Methodenartikel

Cochlea-Oberflächenvorbereitung in der Erwachsenenmaus

DOI:

10.3791/60299

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6. November 2019

 ,  ,  , 
1Department of Pathology and Laboratory Medicine, Medical University of South Carolina, 2MOE Key Laboratory of Developmental Genes and Human Disease, Institute of Life Sciences, Southeast University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Dieser Artikel stellt eine modifizierte Cochlea-Oberflächenvorbereitungsmethode vor, die eine Entkalkung und Verwendung eines Zell- und Gewebeklebers erfordert, um die Stücke der Cochlea-Epithel an 10 mm runden Abdeckungsscheinen für die Immunhistochemie bei erwachsenen Mauscochleae zu haften.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die auditive Verarbeitung in der Cochlea hängt von der Integrität der mechanosensorischen Haarzellen ab. Im Laufe eines Lebens kann Hörverlust aus zahlreichen Ätiologien wie der Exposition gegenüber übermäßigem Lärm, der Verwendung von ototoxischen Medikamenten, bakteriellen oder viralen Ohrinfektionen, Kopfverletzungen und dem Alterungsprozess erworben werden. Der Verlust sensorischer Haarzellen ist ein häufiges pathologisches Merkmal der Varianten des erworbenen Hörverlusts. Zusätzlich kann die innere Haarzellsynapse durch leichte Beleidigungen beschädigt werden. Daher sind Oberflächenpräparate von Cochlea-Epithelien in Kombination mit Immunetikettierungstechniken und konfokalen Bildern ein sehr nützliches Werkzeug für die Untersuchung von Cochlea-Pathologien, einschließlich des Verlustes von Bandsynapsen und sensorischen Haarzellen, Veränderungen des Proteinspiegels in Haarzellen und unterstützenden Zellen, die Regeneration der Haarzellen und die Bestimmung der Berichtsgenexpression (d. h. GFP) zur Überprüfung der erfolgreichen Transduktion und Identifizierung von transduzierten Zelltypen. Die Cochlea, eine knöcherne spiralförmige Struktur im Innenohr, hält das auditive Sinnes-Endorgan, das Organ von Corti (OC). Sensorische Haarzellen und umgebende Stützzellen im OC sind im Cochlea-Kanal enthalten und ruhen auf der Basilarmembran, die tonotopisch mit hochfrequenter Detektion in der Basis und niederfrequenter Inderin im Scheitelpunkt organisiert ist. Mit der Verfügbarkeit molekularer und genetischer Informationen und der Fähigkeit, Gene durch Knockout- und Knock-in-Techniken zu manipulieren, wurden Mäuse in der biologischen Forschung weit verbreitet, auch in der Hörwissenschaft. Die erwachsene Mauscochlea ist jedoch winzig, und das Cochlea-Epithel ist in einem knöchernen Labyrinth eingekapselt, was die Mikrodissektion erschwert. Obwohl In vielen Laboratorien Seziertechniken entwickelt und eingesetzt wurden, ist diese modifizierte Mikrodissektionsmethode mit Zell- und Gewebeklebstoff einfacher und bequemer. Es kann in allen Arten von erwachsenen Maus Cochleae nach Entkalkung verwendet werden.

Einleitung

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Die Cochlea ist der Erkennung von Klang gewidmet und für das Hören verantwortlich. Der Cochlea-Kanal ist spiralförmig im knöchernen Labyrinth gewickelt und hält das auditive Sinnes-Endorgan, das Organ von Corti (OC). Das OC ruht auf der Basilarmembran, die das Cochlea-Epithel mit einer Länge von etwa 5,7 mm besteht, wenn es bei erwachsenen CBA/CaJ-Mäusen1,2abgewickelt wird. Da das OC tonotopisch mit hohen Frequenzen in der Basis und niedrigen Frequenzen in der Spitze detektiert ist, wird das Cochlea-Epithel oft in drei Teile für analytische Vergleiche unterteilt: die apikalen, mittleren und basalen Drehungen, die niedrigen, mittlere bzw. hochfrequente Erkennung. Zusätzlich zu einer Reihe von unterstützenden Zellen besteht das OC aus einer Reihe von inneren Haarzellen (IHCs), die sich medial befinden, und drei Reihen von äußeren Haarzellen (OHCs), die sich seitlich in Bezug auf die Cochlea-Spirale befinden.

