. Ghajar, C. M., Bissell, M. J. Tumor engineering: the other face of tissue engineering. Tissue Eng Part A. 16 (7), 2153-2156 (2010).
  59. Boos, A. M., et al. Engineering axially vascularized bone in the sheep arteriovenous-loop model. J Tissue Eng Regen Med. 7 (8), 654-664 (2013).
  60. Weigand, A., et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).
  61. Horch, R. E., Beier, J. P., Kneser, U., Arkudas, A. Successful human long-term application of in situ bone tissue engineering. J Cell Mol Med. 18 (7), 1478-1485 (2014).

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