Modellierung von Hirnmetastasen durch intrakranielle Injektion und Magnetresonanztomographie

Hirnmetastasen sind 10-mal häufiger als erwachsene primäre Zentralnervensystem-Tumoren¹und wurden in fast jedem soliden Tumortyp mit Lungenkrebs, Brustkrebs und Melanom mit der höchsten Inzidenz^{berichtet 2}. Unabhängig von der primären Tumorstelle führt die Entwicklung von Hirnmetastasen zu einer schlechten Prognose, die oft mit kognitivem Verfall, anhaltenden Kopfschmerzen, Krampfanfällen, Verhaltens- und/oder Persönlichkeitsveränderungen verbunden ist^1,3,4,5. In Bezug auf Brustkrebs gab es viele Fortschritte bei der Prävention und Behandlung der Krankheit. Jedoch, 30% der Frauen mit Brustkrebs diagnostiziert werden weiterhin Metastasen entwickeln, und von denen mit Stadium IV Krankheit, etwa 7% (SEER 2010-2013) haben Gehirnmetastasen^6,7. Aktuelle Behandlungsmöglichkeiten für Hirnmetastasen beinhalten chirurgische Resektion, stereotaktische Radiochirurgie und/oder die gesamte Gehirnradiotherapie. Doch selbst bei dieser aggressiven Therapie beträgt das mediane Überleben dieser Patienten kurze 8-11 Monate^7,8,9. Diese düsteren Statistiken stützen nachdrücklich die Notwendigkeit der Identifizierung und Umsetzung neuer, wirksamer therapeutischer Strategien. So ist es, wie bei allen Krebsarten, die zum Gehirn metastasieren, wichtig, Brustkrebs im Labor richtig zu modellieren, um signifikante Fortschritte auf dem Gebiet zu gewährleisten.

Bis heute haben Forscher eine Vielzahl von Methoden verwendet, um Mechanismen der Metastasierung zum Gehirn zu studieren, jede mit deutlichen Vorteilen und Einschränkungen^10,11. Experimentelle Metastasierungsmethoden wie Schwanzvene und intrakardiale Injektion verbreiten Tumorzellen im ganzen Körper und können je nach injizierten Zellen zu einer immensen Tumorbelastung an anderen metastasierenden Stellen führen. Diese Ergebnisse sind dann verwirrend, wenn speziell Metastasen auf das Gehirn zu studieren. Die intrakarotisierende Arterieninjektionsmethode ist vorteilhaft, da sie speziell auf die Gehirnaussaat von Tumorzellen abzielt, aber begrenzt ist, da sie technisch schwierig durchzuführen sein kann. Orthotopische primäre Tumorresektion wird oft als das klinisch relevanteste Modell der Metastasierung betrachtet, da sie die gesamte metastasierende Kaskade rekapituliert. Dennoch beinhaltet dieser Ansatz längere Wartezeiten für spontane Metastasen mit dramatisch niedrigeren Raten von Hirnmetastasen im Vergleich zu den anderen metastasierenden Stellen wie Lymphknoten, Lunge und Leber. Oft müssen Tiere aufgrund der Tumorbelastung an diesen anderen metastasierenden Stellen vor der Entwicklung einer Hirnmetastasierung aus Den Studien entfernt werden. Andere Methoden mit Gehirn tropischen Zelllinien sind wirksam bei der Metastasierung auf das Gehirn; Diese Modelle sind jedoch insofern begrenzt, als sie Zeit brauchen, um sich zu entwickeln und oft ihren Tropismus mit der Ausbreitung verlieren. Angesichts dieser Einschränkungen haben Forscher routinemäßig die intrakranielle Injektionsmethode verwendet, um Krebsmetastasen im Gehirn zu modellieren^11,12,13,14 mit unterschiedlichen Methoden^{15,16,17,18,19}. Es wird anerkannt, dass dieser Ansatz in ähnlicher Weise Einschränkungen hat, vor allem, dass er keine Untersuchung von frühen metastasierenden Schritten einschließlich Intravasation aus dem primären Tumor, Penetranz durch die Blut-Hirn-Schranke und Etablierung im Gehirn zulässt. Es ermöglicht den Forschern jedoch zu testen (1) welche tumorabgeleiteten Faktoren das Wachstum im Gehirn vermitteln (z. B. genetische Manipulation eines onkogenen Faktors in Tumorzellen), (2) wie Veränderungen in der metastasierenden Mikroumgebung das Krebswachstum an dieser Stelle verändern (z. B. Vergleich transgener Mäuse mit veränderten stromalen Komponenten) und (3) Wirksamkeit neuartiger therapeutischer Strategien zum Wachstum etablierter Läsionen.

