Dieser Bericht beschreibt die Methoden zur Erstellung eines Modells der Temporallappenepilepsie, das auf dem elektrischen Anzünden transgener VGAT-Cre-Mäuse basiert. Entzündete VGAT-Cre-Mäuse können nützlich sein, um die Ursachen von Epilepsie zu bestimmen und neue Therapien zu untersuchen.
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Methodenartikel
Präparation und Implantation von Elektroden für elektrisch anzündende VGAT-Cre-Mäuse zur Erstellung eines Modells für Temporallappenepilepsie
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Es wurde entdeckt, dass das elektrische Anzünden von VGAT-Cre-Mäusen zu den spontanen motorischen und elektrographischen Anfällen führte. Eine kürzlich erschienene Arbeit konzentrierte sich darauf, wie einzigartige VGAT-Cre-Mäuse bei der Entwicklung spontan wiederkehrender Anfälle (SRS) nach dem Anzünden verwendet wurden, und ein wahrscheinlicher Mechanismus - die Insertion von Cre in das VGAT-Gen - störte seine Expression und reduzierte den GABAergen Tonus. Die vorliegende Studie dehnt diese Beobachtungen auf eine größere Kohorte von Mäusen aus und konzentriert sich auf Schlüsselfragen wie die Dauer des SRS nach dem Anzünden und die Auswirkungen des Geschlechts und des Alters des Tieres. Dieser Bericht beschreibt die Protokolle für die folgenden wichtigen Schritte: Herstellung von Headsets mit Hippocampus-Tiefenelektroden zur elektrischen Stimulation und zum Lesen des Elektroenzephalogramms; Operation, um das Headset sicher am Schädel der Maus zu befestigen, damit es nicht herunterfällt; und wichtige Details des elektrischen Anzündprotokolls wie Dauer des Impulses, Frequenz des Zuges, Dauer des Zuges und Menge des eingespeisten Stroms. Das Anzündprotokoll ist insofern robust, als es bei den meisten VGAT-Cre-Mäusen zuverlässig zu Epilepsie führt und ein neues Modell zum Testen auf neuartige Antiepileptogene Medikamente darstellt.
Einleitung
Epilepsie ist eine schwere neurologische Erkrankung mit erheblichen wirtschaftlichen und menschlichen Belastungen. NINDS schätzt, dass es 3 Millionen Amerikaner mit Epilepsie gibt. Etwa 0,6 Millionen dieser Patienten leiden an Temporallappenepilepsie (TLE)1. Leider scheitert die medikamentöse Behandlung von TLE bei einem Drittel der Patienten aufgrund von Unwirksamkeit, Entwicklung von Arzneimittelresistenzen oder Unverträglichkeit gegenüber Nebenwirkungen2. Es besteht eindeutig ein erheblicher Bedarf, neuartige Therapien für TLE zu entwickeln, eine Schlussfolgerung, die vom Basic Science Committee der American Epilepsy Society, der International League Against Epilepsy Working Group for Preclinical Epilepsy Drug Discovery und dem National Advisory Neurological Disorders and Stroke Councilgeteilt wird 3,4.
Aktuelle Tiermodelle der Temporallappenepilepsie verwenden entweder Chemokonvulsiva (z. B. Kainat, Pilocarpin) oder eine verlängerte elektrische Stimulation, um einen lang anhaltenden Status epilepticus zu induzieren 5,6,7. Viele Tiere sterben während des Eingriffs (10%-30% bei Ratten, bis zu 90% bei Mäusen8). Tiere, die überleben und Epilepsie entwickeln, zeigen einen ausgedehnten neuronalen Tod im gesamten Gehirn 9,10. Dieser Tod löst eine Kaskade von Reaktionen aus, beginnend mit der Aktivierung von Mikroglia, Astrozyten und infiltrierenden Monozyten. Zu den neuronalen Reaktionen gehören die Reorganisation von Schaltkreisen (z. B. das Keimen moosiger Fasern), die Geburt neuer Neuronen, die sich nicht richtig in Schaltkreise integrieren (z. B. ektopische Körnerzellen), und intrinsische Veränderungen, die zu Übererregbarkeit führen (z. B. Hochregulierung von Na+-Kanälen). Ein Epilepsiemodell ohne signifikanten neuronalen Tod wird die Suche nach neuen Antiepileptika erleichtern.
