Hier präsentieren wir eine Protokoll, die beschreibt die Herstellung von dehnbar, dual Channel, Orgel Chip mikrofluidischen Zelle Kultur Geräte zur Rekapitulation ORGANEBENE Funktionalität in Vitro.
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Hier präsentieren wir eine Protokoll, die beschreibt die Herstellung von dehnbar, dual Channel, Orgel Chip mikrofluidischen Zelle Kultur Geräte zur Rekapitulation ORGANEBENE Funktionalität in Vitro.
Eine beträchtliche Anzahl von Bleiverbindungen Scheitern in der pharmazeutischen Pipeline, weil tierexperimentellen Studien oft nicht klinische Reaktionen bei menschlichen Patienten vorherzusagen. Menschliche Organ-on-a-Chip (Orgel Chip) mikrofluidischen Zelle Kultur Geräte, die eine experimentelle in Vitro -Plattform zur Bewertung der Wirksamkeit und Toxizität pharmakokinetischen (PK) Profile beim Menschen zur Verfügung stellen, möglicherweise bessere Prädiktoren der therapeutischen Wirksamkeit und Sicherheit in der Klinik im Vergleich zum Tierversuch. Diese Geräte verwendet werden, um die Funktion von praktisch jeder Orgel Art zu modellieren und strömungstechnisch verknüpft werden können, durch gemeinsame Endothel ausgekleidet Mikrokanäle in-vitro- Studien auf Orgel und ganze Körper-Ebene Humanphysiologie durchführen, ohne dass durchzuführen Sie Experimente am Menschen. Diese Orgel-Chips bestehen aus zwei PERFUNDIERTEN mikrofluidische Kanäle getrennt durch eine durchlässige gummielastischen Membran mit organspezifischen parenchymal Zellen auf der einen Seite und mikrovaskulären Endothel andererseits, die zyklisch gedehnt werden kann, bieten Organ-spezifische mechanische Signale (z. B. Bewegungen in Lunge atmen). Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung von flexiblen, dual Channel, Orgel-Chips durch Gießen von Teilen mit 3D gedruckt Formen, ermöglicht die Kombination von mehreren Casting und Post-processing-Schritte. Poröse Poly (Dimethyl Siloxan) (PDMS) Membranen werden gegossen mit Mikrometer Größe Durchgangsbohrungen mit Silizium Säule Arrays unter Kompression. Fertigung und Montage der Orgel Chips beinhaltet Ausrüstung und Schritte, die außerhalb eines traditionellen Reinraum umgesetzt werden können. Dieses Protokoll bietet Forschern mit Zugang zum Orgel-Chip-Technologie für in-vitro- Körper und ORGANEBENE Studien in Drogeentdeckung, Sicherheit und Wirksamkeit zu testen sowie mechanistische Studien der grundlegenden biologischen Prozesse.
Hier beschreiben wir die Herstellung von dual-Channel, vaskularisierte Orgel-on-a-Chip (Orgel Chip) mikrofluidischen Kultur Geräte mit einem skalierbaren Protokoll zugänglich für den Einsatz von Forschungsgruppen, die keinen Zugang zu Reinräumen und traditionelle weiche Lithographie Werkzeuge. Diese Geräte wurden entwickelt, um menschliche ORGANEBENE Funktionen für Verständnis Normal sowie Krankheit Physiologie und Droge Reaktionen in-vitro-1,2zu rekapitulieren. Entscheidend für die Entwicklung dieser Funktionalität sind zwei PERFUNDIERTEN mikrofluidische Kanäle getrennt durch eine semipermeable Membran (Abbildung 1). Dieses Design ermöglicht Erholung von Gewebe-Gewebe Schnittstellen zwischen mindestens zwei Arten von Gewebe, in der Regel parenchymatösen Organzellen auf der einen Seite der poröse Membran und vaskulären Endothel andererseits, sowie ihre Exposition gegenüber Flüssigkeitsströmung. Zusätzlich weil die Elastomere Polymer Poly (Dimethyl Siloxan) (PDMS), wird verwendet, um die Orgel Chip Körper zu fabrizieren und Membran Komponenten, zyklische mechanische Belastung aufgebracht werden, um die gesamte entwickelt Gewebe Gewebe Schnittstelle über die elastischen Membran, die natürlichen physischen Mikroumgebung lebende Organe, wie Atmung, Bewegungen in der Lunge und Peristaltik im Darm zu imitieren.