Angesichts des potenziellen Nutzens des intrakraniellen Injektionsmodells ist es absolut notwendig, technische Fehler während der Injektion zu reduzieren und das Tumorwachstum im Laufe der Zeit genau zu überwachen. Die hier beschriebene Methode beinhaltet die kontinuierliche Eindosierung der inhalativen Gasanästhesie und die direkte Implantation von Tumorzellen in das Gehirnparenchym mittels eines stereotaktischen Bohrers und Injektionsständers. Die Verabreichung von Gasanästhetikum ermöglicht eine Feinabstimmung der Tiefe und Länge der Anästhesie sowie eine schnelle und reibungslose Genesung. Ein digital gesteuertes, automatisiertes Bohr- und Nadelinjektionssystem verbessert die Präzision der Injektionsstelle und reduziert technische Fehler, die häufig durch Bohr- und Freihandinjektionsverfahren entstehen. Der Einsatz von Magnetresonanztomographie (MRT) erhöht die Präzision bei der Überwachung des Tumorwachstums, des Tumorvolumens, der Gewebereaktion, der Tumornekrose und der Reaktion auf die Behandlung weiter. MRT ist die bildgebende Modalität der Wahl für Weichgewebe^20,21. Diese bildgebende Technik verwendet keine ionisierende Strahlung und wird der Computertomographie (CT) vorgezogen, insbesondere für mehrere Bildgebungssitzungen während einer Studie. MRT hat viel größere Auswahl an verfügbaren Weichteilkontrast als CT oder Ultraschall-Bildgebung (USG) und präsentiert Anatomie im Detail. Es ist empfindlicher und spezifischer für Anomalien im Gehirn selbst. MRT kann in jeder Bildebene durchgeführt werden, ohne das Motiv physisch bewegen zu müssen, wie dies bei der optischen 2D-USG- oder 2D-Bildgebung der Fall ist. Es ist wichtig zu erwähnen, dass der Schädel das MRT-Signal nicht wie bei anderen bildgebenden Modalitäten dämmelt. MRT ermöglicht die Auswertung von Strukturen, die durch Artefakte aus Knochen in CT oder USG verdeckt werden können. Ein weiterer Vorteil ist, dass es viele Kontrastmittel für DIE MRT gibt, was die Läsionsnachweisgrenze mit relativ geringer Toxizität oder Nebenwirkungen erhöht. Wichtig ist, dass die MRT die Überwachung in Echtzeit im Gegensatz zur histologischen Bewertung zum Zeitpunkt der Nekropsie ermöglicht, die bei der Entschlüsselung des Tumorvolumens begrenzt ist. Andere bildgebende Modalitäten, wie z. B. biolumineszierende Bildgebung, sind in der Tat wirksam für die frühe Erkennung und Überwachung von Tumoren im Laufe der Zeit; Diese Methode erfordert jedoch eine genetische Manipulation (z. B. Luziferase/GFP-Tagging) von Zelllinien und lässt keine volumetrischen Messungen zu. Die MRT ist weiter von Vorteil, da sie die Patientenüberwachung widerspiegelt und die nachgeschaltete volumetrische Analyse der MR-Bilder bekanntermaßen stark mit der histologischen Tumorgröße bei Nekropsie²²korreliert. Die serielle Überwachung mit MRT-Screening erhöht auch die klinische Überwachung neurologischer Beeinträchtigungen, falls sie auftreten sollten.

Insgesamt ermöglicht uns die vorgestellte Methode der stereotaktischen intrakraniellen Tumorinjektion, gefolgt von serieller MRT, zuverlässige, vorhersehbare und messbare Ergebnisse, um Mechanismen der Hirnmetastasierung bei Krebs zu untersuchen.

Alle hier beschriebenen Methoden wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) an der Ohio State University (P.I. Gina Sizemore; Protokoll #2007A0120). Alle Nagetier-Überlebensoperationen IACUC-Richtlinien werden befolgt, einschließlich der Verwendung von sterilen Techniken, Vorräten, Instrumenten, sowie Pelzentfernung und sterile Vorbereitung der Einschnittstelle.