Die korrekte auditive Verarbeitung hängt von der Integrität der sensorischen Haarzellen in der Cochlea ab. Die Schädigung oder der Verlust sensorischer Haarzellen ist ein häufiges pathologisches Merkmal erworbener Hörverluste, verursacht durch zahlreiche Ätiologien wie die Exposition gegenüber übermäßigem Lärm, die Verwendung von ototoxischen Medikamenten, bakterielle oder virale Ohrinfektionen, Kopfverletzungen und die Alterung Prozess3. Zusätzlich kann die Integrität und Funktion der inneren Haarzelle/Auditorennervensynapsen durch leichte Beleidigungen beeinträchtigt werden4. Mit der Verfügbarkeit molekularer und genetischer Informationen und der Manipulation von Genen durch Knockout- und Knock-in-Techniken sind Mäuse in der Hörwissenschaft weit verbreitet. Obwohl die adulte Mauscochlea winzig ist und das Cochlea-Epithel von einer knöchernen Kapsel umgeben ist, die zu technisch schwierigen Mikrodissektionen, Oberflächenpräparaten des Epithels in Kombination mit Immunlabeling oder Immunhistochemie führt. und konfokale Bilder wurden weit verbreitet für die Untersuchung von Cochlea-Pathologien verwendet, einschließlich Verluste von Bandsynapsen und Haarzellen, Veränderungen in der Menge an Proteinen in sensorischen Haarzellen und unterstützenden Zellen, und Haarzellenregeneration. Cochlea-Oberflächenpräparate wurden auch verwendet, um das Muster der Expression von Reportergenen (d. h. GFP) zu bestimmen und eine erfolgreiche Transduktion zu bestätigen und transduzierte Zelltypen zu identifizieren. Diese Techniken wurden zuvor für die Untersuchung molekularer Mechanismen verwendet, die einem lärminduzierten Hörverlust zugrunde liegen, mit erwachsenen CBA/J-Mäusen5,6,7,8,9.

Im Gegensatz zur Immunhistochemie mit Paraffinabschnitten oder Kryoschnitten, um kleine Querschnittsteile der Cochlea zu erhalten, die drei äußere Haarzellen (OHCs) und eine innere Haarzelle (IHC) auf jedem Abschnitt enthalten, ermöglichen Cochlea-Oberflächenpräparate Visualisierung der gesamten Länge des OC zum Zählen sensorischer Haarzellen und Bandsynapsen und Immunolabeling von sensorischen Haarzellen entsprechend bestimmten Funktionellen Frequenzen. Tabelle 1 zeigt die Kartierung von Hörfrequenzen als Funktion der Entfernung entlang der Länge der Cochlea-Spirale in erwachsenen CBA/J-Maus nach Studien von Müller1 und Viberg und Canlon1,2. Cochlea-Oberflächenpräparate wurden weit verbreitet für die Untersuchung von Cochlea-Pathologien4,5,6,7,8,9,10 ,11,12,13,14,15. Die ganzmontierte Cochlea-Sektionsmethode wurde ursprünglich in einem Buch beschrieben, das 1966 von Hans Engstrom herausgegeben wurde16. Diese Technik wurde anschließend verfeinert und an eine Vielzahl von Arten angepasst, wie in der Literatur von einer Reihe von Wissenschaftlern in der Hörwissenschaftbeschrieben 10,11,12,13, 15,17 und von den Eaton-Peabody Laboratories at Massachusetts Eye and Ear18. Kürzlich wurde eine weitere Cochlea-Sektionsmethode von Montgomery et al.19berichtet. Die Mikrodissektion der Cochlea ist ein wesentlicher und kritischer Schritt für Cochlea-Oberflächenpräparate. Die Sezieren von Mauscochleae ist jedoch eine technische Herausforderung und erfordert umfangreiche Übung. Hier wird ein modifiziertes Cochlea-Oberflächenpräparat zur Verwendung bei erwachsenen Mauscochleae vorgestellt. Diese Methode erfordert eine Entkalkung und Verwendung von Zell- und Gewebeklebstoff (d. h. Cell-Tak), um die Stücke des Cochlea-Epithels an 10 mm runden Abdeckungen für die Immunkennzeichnung zu kleben. Zell- und Gewebeklebstoff wurde weit verbreitet für die Immunhistochemieverwendet 20. Diese modifizierte Cochlea-Mikrodissektionsmethode ist relativ einfach im Vergleich zu denen zuvor berichtet18,19.