Abbildung 1: Querschnitt durch Orgel Chip. Orgel-Chips bestehen aus zwei Kanäle getrennt durch eine poröse, elastische Membran, die mit Zellen auf beiden Seiten ausgesät werden kann. Top-Channel Querschnitte sind 1 mm breit x 1 mm hoch, unten Kanal Kreuz Sektionen sind 1 mm breit x 0,2 mm hoch "und" Vakuum-Kanäle in beiden und Unterteile sind 0,3 mm breit, 0,5 mm hoch und Abstand von 0,3 mm aus den fluidischen Kanälen. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Diese dehnbare, dual Channel, Orgel-Chips werden für den Nachweis der Auswirkungen der Atmung Bewegung auf Nanopartikel Absorption in der Lunge und Medikamenten-induzierten Lungenödem3,4; Auswirkungen der peristaltischen Bewegung auf Differenzierung5 und bakterielle Überwucherung im Darm5,6,7; und Einfluss der zyklischen Verformungen durch das Pulsieren des Herzens auf die Differenzierung und Reifung der glomerulären Podocytes in der Niere8. Darüber hinaus diese zwei Lumen-Geräte, die einen vaskulären Endothel ausgekleidet Kanal getrennt durch eine extrazelluläre Matrix (ECM) enthalten-beschichtete Membran aus parenchymal Zellen in einem separat zugänglichen Kanal eignen sich gut für die Charakterisierung des Medikaments PK Parameter und Ziel Neuentdeckung, die im einzelnen Perfusion begrenzt wurde Kanal Systeme. Darüber hinaus mehrere Orgel Chips kann verknüpft werden über ihre vaskulären Kanäle effektiv einen menschlichen Körper-on-Chips zu erstellen, die eine attraktive menschlichen in-vitro- Plattform für Therapeutika Entwicklung9bieten konnte, 10. Im Gegensatz zu Mikro-physiologische Systeme (MPS)11,12,13enthalten die Orgel-Chips zwei mikrofluidische Kanäle getrennt durch eine poröse Membran, die vaskuläre parenchymatösen Interaktionen erleichtert rekapitulieren Sie in Vivo Organfunktion. Dies vereinfacht nicht nur die Verknüpfung von verschiedenen Organen zusammen durch die Vorrichtung eines gemeinsamen Mediums durch die vaskulären Kanäle, sondern die Abschottung der Gewebe und Flüssigkeiten imitiert in Vivo Funktionen und unterstützt die pharmakokinetischen experimentieren und die Modellierung sowie in-Vitro-in Vivo Hochrechnung9,10 , die schwierig oder unmöglich in Einkanal MPS14,15,16. Die Popularität von PDMS in mikrofluidischen Geräten führte zu die Entwicklung von Werkzeugen, das Material innewohnende Fähigkeit, kleine Moleküle10,17zu überwinden. Allerdings erfordert die große Zahl an Chips zur Unterstützung der biologischen Studien, wo die mikrobiellen Agenten und PDMS-absorbierenden Substanzen nutzen Wiederverwendung des Orgel-Chips schwierig, erforderlich einen skalierbare Herstellungsprozess auch für kleine Arbeitsgruppen. Das hier beschriebene Protokoll stellt eine Methode für die Vorrichtung Herstellung geeignet für den Einsatz in wissenschaftlichen Labors, einschließlich derjenigen keinen Zugang zu Reinräumen und weiche Lithographie. Dieses Protokoll soll Zugriff auf Orgel-Chips durch eine breite Palette von Forschern suchen, dehnbar, Zweikanal-Geräte zu verwenden, für die Erkundung von grundlegenden biologischen Prozesse sowie translational therapeutische Entwicklung zu erweitern.