1. Intrakranielle Injektion von Brustkrebszellen

HINWEIS: Die hier beschriebene Methode verwendete die DB7-Murine-Brusttumor-Zelllinie, die von einem primären MMTV-PyMT-Tumor abgeleitet wurde²³. Frühere Studien haben die intrakranielle Injektion von DB7-Zellen als Modell der BCBM mit Histologie etabliert, die die der menschlichen Krankheit nachahmt¹². Wichtig ist, dass immunkompetente FVB/N-Mäuse für dieses Modell verwendet werden, da DB7-Zellen von diesem Mausstamm abgeleitet wurden. Da es sich um ein Brustkrebsmodell handelt, werden für diese Studien erwachsene weibliche Mäuse verwendet.

1. Bereiten Sie Zellen vor.
   1. In einer sterilen Kapuze, Aspirieren Von Medien aus Zellkulturplatten mit Standardtechniken.
   2. Waschen Sie Zellen mit 1x DPBS und trypsinize mit dem Hersteller-Protokoll.
   3. Fügen Sie ein geeignetes Volumen von FBS-haltigen Medien hinzu, um die Trypsin-Reaktion zu stoppen und die Konzentration der Zellen mit einem Hämozytometer oder einer bevorzugten Methode zu bestimmen.
   4. Pelletzellen bei 300 x g für 4 min bei 4 °C.
   5. Aspiratmedien mit 1x DPBS waschen, bei 300 x g für 4 min bei 4 °C re-spinen.
   6. Resuspend Zellen in 1x DPBS auf eine angemessene Konzentration, ca. 50.000 Zellen pro injizierbarem Volumen von 2 l.
      HINWEIS: Die Zellnummer hängt von der Aggressivität der Linie ab und muss vom Prüfer bestimmt werden. Wir verwenden routinemäßig 2 l, aber die Verwendung von Volumes <6 l wird berichtet^{15,16,17,18,19}. Niedrige Volumina sind entscheidend, um die Präzision zu erhalten.
   7. Legen Sie resuspendierte Zellen auf Eis, bis sie injiziert werden, um die Lebensfähigkeit zu erhalten.
2. Bereiten Sie Mäuse auf eine Operation vor.
   1. Für Mäuse mit Fell: Pelz aus dem Schädel entfernen, entweder durch Enthaarungscreme/Lotion oder durch Rasur. Tun Sie dies innerhalb von 24-48 h vor der Operation, da die Durchführung dieses Schritts zu nah an der Operation kann die Hautqualität und Nahtfestigkeit stören.
      HINWEIS: Weibliche FVB/N-Mäuse mit einem Gewicht von etwa 25 g wurden aufgrund der Untersuchung von metastasierendem Brustkrebs, einer überwiegend weiblichen Erkrankung, verwendet.
   2. Analgetika nach der von der IACUC und dem behandelnden Tierarzt festgelegten Verabreichung: eine subkutane Injektion von Buprenorphin SR-LAB (0,05-0,1 mg/kg Dosis, Buprenorphin-Bestand: 0,5 mg/ml für eine Dosierung von 0,0025-0,088 ml) mindestens 24 h vor der Operation, um bis zu 72 h Analgesie bereitzustellen, die bei Bedarf 48-72 h nach der ersten Dosis wiederholt werden kann. Verabreichen Sie auch NSAIDs (20% Ibuprofen im Trinkwasser z.B. 1 mg/5 ml) mindestens 24-48 h vor der Operation und setzen Sie für 2-7 Tage nach der Operation fort, um eine mindestens 72 h postoperative Analgesie zu gewährleisten.
      HINWEIS: An der Ohio State University wird Buprenorphin SR-LAB vom Labortierpersonal der University Lab Animal Resources durchgeführt, da es sich um eine kontrollierte Substanz handelt.
3. Bereiten Sie stereotaktische Einheiten für die Operation vor.
   1. Schalten Sie alle Anästhesiemaschinen, digitalen Vernier-Waagen und digitalen Injektoren ein.
      HINWEIS: Alle chirurgischen Werkzeuge sollten vor der Operation ausreichend gereinigt und sterilisiert werden.
   2. Verwenden Sie Anästhesiemaschinen mit Induktionskammeraufsatz in einem biologischen Sicherheitsschrank (Abbildung 1A).