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Protokoll

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Alle Forschungsprotokolle, an denen männliche erwachsene CBA/J-Mäuse im Alter von 10–12 Wochen und C57BL/6J-Mäuse im Alter von 6–8 Wochen beteiligt waren, wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Medical University of South Carolina (MUSC) genehmigt. Die Tierpflege stand unter der Aufsicht der Abteilung Labortierressourcen am MUSC.

HINWEIS: Für die nachstehend dargestellten Verfahren werden Mäuse durch intraperitoneale Injektionen mit Ketamin (100 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) anbeet. Mäuse werden enthauptet, nachdem das Tier nicht mehr auf schmerzhafte Reize wie eine Zehenzange reagiert.

1. Extraktion von Temporalknochen

  1. Enthaupten Sie die Maus sofort postmortem mit chirurgischen Schere (17 cm lang) und schneiden Sie den Schädelknochen mit einer Schere aus dem hinteren Aspekt nach vorne entlang der Mittellinie des Schädels nach der Exposition des Schädelknochens durch ziehen die Haut vordergründ.
  2. Entfernen Sie das Hirngewebe mit Zangen und entfernen Sie manuell die zeitlichen Knochen mit dem Daumen und Zeigefinger für Mäuse im Alter von drei Monaten oder älter. Verwenden Sie eine kleine chirurgische Schere (11 cm lang), um den zeitlichen Knochen von Mäusen zu schneiden, die jünger als drei Monate sind.
  3. Den Temporalknochen in eine Petrischale (30 mm Durchmesser) geben, die eiskalte frische 4%-Paraformaldehyd(PFA)-Lösung in phosphatgepufferter Saline (PBS), pH 7,4 gelöst enthält.
    HINWEIS: Bereiten Sie frische 4% PFA-Lösung vor und stellen Sie den pH-Wert auf 7,4 kurz vor der Fixierung der temporalen Knochen ein, da ein unsachgemäßer pH-Ausgleich der PFA-Lösung die Qualität der Immunkennzeichnung verringert.

2. Fixierung und Perfusion

  1. Entfernen Sie die Bänder aus dem ovalen Fenster und durchstechen Sie die runde Fenstermembran mit der Größe #5 Zangen. Unter einem Stereo-Sektionsmikroskop machen Sie ein kleines Loch in die Spitze der Cochlea mit einer 27 G Nadel, die mit einer 1 ml Spritze verbunden ist.
  2. Die Cochlea mit 4% PFA-Lösung durchdringen Sie sanft und langsam über die runden und ovalen Fenster, bis die Lösung aus dem kleinen Loch an der Spitze wäscht. Übertragen Sie die Cochlea (ein oder zwei Cochlea pro Durchstechflasche) auf 20 ml Volumenszintillationsfläge mit 10 ml 4% PFA-Lösung.
  3. Rühren Sie die Szintillationsfläschchen bei Raumtemperatur (RT) vorsichtig 2 h und lassen Sie sie über Nacht im Kühlschrank (4 °C) auf einem Rotator.
    HINWEIS: Die Fixierungszeit kann je nach verwendetem Antikörper angepasst werden. Beispielsweise ermöglicht die Begrenzung der Fixierung auf 1,5 h eine erfolgreiche Immunkennzeichnung von postsynaptischen Klemmen bei Verwendung des GluA 2-Antikörpers.

3. Entkalkung des Temporalknochens

  1. Entfernen Sie die PFA-Lösung und waschen Sie die Cochleae mit frischen PBS 3x für jeweils 5 min.
  2. 20 ml 4% Ethylendiamintetraessigsäure-Dinatriumsalz (EDTA)-Lösung (pH 7.4) in die Szintillationsfläschchen geben und 48–72 h auf einem Rotator mit sanfter Rührung im Kühlschrank aufbewahren. Ändern Sie die EDTA-Lösung täglich, bis die Cochleae entkalkt sind. Prüfen Sie, ob die Cochleae entkalkt werden, indem Sie den knöchernen vestibulären Teil mit Zangen berühren, um die Elastizität zu beurteilen, oder schneiden Sie einfach ein kleines Stück vom Rand des vestibulären Teils. Wenn ein solcher Schnitt zu einem zerkleinerten Stück führt, wird die Cochlea nicht entkalkt.
    HINWEIS: Die EDTA-Lösung kann die Immunreaktion von Primärantikörpern je nach Lösungskonzentration beeinträchtigen. Bereiten Sie 4% EDTA in PBS vor und stellen Sie den pH-Wert auf 7,4 ein. Zur konsequenten Entkalkung der temporalen Knochen wird eine frische EDTA-Lösung verwendet.
  3. Ändern Sie die Lösung in PBS für die Mikrodissektion, nachdem die Entkalkung abgeschlossen ist.
    HINWEIS: Wenn die Cochleae nicht ausreichend entkalkt sind, kann die Zerlegung der Cochleae nicht durchgeführt werden.