Beim Testen der GABA-Hypothese der Epilepsie wurde entdeckt, dass die Behandlung von VGAT-Cre-Mäusen mit einem milden elektrischen Anzündprotokoll zu den spontanen motorischen und elektrographischen Anfällen führte11. Im Allgemeinen führt das elektrische Anzünden von Nagetieren nicht zu spontanen Anfällen, die Epilepsie definieren, obwohl dies bei übermäßigem Anzünden der Fall sein kann11. VGAT-Cre-Mäuse exprimieren die Cre-Rekombinase unter der Kontrolle des vesikulären GABA-Transporter-Gens (VGAT), das spezifisch in GABAergen inhibitorischen Neuronen exprimiert wird. Es wurde festgestellt, dass die Insertion von Cre die Expression von VGAT auf mRNA- und Proteinebene stört und somit die GABAerge synaptische Übertragung im Hippocampus beeinträchtigt. Es wurde der Schluss gezogen, dass entzündete VGAT-Cre-Mäuse nützlich sein könnten, um die Mechanismen der Epileptogenese zu untersuchen und neue Therapeutika zu untersuchen11. Der vorliegende Bericht beschreibt die Methoden, die bei der Erstellung des Modells verwendet werden, im Detail.
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Protokoll
Die Verwendung von Tieren folgte den ARRIVE12-Richtlinien und wurde vom Animal Care and Use Committee der University of Virginia genehmigt.
1. Herstellung von Headsets mit zwei bipolaren Elektroden (Abbildung 1)
Abbildung 1: Wichtige Schritte bei der Herstellung von EEG-Headsets. (A) Aussehen der Elektroden bei den verschiedenen Schritten im Protokoll (Nummern im linken Übereinstimmungsschritt). (B) Ein Bild des Endprodukts, das in einer selbstgebauten Halterung montiert ist, die in den stereotaktischen Rahmen passt. Beachten Sie, dass die Halterung mit einem Kragenstift endet, der in den Headset-Sockel passt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
- Schneiden Sie 3,5 cm rostfreien Polytetrafluorethylen-beschichteten Edelstahldraht ab.
- Ziehen Sie an beiden Enden ca. 1 mm der Isolierschicht vom Draht ab. Lassen Sie nicht zu viel vom Draht abisolieren.
- Setzen Sie zwei Stifte auf einen Schraubstockhalter, wobei der untere Teil des Stifts einen längeren Schlitz nach unten hat.
- Tragen Sie Flussmittel auf die abisolierten Enden des Drahtes und auf die Oberseite der Stifte auf.
- Verzinn Sie den abisolierten Teil des Drahtes mit gerade genug Lot, um ihn zu beschichten.
- Fügen Sie eine minimale Menge Lot auf die Oberseite des Stifts hinzu, ohne auf die Seiten überzulaufen.
- Stecken Sie ein Ende der abisolierten Enden des Drahtes so tief wie möglich in den Stift, während das Lot geschmolzen ist.
HINWEIS: Es gibt ein seitliches Loch, aus dem der Draht herauskommen kann - lassen Sie den Draht nicht aus dem Stift herauskommen. Der gesamte abisolierte Draht muss innerhalb des Stifts bleiben. - Wiederholen Sie die Schritte 1.6-1.7 für den zweiten Pin, jetzt mit den anderen abisolierten Enden des Kabels.
- Lassen Sie die Stifte 30 Sekunden einwirken, entfernen Sie sie aus dem Schraubstockhalter und ziehen Sie dann daran, um sicherzustellen, dass die Verbindung zwischen dem Draht und den Stiften fest ist und hält.
- Spülen Sie die Stifte in kaltem Wasser ab und trocknen Sie sie dann ab.