   3. Stellen Sie sicher, dass alle Rohre von Anästhesiemaschinen mit den stereotaktischen Rahmen verbunden sind (Abbildung 1B, Einset 1C) und die Klemmen an den Rohren für alle verwendeten Einheiten offen sind. Schließen Sie alle Klemmen an Röhren, die zu stereotaktischen Rahmen gehen, die nicht für eine Operation verwendet werden.
   4. Anästhesiemaschinen auf Hersteller empfohlene Nasenkegeldurchfluss basierend auf dem Mausgewicht einstellen (z. B. 25 g Tiergewicht: Nasenkegeldurchfluss 34 ml/min).
      HINWEIS: Der in dieser stereotaktischen Einrichtung enthaltene Kopfhalter wird nur für erwachsene Mäuse empfohlen. Stellen Sie sicher, dass die im Stereotaktischen Setup enthaltenen Herstellerempfehlungen befolgt werden.
   5. Stellen Sie sicher, dass das in der Spritze vorgefüllte entsprechende Anästhetikum (z. B. Isofluran) an der Anästhesiemaschine befestigt ist (Abbildung 1B).
      HINWEIS: Eine Übergrundierung der Spritze kann dazu führen, dass zu viel Anästhesie während der Operation an die Mäuse abgegeben wird und zu einer Anästhesie-Überdosierung führt.
   6. Bereiten Sie die Bohrer vor, indem Sie das Stufenschloss verdrehen, einen Bohreradapter und einen 1 mm Bohrer in jeden Bohrer einstecken und den Bohrer durch manuelles Anziehen des Bitschlosses verriegeln.
   7. Bohrer an den stereotaktischen Rahmen anbringen (Abbildung 1C).
   8. Reinigen Sie Hamilton Spritzen mit 5 abwechselnden Wäresungen von 1x DPBS, dann 70% Ethanol, dann wieder in 1x DPBS. Beiseite legen, bis das Tier zur Injektion vorbereitet ist.
   9. Stellen Sie den digitalen Injektor auf eine Rate von 0,4 l/min und ein Ziel von 2 l ein. Diese Rate und Volumen ermöglichen eine langsame Einführung von Tumorzellen in das Gehirn, die Druck und damit verbundene Schäden reduziert.
4. Platzieren Sie Mäuse auf stereotaktischen Rahmen.
   1. Anästhesisieren Sie Mäuse (z. B. Isofluran) mit der oben genannten Induktionskammer.
   2. Halten Sie Mäuse während des gesamten Verfahrens auf einer tiefen Anästhesieebene. Die von der Maschine verabreichte % Anästhesie hängt von einer Reihe von Faktoren ab, darunter: Durchflussrate, Stimulationsgrad und Körpertemperatur. Überwachen Sie die Mäuse während des gesamten Verfahrens häufig auf die Tiefe der Anästhesie, indem Sie rhythmische Atmungen bewerten (Tier schnappt nicht); Mangel an palpebralen Reflex (Flattern der Augenlider, wenn mit einem Baumwoll-Spitzenapplikator stimuliert); und Mangel an Zehenkneifen (Rückzug der Gliedmaße auf den schädlichen Reiz des Kneifens der Zehen).
      HINWEIS: Verschiedene Mäusestämme reagieren anders auf anästhesie.
   3. Nachdem sich Mäuse auf einer geeigneten, tiefen Anästhesieebene befinden, übertragen Sie die Mäuse auf die stereotaktische Einheit. Verwenden Sie ein Heizkissen, während sich die Maus auf der stereotaktischen Maschine befindet, um die Körpertemperatur und eine entsprechende Anästhesieebene aufrechtzuerhalten.
      ANMERKUNG: Um ein niedriges Profil zu erreichen, verwenden wir luftaktivierte Handwärmer, die in einer invertierten Pipettenspitzenbox platziert sind (Maus-Hubbox in Abbildung 1D).
   4. Öffnen Sie den Mund der Maus und legen Sie die Zähne in den Trog der Mundstange, die sich auf dem Nasenstück auf dem stereotaktischen Rahmen befindet (Abbildung 2A). Schieben Sie den Nasenkegel über die Nase/Mund der Maus (Abbildung 2B).