Nutzung von best Practices aus mikrofertigungstechnik Felder gepaart mit Design für Fertigung, entwickelte ein robuster Ansatz für die Herstellung von Orgel-Chip-Geräte in großen Stückzahlen mit hoher Reproduzierbarkeit und Ertrag. Das hier beschriebene Herstellung Protokoll bietet eine skalierbare Methode für Orgel Chip-Produktion. Wir beschreiben die Verwendung von ein optional Schimmel-in-Place Jig (MiP; Design-Details in Zusatzmaterialien) gepaart mit Polyurethan-Dichtung Streifen zu ermöglichen, Aufstockung der PDMS Druckgussteile. Die Glanzseite des Polyurethan-Streifen produzieren optisch glatte PDMS Teile, während die strukturierte Seite Entformung erleichtert. Wir beschreiben auch die Verwendung von einer optional automatisiert Membran Verarbeiter (AMF), die einheitliche Kompression der Membran Wafer Formen während der Härtung bietet für die Herstellung von bis zu 24 Membranen pro Charge. Das Design ist breit anwendbar für Studien der Organe, die aus Gewebe bestehen, die mechanische Belastung und Perfusion zu erleben, und diese Chips mit niedrigen Span-zu-Variabilität in erforderlich, um die Bedürfnisse der kleinen und großen Mengen hergestellt werden Forschungsgruppen gleichermaßen. Der Workflow ist ein Batch oder Fließband Format zugänglich und ohne weiteres kompatibel mit Qualität Bewertung Protokolle für die Steuerung von Produktionsprozessen, Personalschulung und reaktionsschnelle Problembehandlung. Wir hoffen, dass dieses Protokoll, Zugriff auf die Funktionen des dual-Channel, dehnbar, Orgel-Chips für Grundlagen- und Translationale Forschung erweitern.
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1. allgemeine Vorbereitung
2. Top Channel Vorbereitung
(3) untere Kanal Vorbereitung
4. PDMS-Membran-Vorbereitung
| Schritt | Temperatur (° C) | Dauer (min.) |
| 1 | 20 | 20 |
| 2 | 35 | 10 |
| 3 | 45 | 10 |
| 4 | 50 | 60 |
| 5 | 60 | 120 |
| 6 | 20 | Halten |
Tabelle 1 - Membran härtungsbedingungen
5. top Montage und Vorbereitung
6. Chip-Montage
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Die hier vorgestellten Protokoll beschreibt die skalierbare Fertigung von PDMS-Orgel-Chips. Diese Geräte ermöglichen Kultur von zwei unterschiedlichen PERFUNDIERTEN Gewebetypen auf eine elastische poröse Membran (Abbildung 1). Die PDMS-Kanäle mit 3D gedruckten Formen, beschleunigt die Prototypen der neuen Designs (Abb. 2A und 2 b) gegossen. Top-Kanäle werden gegossen, in Formen unter Druck gegen eine konforme Pol...
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Der Fertigungsprozess verlässt sich auf hochauflösenden 3D gedruckten Formen Muster die PDMS oben und unten Orgel Chip Karosserieteile mit Micromolded porösen PDMS Membranen gekoppelt. Dieser kritische Ansatz wählte Prototyping kombiniert mit raschen Übergang in skalierten, Herstellung und Austausch der Werkzeuge erleichtern soll. Die oberste Komponente Formen sollen Muster Häfen in genauen Standorte mit definierten vertikalen Profilen während der Casting-Schritt. Dies vermeidet nicht nur die Arbeit manuell Stanzen Zugan...
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D.E.I. ist einer der Gründer und hält Eigenkapital in emulieren, Inc., und leitet den wissenschaftlichen Beirat. J.P ist derzeit Angestellter emulieren, Inc. R.N, Y.C, J.P., und D.E.I. sind Erfinder auf geistiges Eigentum, das zu emulieren, Inc. lizenziert wurde
Wir danken M. Rousseau und S. Kroll für Hilfe mit Fotografie und Videografie und M. Ingram, J. Nguyen, D. Shea und N. Wen für Beiträge zur ersten Herstellung Protokollentwicklung. Diese Forschung wurde gesponsert von Wyss-Institut für biologisch inspirierte Engineering an der Harvard University und der Defense Advanced Research Projects Agency unter Cooperative Agreements #W911NF-12-2-0036 und #W911NF-16-C-0050 und FDA gewähren # HHSF223201310079C, NIH gewährt #R01-EB020004 und #UG3-HL141797-01, und Bill und Melinda Gates-Stiftung gewährt #OPP1163237 und #OPP1173198 DEI. Ansichten und Schlussfolgerungen in diesem Dokument enthaltenen sind diejenigen der Autoren und nicht als Vertreter der offiziellen Politik, entweder ausdrücklich oder stillschweigend von der Defense Advanced Research Projects Agency, Food and Drug Administration, interpretiert werden die Nationale Institute der Gesundheit, oder die US-Regierung.