- Überprüfen Sie die Leitfähigkeit zwischen Pin 1 und Pin 2 mit einem Ohmmeter.
- Bringen Sie die Stifte an den Enden des Drahtes zusammen; Halten Sie sie parallel und dicht. Klemmen Sie einen Hämostat an die Mitte des Drahtes. Drehen Sie dann den Hämostat, so dass sich der Draht ziemlich fest um sich selbst dreht. Entfernen Sie den Hämostat.
- Klemmen Sie eine Pinzette auf den verdrillten Draht 2 mm unter den Stiften und biegen Sie den Draht um 90°.
- Schieben Sie den gleichen Draht erneut um 90° über die Pinzette zurück, um eine weitere Biegung von 1 mm von der ersten zu erzeugen.
- Schneiden Sie den verdrillten Draht in einem Winkel von 45° unterhalb der Biegung bei 3,5 mm mit einer kleinen scharfen Schere ab.
- Bereiten Sie zwei dieser bipolaren (doppelpoligen verdrillten) Elektroden für jedes Headset vor (optional, zweite ist Backup bei elektrischen Problemen mit dem ersten).
- Bereiten Sie eine einzelne Referenzelektrode vor, indem Sie einen Draht mit an beiden Enden verlöteten Stiften in zwei Teile schneiden (Schritte 1.1-1.17, Abbildung 1A).
- Schneiden Sie den Draht bei 7 mm ab.
- Biegen Sie das Ende 1 mm unter die Spitze.
- Decken Sie dann die gebogene 1-mm-Spitze des Drahtes mit einer Pinzette ab und drehen Sie den Draht fest um die Pinzette, um eine kleine Schlaufe (1 mm Durchmesser) zu erzeugen.
- Biegen Sie die Schlaufe senkrecht zum geraden Teil des Drahtes, damit die Drahtspitze wieder nach außen zeigt.
- Montieren Sie die beiden bipolaren Elektroden und die einzelne Referenzelektrode so in den sechspoligen Sockel, dass die bipolaren Elektroden mit einem Abstand von 6 mm nebeneinander liegen und die Referenzelektrode im mittleren äußeren Loch platziert wird (Abbildung 1B).
HINWEIS: Eine alternative Methode besteht darin, die Elektroden zu implantieren, sie zu zementieren und dann ihre Stifte in den Sockel einzuführen.
2. Stereotaktische Elektrodenimplantation
- Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente und die sechspolige Elektrodenbaugruppe durch Autoklavieren vor der Operation. Während der Operation muss ein steriles Operationsfeld aufrechterhalten werden, und es müssen sterile OP-Handschuhe verwendet werden. Sterile Abdecktücher (z. B. Press n' Seal) werden empfohlen, um das Tier mit Ausnahme des Operationsbereichs abzudecken.
- Verwenden Sie 8 Wochen alte VGAT-Cre-Mäuse (altersangepasst, sowohl männlich als auch weiblich) für Operationen 4 Wochen nach dem Absetzen. Notieren Sie das Gewicht des Tieres vor der Operation, um die Messung des postoperativen Gewichtsverlusts zu ermöglichen.
- Verwenden Sie einen zertifizierten Isofluran-Vaporizer oder ein Low-Flow-Anästhesiesystem, das mit einer Präzisionsspritzenpumpe, einem integrierten digitalen Vaporizer und einem Feedback-Wärmekissen ausgestattet ist.
HINWEIS: Low-Flow-Systeme sind in der Lage, eine Anästhesie mit niedrigen Flussraten proportional zur Größe des Tieres entweder in eine Induktionskammer oder durch einen Nasenkegel auf dem stereotaktischen Rahmen durchzuführen (70 ml/min, Isoflurankonzentration in der Luft beträgt 4% für die Induktion und 2% für die Operation). Die Verwendung einer geringeren Anästhesie kommt nicht nur dem Tier während der Operationen zugute, sondern verringert auch das Risiko, dass das Laborpersonal Isofluran ausgesetzt ist. - Legen Sie das betäubte Tier auf ein auf 37 °C erwärmtes Heizkissen, um es während der Operation warm zu halten. Wenn Sie ein rückkopplungsgesteuertes Temperatursystem verwenden, führen Sie die leicht geschmierte Temperatursonde zur Temperaturüberwachung während der Operation in das Rektum des Tieres ein.