      1. Mäuse mit ihren Köpfen ebenerstufen auf die Mundstange stellen. Öffnen Sie den Mund vorsichtig mit dem stumpfen Ende eines Baumwollspitzenapplikators und gleiten Sie an Ort und Stelle. Stellen Sie sicher, dass der Nasenkegel vollständig über der Nase der Maus liegt oder die Anästhesie nicht ordnungsgemäß geliefert wird. Der Nasenkegel greift nicht mit der Nase ein, wenn die Zähne nicht in dieser Nut sitzen (Inset Abbildung 2A).
   5. Mit einem sterilen Wattestäbchen, legen Sie Augenschmierstoff auf jedem der Augen der Maus. Die Anwendung von Augenschmierstoff mildert die Trocknung der Hornhaut und reduziert das Risiko von Hornhautschäden und postoperativen Komplikationen im Zusammenhang mit Hornhauttrauma.
   6. Stabilisieren Sie den Schädel der Maus, indem Sie die linke Ohrleiste gegen den medialen Canthus des linken Ohrs drücken und ihn mit der Schraube am stereotaktischen Rahmen verriegeln. Dann schieben Sie die rechte Ohrleiste gegen die mediale Canthus des rechten Ohres und schrauben Sie fest am stereotaktischen Rahmen(Abbildung 2B).
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Kopf der Maus eben und gerade ist, wenn Sie Ohrstangen platzieren. Wenn der Kopf schief oder abgewinkelt ist, wird die Injektion an der falschen Stelle im Gehirn sein. Die Ohrbügel sollten NUR so lange angezogen werden, bis der Schädel bei Stimulation mit moderater manueller Sondierung immobilisiert wird.
5. Erstellen Sie ein calvariales Fenster.
   1. Bereiten und reinigen Sie die Kopfhaut mit 3x abwechselnden Pässen jeder Betadinlösung und 70% Ethanol. Aufgrund der Nähe der chirurgischen Stelle zu den Augen, verwenden Sie die Betadin-Lösung über dem chirurgischen Peeling.
   2. Mit einem sterilen Skalpell, machen Sie einen 3 mm Schnitt durch die Haut entlang der zentralen Median-Aspekt des Schädels (nach der sagittalen Nahtlinie). Blutungen am Schnitt sollten minimal sein. Sollte es auftreten, tragen Sie einen gleichmäßigen, festen Druck an der Blutungsstelle mit einem sterilen Baumwollspitzenapplikator für >30 Sekunden auf.
   3. Identifizieren und richten Sie den Bohrer senkrecht zum Bregma aus (Abbildung 2C), stellen Sie sicher, dass die digitale Vernier-Skala auf Null zurückgesetzt wird.
   4. Bewegen Sie den Bohrer 2 mm seitlich zur sagittalen Naht und 1 mm vor der koronalen Naht(Abbildung 2C). Um reproduzierbar zu sein, stellen Sie sicher, dass der Standort links oder rechts der sagittalen Nahtlinie für alle Tiere konsistent bleibt.
   5. Drehen Sie den Bohrer auf die höchste Geschwindigkeit. Stellen Sie sicher, dass die Haut vom Bohrer wegbewegt wird, um Gewebeschäden zu vermeiden, die durch das rotierende Bit verursacht werden, und initiieren Sie vorsichtig den Bohrer auf den Schädel. Bohren Sie ein Loch etwa 0,5 mm tief durch die Calvaria, was zu dem Kalvarifenster führt. Achten Sie darauf, den Bohrer nicht zu weit zu senken, oder es wird in das Gehirn bohren. Das Ablegen steriler Saline an der Bohrstelle, während der Bohrer in Bewegung ist, kann jede von der Maschine erzeugte Wärme ausgleichen, die thermische Schäden am umgebenden Gewebe verursachen kann.
   6. Sobald das Calvarialfenster gemacht ist, heben Sie den Bohrer vorsichtig an und entfernen Sie ihn aus dem stereotaktischen Rahmen.
   7. Reinigen Sie die Bohrer mit 70% Ethanol und legen Sie beiseite, wenn sie wieder verwendet werden. Wenn nicht, bohren Sie Bohrer und tauchen Sie in 70% Ethanol.