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| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Persönliche Schutzausrüstung | |||
| Haarnetz | VWR | 89107-770 | |
| Tyvek Laborkittel | VWR | 13450-506 | |
| Handschuhe mit verlängerter Manschette | VWR | 89521-898 | |
| Equipment | |||
| Schneidematte | VWR | 102096-430 | |
| Fliesenschneider | McMaster-Carr | 26765A31 | |
| Mold-in-Place (MIP) Top-Formen | Protolabs, Inc. | kundenspezifisch | gedruckt in Prototherm 12120 |
| Mold-in-Place (MIP) Bodenformen | Protolabs, Inc. | kundenspezifisch | gedruckt in Prototherm 12121 |
| Entenschnabel gebogene Pinzette | VWR | 63041-864 | |
| Scharfe Pinzette | Elektronenmikroskopie Sciences | 72700-D | |
| Metallspatel | VWR | 82027-528 | |
| Deep Reactive Ion Etch (DRIE) Pillar Array Wafer | Sensera, Inc. | kundenspezifisch Vier 50 x 50 mm Säulen-Arrays pro Wafer; Säulen 7 μm breit, 50 μm hoch, sechseckig mit einem Abstand von 40 μm Strukturiertes | |
| Polycarbonat .01" dick | McMaster-Carr | 85585K33 | geschnitten auf 45 mm quadratische |
| PDMS-Blöcke (40 x 40 x 5 mm) | n/a | kundenspezifische | |
| Laminar-Flow-Haube | Germfree | BVBI | gegossene hauseigene |
| Luftpistole | |||
| 60°; C-Level-Ofen | |||
| Vakuum-Exsikkator | |||
| Massenausgleichs | auf 0,1 g | ||
| Plasmamaschine | Diener | Nano-Sauerstoffplasmafähigkeit ist kritisch | |
| Supplies | |||
| Sylgard 184 Poly(dimethylsiloxan) (PDMS) Base/Curing Agent Kit | Ellsworth Adhesives& nbsp; | ||
| Mischbecher | Sorgen Sie für eine ausreichende Belüftung beim Umgang mit Prepolymeren durch geringen Gehalt an Ethylbenzol | ||
| 1 mL Spritze | VWR | 10099-395 | |
| Reinraumtücher | VWR | TWTX1080 | |
| 25 x 75 mm Glasobjektträger | VWR | 48311-703 | |
| Packband | VWR | 500043-724 | |
| Klebeband | VWR | 500026-873 | |
| Gestanzte Polyurethan (PU)-Streifen Atlantic | Gasket, Inc. | Custom: AGWI2X3 | 1/8" dick; 60 Durometer Schwarz Polyurethan; 2" x 3" |
| Polycarbonat-Folie .005" dick | McMaster-Carr | 85585K102 | |
| 100 x 100 x 15 mm quadratisch gerastert Petrischalen | VWR | 60872-480 | |
| Aluminiumfolie | |||
| Optionale Ausrüstung | |||
| Thinky | ARE-310 | ||
| Mold-in-Place (MIP)-Vorrichtung | hauseigene | Schraubklemmen-Kompressionsvorrichtung | |
| Automatisierter Membranhersteller (AMF) | hauseigene | pneumatische Kompressionskolbenanordnung mit programmierbarer Heizung |
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Genehmigung beantragenAn erratum was issued for: Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips. The Representative Results, Discussion, and References sections have been updated.
In the Representative Results section, the legend for Figure 5 has been updated from:
Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µL/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. Error bars indicate standard error of the mean.
to:
Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µl/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. The apparent permeability (Papp, cm/s) of the microporous PDMS membrane was determined using the dye concentration in the outlet channels. The gut chip cell layers provide a significantly increased barrier to permeability. Error bars indicate standard error of the mean.
In the Discussion section, the fourth paragraph has been updated from:
Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 4). The following equation can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel and is derived from equations used primarily for Transwell studies19,20 and corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by comparing the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.

to:
Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 5). The following equation derived by Tran, et al.19 can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel, which partially corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by averaging the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.

The References section has been updated from:
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