4. Mikrodissektion des Cochlea-Epithels

HINWEIS: Sobald die Entkalkung abgeschlossen ist, muss die Mikrodissektion des Cochlea-Epithels zur Immunkennzeichnung so schnell wie möglich durchgeführt werden. In einer sauberen 30 mm Petrischale, die PBS enthält, ist das Innenohr wie folgt ausgerichtet: In Bezug auf die Oberseite (Deckel) und den Boden der Petrischale zeigen sich die runden und ovalen Fenster der Cochlea nach oben. In Bezug auf dissector ist der Cochlea-Anteil nach vorne (weg vom Dissektor) und vestibulären Teil nach hinten (nahezu dissektor) ausgerichtet. Im Folgenden werden die Schritte ausführlich beschrieben.

  1. Halten Sie den vestibulären Teil des temporalen Knochens mit Zangen und schneiden Sie die apikale Drehung mit dem Skalpell in einem 45°-Winkel, wie durch die rote Linie angegeben (Abbildung 1a).
  2. Schneiden Sie vertikal entlang der schwachen Linie zwischen dem runden Fenster und dem ovalen Fenster, wie durch die rote Linie (Abbildung 1b) angegeben, um die Cochlea vom vestibulären Teil zu trennen (Abbildung 1c).
    HINWEIS: Dieser Cochlea-Teil enthält die mittleren, basalen und Hakenabschnitte des Epithels.
  3. Legen Sie den Cochlea-Teil mit der Basaldrehung nach unten und die mittlere Drehung zur Spitze der Petrischale und schneiden Sie die knöcherne Kapsel und die Seitenwand der mittleren Drehung gegen ende, von dem der apikale Abschnitt entfernt wurde, wie durch die rote Linie (Figu) angezeigt re 1d,e).
  4. Weiter schneiden, um den mittleren Teil vollständig von den Basal- und Hakenbereichen zu trennen (Abbildung 1f,g).
    HINWEIS: Der Hakenbereich der Cochlea ist das Ende des Cochlea-Epithels entsprechend der Empfindlichkeit gegenüber Tönen 48 kHz und höher bei Mäusen.
  5. Legen Sie den Basal- und Hakenteil mit der Basilarmembran-Stelle nach unten der Schale und schneiden Sie den Modiolus vertikal aus dem Hakenbereich, um den Modiolus zu entfernen, wie durch die vertikale rote Linie angezeigt (Abbildung 1g).
    HINWEIS: Der Modiolus ist die konisch geformte Mittelachse der Cochlea, die aus schwammigen Knochen- und Cochlea-Nerven sowie dem Spiralganglion besteht. Es kann vorzuziehen sein, diesen Schnitt mit einer Schere durchzuführen.
  6. Schneiden Sie die Basal- und Hakenbereiche, wie die andere rote Linie in Abbildung 1g angibt, um den Hakenteil zu trennen (Abbildung 1h).
    HINWEIS: Die Cochlea wurde nun in apikale, mittlere, basale und Hakenabschnitte unterteilt. Die nächsten Schritte sind die endgültige Zerlegung jeder einzelnen Drehung, am Beispiel der mittleren Drehung.
  7. Schneiden Sie die relativ großen Teile der knöchernen Kapsel und des seitlichen Wandgewebes der mittleren Drehung weg, wie durch die rote Linie angegeben (Abbildung 1i).
    HINWEIS: Die Seitenwand des Cochlea-Kanals wird durch das Spiralband und die Stria vascularis gebildet.
  8. Halten Sie die Seitenwand mit Zangen, um die knöcherne Kapsel und die Seitenwand mit der Unterseite der Petrischale auszurichten und schneiden Sie diese Gewebe von der Basilarmembranseite. Dann glätten Sie die Probe, um die sensorische Haarzellenoberfläche seitlich nach oben zu richten. Schneiden Sie den Rest der knöchernen Kapsel und der seitenwand ab (Abbildung 1j).
  9. Entfernen Sie die tektoriale Membran mit Zangen, um den mittleren Bereich vollständig zu trennen (Abbildung 1k).
  10. Wiederholen Sie die Schritte 4.7-4.9 für die letzten Abschnitte der verbleibenden Umdrehungen oder Regionen, wie in Abbildung 1ldargestellt.
  11. Bereiten Sie einen 10 mm runden Deckelfürleg zur Haftung des sensorischen Epithels vor. Verwenden Sie eine Pipette, um 0,5 l Zell- und Gewebekleber in der Mitte des runden Deckellipsvon handverbreitern. Nach dem Trocknen (3–5 min bei RT), legen Sie die Deckel in PBS in Petrischalen.
  12. Alle vier Teile des Sinnesepithels auf den 10 mm runden Deckelschlupf in der Petrischale kleben. Halten Sie dann eine Kante des Coverslips, um ihn auf eine Vier-Well-Schale für Die Immunetikettierung oder Immunhistochemie zu übertragen (Abbildung 1m).
    ANMERKUNG: Abbildung 2 zeigt die Position der hauptwichtigsten Schnitte.