- Montieren Sie das Tier auf dem stereotaktischen Rahmen, indem Sie die Ohrbügel vorsichtig in die Ohren und die vorderen oberen Zähne in den Schneidezahn stecken. Platzieren Sie den Nasenkegel über der Nase, um eine ordnungsgemäße Anästhesie zu gewährleisten. Stellen Sie sicher, dass der Kopf nivelliert und zentriert ist und bei leichter Sondierung nicht bewegt werden kann.
- Injizieren Sie subkutan 0,5 ml Normosol zur Hydratation.
- Tragen Sie Augenschmiermittel auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu verhindern.
- Überwachen Sie die Tiefe der Anästhesie durch das Fehlen des Entzugsreflexes nach dem Einklemmen eines Hinterbeins, und senken Sie dann Isofluran während der Operation auf 1,5% -2,0%.
- Entfernen Sie die Haare am und um den Operationsbereich durch Zupfen oder mit einer Haarschneidemaschine (Rasur) oder Enthaarungscreme und desinfizieren Sie die Haut mit drei Zyklen abwechselnder Anwendung von Jod und Ethanol und beenden Sie sie mit Jod. Das Entfernen von Haaren von der Operationsstelle wird nur empfohlen, wenn an dieser Stelle Mittel zur Aufrechterhaltung der Anästhesie vorhanden sind. Verwenden Sie bei Bedarf in Alkohol getauchte Baumwollspitzenapplikatoren, um Haare aus der unmittelbaren Umgebung des Kopfes zu entfernen. Injizieren Sie 0,05 ml des lokalen Analgetikums Bupivacain (0,25%) subkutan.
- Machen Sie mit einem Skalpell einen Schnitt in den Schädel und schneiden Sie dann mit einer scharfen chirurgischen Schere einen Teil der Haut heraus, um den Schädel freizulegen. Schieben Sie die Haut mit einem Wattestäbchen beiseite und reinigen Sie den Schädel von allen Muskeln und darunter liegenden Geweben, die die Sicht behindern.
HINWEIS: Um versehentliche Blutungen zu stoppen, üben Sie mit einem sterilen Wattestäbchen Druck auf die Blutungsstelle aus, bis sie aufhört. - Reinigen Sie den Schädel mit Wasserstoffperoxid und sterilen Wattestäbchen, um die Schädelnähte und sowohl Bregma als auch Lambda sichtbar zu machen.
- Trocknen Sie den Schädel gründlich ab und tragen Sie dann einen Tropfen selbstätzenden Zahnkleber mit dem Applikator auf. Bürsten Sie es in den Schädel, warten Sie 60 s und härten Sie 40 s lang mit einem zahnärztlichen UV-Licht aus. Eine glänzende Oberfläche zeigt an, dass der Klebstoff effektiv mit dem Schädel vernetzt wurde.
HINWEIS: Dieser Schritt ist für die sichere Befestigung des Headsets von entscheidender Bedeutung. - Verwenden Sie einen 0,031-Zoll-Bohrer (0,79 mm), um zwei Gratlöcher beidseitig für die Implantation von Hippocampus-Tiefenelektroden (ca. 5.000 U/min) zu bohren. Bohren Sie ein zusätzliches Gratloch für die Referenzelektrode über dem Kleinhirn hinter dem Lambda.
HINWEIS: Achten Sie beim Bohren darauf, den Bohrer langsam abzusenken und vermeiden Sie es, in das Gehirn zu bohren. - Die Koordinaten für die Elektroden lauten wie folgt (von Bregma in mm): Hippocampus-Elektroden 3 mm hinter, 3 mm seitlich und 3 mm tief; und zerebelläre Referenzelektrode bei 6 mm hinterem, 0 mm seitlich und 0 mm Tiefe (subdural).