6. Injektion von Krebszellen in das Gehirn
   1. Befestigen Sie die automatische Injektoreinheit am Stereotaktikgerät (Abbildung 1D).
   2. Ziehen Sie >2 L der Zellen gründlich in 1x DPBS in einer sauberen Hamilton Spritze resuspendiert. Achten Sie darauf, zellenunmittelbar vor dem Befüllen der Spritze wieder auszusetzen, um die Verklumpbildung zu reduzieren und eine homogene Zellschlämme zu gewährleisten. Es ist ideal, um 6-8 l Zellvolumen zu ziehen, um sicherzustellen, dass es keine Lufttaschen / Blasen.
   3. Legen Sie die Hamilton-Spritze auf das Injektorgerät und grundieren Sie die Injektionsnadel, indem Sie eine kleine Menge Volumen auf einen Sterileinweg-Drap aufgeben, um sicherzustellen, dass der Injektor ordnungsgemäß funktioniert. Wischen Sie die Spritze mit 70% Ethanol mit einem Baumwollspitzenapplikator ab (Abbildung 1D, Inset). Dadurch werden Tumorzellen aus dem äußeren Lauf der Nadelwelle entfernt und das Risiko einer Tumorzellaussaat entlang des Injektionstraktes verringert.
   4. Richten Sie die Nadelspitze in die Mitte des Kalvarifensters aus und berühren Sie fast das freiliegende Großhirn.
   5. Setzen Sie die digitale Vernier-Skala auf Null zurück.
   6. Setzen Sie die Nadel langsam in eine Tiefe von 3 mm in das Gehirn ein und lassen Sie die Nadel mindestens 60 Sekunden im Gehirn verbleiben, bevor Sie fortfahren. Dieser Zeitrahmen ermöglicht es dem Gehirn Parenchym um die Nadel zu entsprechen, die Rückdruck und mögliche Ableitung von Tumorzellen entlang des Nadeltraktreduziert reduziert.
   7. Wählen Sie Ausführen auf dem Injektorbildschirm aus, um mit der Bereitstellung von Zellen an die Injektionsstelle zu beginnen. Es dauert ca. 5 min, um dieses Volumen zu injizieren. Die verlängerte Zeit für diesen Schritt ist es, sekundäre Schäden durch Injektionskraft auf das Gehirn Parenchym verursacht zu reduzieren.
   8. Sobald das Injektionsprotokoll fertig ist, lassen Sie die Nadel im Gehirn für mindestens 3 min ruhen, wieder so dass das Gehirn Parenchym an die Injektion zu akklimatisieren.
   9. Nach mindestens 3 min die Nadel aus dem Gehirn mit einer Rate von 0,75 mm/min anheben. Tun Sie dies auf eine extrem langsame und konsistente Art und Weise, um Den Rückendruck und Tumor-Tracking bis zum Nadeltrakt zu reduzieren.
   10. Sobald die Nadel das Gehirn verlassen hat, entfernen Sie vorsichtig die Hamilton-Spritze aus dem Injektor und reinigen Sie, wie in Schritt 1.2.8 beschrieben.
   11. Mit einem sterilen Wattestäbchen warmes Knochenwachs auf das Kalvarifenster auftragen. Das Knochenwachs wirkt als physische Barriere, um den Tumor im Schädel zu halten.
   12. Schließen Sie den Schnitt (z.B. 5-0 PDS auflösbare Nähte in einem einfachen unterbrochenen Muster ODER Nahtclips, je nach bestem Wetter für den Chirurgen).
   13. Stoppen Sie die Verabreichung der Anästhesie und entfernen Sie die Maus aus dem Gerät, indem Sie die Ohrstangen entriegeln und herausschieben, den Nasenkegel von der Maus schieben und die Zähne von der Mundstange lösen.
   14. Legen Sie die Maus in einen sauberen Käfig, der sich auf einem wärmeren Set auf 37 °C für die Wiederherstellung befindet. Überwachen Sie Mäuse während der Genesung, die in der Regel 10-15 Minuten nach dem Absetzen der Anästhesie auftritt.
   15. Nachdem die Maus wiederhergestellt wurde, überwachen Sie die Kriterien für die frühzeitige Entfernung, die vom IACUC der Gastinstitution festgelegt werden.