5. Immunolabeling für Cochlea Synapsen

HINWEIS: Das in dieser Studie verwendete Protokoll zur Immunkennzeichnung von Cochlea-Synapsen wurde bereits beschrieben13. Präsynaptische Bänder wurden mit einem CtBP2-Antikörper (Maus-Anti-Carboxyl-Terminal-Bindungsprotein 2 IgG1, das die B-Domäne des RIBEYE Gerüstproteins kennzeichnen) gekennzeichnet. Postsynaptische Terminals wurden mit GluA2-Antikörpern (Maus-Antiglutamatrezeptor 2 IgG2a, Beschriftung unter Einheiten des AMPA-Rezeptors) gekennzeichnet.

  1. Waschen Sie das sensorische Epithel mit PBS 3x für 5 min jede Wäsche in einer Vier-Brunnen-Schale und fügen Sie dann 2 ml 2% nichtionisches Tensid (d.h. Triton-X 100) in die Schale für 30 min bei RT auf einem Rotator.
  2. Entfernen Sie die nichtionische Tensidlösung mit einer Pipette aus der Schale und fügen Sie 100 L Blockierlösung, die 10% normales Ziegenserum enthält, zu jedem Brunnen für 1 h auf einem Rotator mit sanfter Rührung bei RT hinzu.
  3. Entfernen Sie die Blockierlösung von jedem Brunnen, waschen Sie mit PBS 3x für 5 min jede Wäsche unter sanfter Rührung bei RT.
  4. Fügen Sie jedem Brunnen 100 l der primären Antikörper hinzu, die mit PBS verdünnt wurden: Maus-Anti-GluA2-IgG2a (1:2.000), Maus-Anti-CtBP2-IgG1 (1:400). Bedecken Sie jede Vier-Brunnen-Schale mit ihrem Deckel und legen Sie sie in einen großen befeuchteten Behälter, der vor Licht schützt. Bei 37 °C für 24 h inkubieren.
    HINWEIS: Optional können Kaninchen-Antimyosin VIIa (1:400) zur Immunkennzeichnung sensorischer Haarzellen hinzugefügt werden.
  5. Waschen Sie 3x mit PBS für 5 min jede Wäsche mit sanfter Rührung bei RT.
  6. Fügen Sie 100 l der sekundären Antikörper Alexa 594 Ziege Anti-Maus IgG1a (1:1,000), Alexa 488 Ziege Anti-Maus IgG2a (1:1,000) mit PBS zu jedem Brunnen verdünnt. Bedecken Sie jede Vier-Brunnen-Schale mit ihrem Deckel und legen Sie sie in einen großen befeuchteten Behälter, der vor Licht schützt. Bei 37 °C für 2 h inkubieren.
    HINWEIS: Wenn Myosin VIIa verwendet wird, fügen Sie Alexa 350 Ziege Anti-Kaninchen (1:200).
  7. 3x mit PBS für 5 min waschen. Dann übertragen Sie den 10 mm runden Deckelaufschub auf einen Schlitten mit den Proben oben.
  8. Fügen Sie vorsichtig 8 l Fluoro-Gel mit Tris-Puffer in die Mitte des Deckels ein. Halten Sie dann die Kante eines weiteren 10 mm runden Deckelslip mit Zangen auf der Oberseite zu montieren, Sandwiching die beiden Abdeckungen zusammen.
  9. Verwenden Sie Nagellack, um die Dias zu versiegeln, legen Sie sie in einen Papp-Dia-Ordner, und im Kühlschrank zu speichern.
    HINWEIS: Wenn während der Montage ein Fluoro-Gel zwischen den Abdeckungen austritt, reinigen Sie die Kanten der Abdeckungen, bevor Sie den Schlitten mit Nagellack abdichten. Konfokale Bilder müssen innerhalb von 7 Tagen aufgenommen werden.