- Um die Genauigkeit zu erhöhen, verwenden Sie einen stereotaktisch montierten Bohrer und stellen Sie die x/Y-Achse des stereotaktischen Manipulators beim Berühren von Bregma auf Null - dies ist der Bezugspunkt für die Koordinaten.
- Montieren Sie ein Headset, indem Sie alle Elektroden in den sechspoligen Sockel einführen und sicherstellen, dass die Stifte vollständig in den Sockel geschoben werden. Montieren Sie den Sockel im Elektrodenhalter auf einem stereotaktischen Rahmen (Abbildung 1B).
- Richten Sie die Elektroden über den entsprechenden Gratlöchern aus. Implantieren Sie stereotaktisch verdrillte bipolare Edelstahldrahtelektroden im rechten und linken Hippocampus und in der Referenzelektrode in das Kleinhirn, indem Sie das Headset langsam absenken und die Elektroden in die Gratlöcher führen.
- Wenn sich die Hippocampus-Drehelektrode direkt über dem Loch befindet, stellen Sie die Z-Achse auf Null und senken Sie sie langsam auf -3,0 mm ab.
- Decken Sie die Schädeloberfläche und die Elektroden mit Zahnzement ab und füllen Sie den Raum zwischen der Schädeloberfläche und dem Boden des Sockels aus. Die Hautränder grenzen an den Zahnzement an, so dass kein darunter liegendes Gewebe freiliegt. Warten Sie, bis der Zement getrocknet und ausgehärtet ist. Lösen Sie dann den Elektrodenhalter vom stereotaktischen Arm und entfernen Sie den Halter vom Sockel.
- Injizieren Sie 0,1 ml Ketoprofen (1 mg/ml, SC) zur Analgesie und eine zweite Dosis von 0,5 ml Normosol (SC) zur Flüssigkeitszufuhr und entfernen Sie das Tier aus dem stereotaktischen Rahmen.
- Legen Sie ein auf 37 °C vorgeheiztes Isothermenkissen in einen leeren Vivariumkäfig, der mit einem Papiertuch bedeckt ist. Sobald es vollständig wach ist, legen Sie das Tier in einen sauberen Käfig mit Einstreu und weichem Futter und bringen Sie es in das Vivarium zurück. Die Tiere werden ab diesem Zeitpunkt einzeln untergebracht, um zu verhindern, dass sie sich gegenseitig an den Headsets kauen. Drahtstangentrichter werden nicht verwendet, um zu vermeiden, dass Headsets stecken bleiben, sondern Wasserflaschen werden an der Unterseite der Käfigoberseiten befestigt, und Chow ist in der Einstreu vorhanden.
- Füttern Sie das Tier nach der Operation 72 Stunden lang mit weichem Futter und überwachen Sie den Gewichtsverlust und den Körperzustand. Dehydrierten Tieren können 0,5 ml Normosol subkutan verabreicht werden, wenn sie dehydriert sind (Gewichtsverlust, erhöhter Hautturgor, eingefallene Augen). Ketoprofen kann nach der Operation einmal täglich für weitere 2 Tage subkutan verabreicht werden (befolgen Sie das Analgesieschema gemäß den lokalen IACUC-Richtlinien). Lassen Sie die Tiere 4-7 Tage lang in ihren Käfigen vollständig erholen, bevor Sie sie in das EEG-Aufzeichnungssystem überführen.
3. Elektrisches Anzündprotokoll
- Schließen Sie die Mäuse mit einem flexiblen Kabel an das EEG-Aufzeichnungssystem an, das in die Buchsen des Mauskopfes und des Kommutators passt (siehe Materialtabelle ). Lassen Sie die Tiere einen Tag lang akklimatisieren, bevor Sie mit dem folgenden Elektrostimulationsprotokoll fortfahren. Überwachen Sie täglich ihren allgemeinen Gesundheitszustand und ihre Akklimatisierung und entfernen Sie sie aus dem System, wenn Anzeichen von Krankheit, Stress und/oder kontinuierlichem Körpergewichtsverlust von mehr als 25% vorliegen
- Verbinden Sie beide Leitungen von der Stimulationselektrode mit dem Ausgang eines Konstantstromstimulators.