2. Magnetresonanztomographie

1. Verabreichen Sie Den Mäusen gadolinium-basiertes Kontrastmittel (100 l/20 g Körpergewichtsmaus von 0,1 M MultiHance)²⁴ 10-20 Minuten vor der Bildgebung durch eine intraperitoneale Injektion an Mäuse. Anschließend wird mit einer Induktionskammer mit einem inhalierten Anästhetikum (z.B. Isofluran) gemischt mit 95%_O2 und 5%_CO2 (d.h. zugeführtem Raumluftgas) anentäthet.
2. Platzieren Sie die Maus auf einem beheizten Halter, um die Körpertemperatur aufrechtzuerhalten. Sichern Sie den Kopf mit Ohrzangen und einem Bissbalken und platzieren Sie den Halter im 9,4 T Magneten, der mit einer Maus-Gehirn-Oberflächenspule ausgestattet ist. Halten Sie anästhesie während der Bildgebungzeit, eine Studie dauert in der Regel etwa 20 min pro Maus. Überwachen Sie die Atemfrequenz und die Herzfrequenz (ca. 70 bpm) während des gesamten Verfahrens mit einem pneumatischen Kissen und einem Kleintierüberwachungssystem.
3. Rufen Sie ein Lokalisatorbild ab, und bilden Sie dann das Maushirn mit einer T2-gewichteten SELTEN-Sequenz (TR = 3500-4228 ms, TE=12 ms, RARE Factor = 8, FOV=2,0 x 2,0 cm, Matrixgröße = 256 x 256, 1 mm oder 0,5 mm Scheibendicke, NA=2-4, 15-30 zusammenhängende Scheiben) und post Gadolinium-basierter Kontrast T1-gewichtete SELTEN-Sequenz (TR = 1200 ms, TE=7,5 ms, SELTENERFaktor = 4 , FOV=2,0 x 2,0 cm, Matrixgröße = 256 x 256, 1 mm oder 0,5 mm Scheibendicke, NA=2-4, 15-30 zusammenhängende Scheiben).
4. Nach der Bildgebung die Maus zur Genesung in einen Käfig auf einem wärmeren Set auf 37 °C legen.

3. Volumetrische Tumormessungen

1. Beschaffung des gesamten Tumorvolumens
   1. Öffnen Sie die MRI DICOM Datendatei in ImageJ, einer Bildverarbeitungssoftware, die als kostenloser Download über die National Institutes of Health (https://imagej.nih.gov/ij/)²⁵verfügbar ist.
      HINWEIS: ImageJ ermöglicht die Anzeige von DICOM-Dateien, die erforderlich sind, um die eingebetteten Pixelabmessungen für Tumorvolumenberechnungen zu verwenden (siehe Bild, Eigenschaften, bei denen "Längeneinheit" wie gewünscht eingestellt werden kann (z. B. mm)).
   2. Verwenden Sie das Werkzeug Freihandauswahl, um einen Umriss um den Tumor zu zeichnen. Führen Sie diese Auswahl in einem dunklen Raum durch, um die Sichtbarkeit zu verbessern. Passen Sie die Helligkeit/den Kontrast nicht an, um die Konsistenz zwischen den Sitzungen aufrechtzuerhalten.
   3. Wählen Sie auf der Registerkarte Analysieren die Option Messen aus, um den Bereich der ausgewählten Region abzusuchen. Wenn die Millimetereinheit in Schritt 3.1.1. gewählt wurde, wird die Fläche in Kubikmillimetern angegeben. Falls gewünscht, betten Sie die Freihandauswahl ein, indem Sie strg+Dauswählen. Ändern der Ausgabefarbe, indem Sie zu Bearbeiten | Optionen | Farbe. Konvertieren des Bildes in ein RGB-Bild(Bild | Typ | RGB-Farbe) vor dem Speichern als .tif Datei.
   4. Fahren Sie mit der Messung aller tumorhaltigen Slices für eine einzelne Maus fort und kopieren Sie Werte in ein entsprechendes Datenanalyse-Softwareprogramm (z. B. Microsoft Excel oder GraphPad Prism).
   5. Summieren Sie die Bereiche aus jeder Scheibe, um das gesamte Tumorvolumen zu erhalten. Achten Sie darauf, den Bereich basierend auf der Schnittdicke (Fläche/Dicke) zu korrigieren.
   6. Führen Sie die Schritte 3.1.1.-3.1.5 aus. bis alle Mäuse ein Gesamttumorvolumen haben. Angesichts der etwas subjektiven Art der Darstellung der Tumoren ist es ideal, wenn die gleiche Methode mehrmals wiederholt und gemittelt wird, um technische Fehler zu reduzieren.