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Ergebnisse

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Oberflächenpräparate des Cochlea-Epithels in Kombination mit Immunolabeling und konfokaler Bildgebung wurden in der Hörwissenschaft zur Untersuchung von Cochlea-Pathologien, wie z. B. Quantifizierung von Bandsynapsen, sensorischen Haarzellen, und Proteinexpression in sensorischen Haarzellen5,6,7,8. Obwohl die Zerlegung der erwachsenen Mauscochleae für Oberflächenpräparate nicht einfach ist, kön...

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Diskussion

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Die Cochlea-Mikrodissektion von Flächenpräparaten mit ganzer Montage in Kombination mit Derimmunolabeling stellt ein grundlegendes Werkzeug zur Untersuchung von Innenohrpathologien und molekularen Mechanismen bereit. Diese modifizierte Cochlea-Sektionsmethode für Erwachsene mit zell- und Gewebeklebstoff vereinfacht dieses schwierige Verfahren.

Obwohl diese modifizierte Cochlea-Oberflächenvorbereitungsmethode relativ einfach und zugänglich ist, erfordert sie dennoch Praxis, um Fähigkeiten zu er...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

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Das beschriebene Forschungsprojekt wurde durch das Stipendium R01 DC009222 vom National Institute on Deafness and Other Communication Disorders, National Institutes of Health, unterstützt. Diese Arbeiten wurden im WR-Gebäude des MUSC in renoviertem Raum durchgeführt, der durch den Zuschuss C06 RR014516 unterstützt wurde. Die Tiere wurden in MUSC CRI-Tiereinrichtungen untergebracht, die durch das Stipendium C06 RR015455 aus dem Extramural Research Facilities Program des National Center for Research Resources unterstützt wurden. Die Autoren danken Dr. Jochen Schacht für seine wertvollen Kommentare und Andra Talaska für das Korrekturlesen des Manuskripts.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
10 mm Rund DeckgläserMikroskopieprodukte für Wissenschaft und Industrie260367
Alexa Fluor 488 Ziege Anti-Maus IgG2Thermo Fisher ScientificA-21131
Alexa Fluor 488 PhalloidinThermo Fisher ScientificA12379
Alexa Fluor 594 Ziege Anti-Maus IgG1Thermo Fisher ScientificA-21125
Alexa Fluor 594 Ziege Anti-Kaninchen IgG (H+L)Thermo Fisher ScientificA11012
Mikro-Objektträgerschalen aus KartonFisher Scientific12-587-10
Cell-TakBD Biosciences354240
Corning PetrischalenFisher Scientific353004
DAPIThermo Fisher Scientific62247
Dumont #5 PinzettenFST fine science tools11251-20
EDTA DinatriumsalzSigma-AldrichE5134
Fluorgel mit Tris-PufferElektronenmikroskopie Sciences17985-10
Vier-Well-ZellkulturschalenGreiner Bio-One627170
Ziege Anti-Myosin VIIa AntikörperProteus Biosciences25-6790
ObjektträgerFisher Scientific12-544-7
Maus Anti-CtBP2 AntikörperBD Biosciences#612044
Maus Anti-Glu2R AntikörperMilliporeMAB397
Normales ZiegenserumThermo Fisher Scientific31872
ParaformaldehydSigma-Aldrich441244
Phosphat gepufferte KochsalzlösungFisher ScientificBP665-1
SkalpellVWR100491-038
Triton X-100Sigma-AldrichX100-500ML
Vannas FederschereFine Science Tools15001-08

Referenzen

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Cochlea adulterer M useCorti OrganImmunmarkierungstechnikenkonfokale BildgebungMikrodissektionsmethodeEntkalkungsverfahrenGewebekleberVisualisierung von HaarzellenAnalyse der Band Synapsen

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