   7. Um Maßstabsleisten festzulegen, öffnen Sie die DICOM-Datendatei, und wechseln Sie zu Analysieren | Werkzeuge | Maßstabsleiste. Da die Abmessungen bereits in die DICOM-Datei eingebettet sind, wählen Sie einfach die gewünschte Länge/Breite aus. Verdeckt zu einem RGB-Bild (Bild | Typ | RGB-Farbe) vor dem Speichern als .tif Datei.

Abbildung 3 zeigt die Tumorvolumenquantifizierung für eine einzelne Maus an zwei Zeitpunkten (Tag 7 und Tag 10) nach der Injektion von murinen Brusttumorzellen. Für dieses Experiment wurden 50.000 DB7-Zellen injiziert und das Gehirn des Tieres mittels MRT untersucht. Für jeden Scan wurden 30 Scheiben (0,5 mm Dicke) erfasst. Die Auswertung der 30 Scheiben pro Scan ergab, dass am 7. Tag nach der Injektion 5 Scheiben eine Tumorbelastung aufwiesen (Abbildung 3A) und an Tag 10 nach der Injektion 9 Scheiben eine Tumorbelastung aufwiesen(Abbildung 3B). Jedes Bild wurde wie beschrieben auf tumorbereich ausgewertet und der Bereich für jeden Frame ist in Abbildung 3Cdargestellt. Das gesamte Tumorvolumen wird bestimmt und um die Scheibendicke angepasst. Abbildung 4 zeigt die repräsentativen Daten im Publikationsformat einschließlich repräsentativer Bilder (Abbildung 4A) und eines Histogramms des Tumorvolumens im Zeitverlauf (Abbildung 4B).

Abbildung 1: Stereotaktische und Anästhesiesysteme. (A) Anästhesie-Induktionskammer-Einrichtung in einem biologischen Sicherheitsschrank. (B) Stereotaktische Anästhesie-Bereitstellungseinrichtung, die Anästhesieschläuche von der Anästhesiemaschine bis zum Nasenkegel auf dem stereotaktischen Apparat hervorhebt (siehe Einset in (C)). Grüne Pfeile zeigen gelieferte Anästhesiegasschläuche an, und blaue Pfeile weisen auf auf geschaufelte Gasschläuche hin. (C) Stereotaktischer Ständer mit Bohrbefestigung. Inset zeigt Anästhesieschläuche (grüne und blaue Pfeile), Mundleiste und Ohrleisten. (D) Stereotaktischer Ständer mit automatischer Spritzenpumpe und Maus-Hubbox. Die Box ist eine invertierte Pipettenspitzenbox mit Handwärmern, die verwendet werden, um die Maus auf die entsprechende Höhe zu heben und die Körpertemperatur aufrechtzuerhalten. Inset zeigt die Ausrichtung der Hamilton-Spritze im automatisierten Injektionsapparat an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Bilddarstellung der Zahnplatzierung auf einem stereotaktischen Gerät, Position der Ohrbügel und Kalvarialfenster relativ zu Bregma. (A) Das Bild der Kieferschneidezähne in der Zahnkerbe am Nasenkegel. (B) Die Lage der linken und rechten Ohrstangen innerhalb des medialen Canthus der jeweiligen Ohren. (C) Ein Pfeil zeigt die Bregma und ein roter Punkt zeigt die Stelle an, an der das Kalvarifenster gemacht werden soll (2 mm seitlich zur sagittalen Naht und 1 mm vordere zur koronalen Naht). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Beispiel für die Quantifizierung des Tumorvolumens für eine einzelne Maus über zwei Zeitpunkte nach der Injektion. Bilder der Tumor-Schnitte amTag7 und (B) Tag 10 nach der Injektion. Gelb bezeichnet Tumorbereich quantifiziert in ImageJ. (C) Slice-Fläche und gesamtvolumetrische Quantifizierung gemäß ImageJ (*=Korrektur für Die Dicke der Scheibe (0,5 mm)). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Repräsentative Tumorvolumenquantifizierung im Publikationsformat. (A) Repräsentative Bilder mit Skalenbalken (=2 mm). (B) Histogramm, das das Tumorvolumen (mm3) für die beiden Zeitpunkte darstellt. Faltenwechsel wird festgestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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