HINWEIS: Es ist sehr hilfreich, eine Leiterplatte zu haben, die diese Elektroden vom EEG-Rekorder weg und zum Stimulator schaltet. - Stellen Sie den Stimulator so ein, dass er 1 ms Impulse bei 50 Hz für eine Zugdauer von 2 s liefert.
- Stellen Sie den Ausgang des Stimulators auf 20 Mikroampere (μA) ein und geben Sie den 1. Impuls ab.
- Überwachen Sie das EEG auf eine charakteristische Nachentladung von hochfrequenten Spitzen, die den elektrischen Stimulationsimpuls überdauern.
- Wenn keine Entladung beobachtet wird, erhöhen Sie die eingespeiste Strommenge in Schritten von 20 μA, bis eine Nachentladung ausgelöst wird. Die erforderliche Strommenge ist die Nachentladungsschwelle (ADT).
- Typische ADTs sind 20-50 μA. Wenn auch nach dem Erhöhen auf 200 μA keine Entladung beobachtet wird, ist eine Fehlerbehebung bei elektrischen Verbindungen und der Verkabelung des Headsets mit einem hochempfindlichen Ohmmeter erforderlich. Wenn das Problem in der Stimulationselektrode liegt, versuchen Sie, mit den anderen Tiefenelektroden zu stimulieren.
- Die Tiere werden entzündet, indem sie entweder 2x oder 6x pro Tag mit einem Strom stimuliert werden, der dem 1,5-fachen des ADT-Wertes für diese Maus entspricht.
- Überwachen Sie die Verhaltensreaktion auf die Stimulation, die vom Zustandswechsel zu bilateralen tonisch-klonischen Anfällen mit Sturz ansteigt. Punktzahl mit einem modifizierten Racine-Klassensystem11. Um evozierte tödliche tonische Anfälle zu vermeiden, sollte das Anzünden unterbrochen werden, wenn aufeinanderfolgende Reize zu einer eskalierenden Schwere und Dauer der Anfälle bis zu einem modifizierten Racine-Score 6 (Laufen und Springen) führen
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Ergebnisse
Tiere
Das Modell wurde ursprünglich mit VGAT-Cre-Mäusen (Slc32a1tm2(cre)Lowl/J)13 auf einem gemischten Hintergrund entwickelt. Es wurde jedoch auch auf den VGAT-Cre-Stamm angewendet, der mit C57BL/6J kongen ist. Bei der Epilepsie, die sich zwischen den Stämmen entwickelt, wurde kein Unterschied beobachtet. Beide Stämme exprimieren die Cre-Rekombinase unter der Kontrolle des vesikulären GABA-Transporter-Promotors. Diese Mäuse wurden durch Einklopfen einer IRES-Cre-Kas...
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Diskussion
Dieser Bericht beschreibt ein Protokoll, bei dem elektrisches Anzünden von Mäusen zu Epilepsie führt. Da sich die Stimulationselektrode im Hippocampus befindet, handelt es sich um eine fokale limbische Epilepsie, die die Temporallappenepilepsie (TLE) bei Patienten modelliert. Ein kritischer Schritt in diesem Protokoll ist die Verwendung von VGAT-Cre-Mäusen, die aufgrund der Insertion einer IRES-Cre-Rekombinase-Kassette in das Vgat-Gen beeinträchtigte inhibitorische GABA-Ströme aufweisen11...
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Offenlegungen
Die Autoren haben keine Konflikte offenzulegen.
Danksagungen
Die Autoren danken John Williamson für hilfreiche Diskussionen zu diesem Protokoll. Diese Arbeit wurde durch den NIH/NINDS-Zuschuss NS112549 unterstützt.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 16-Kanal-extrazellulärer differenzieller AC-Verstärker (115 V / 60 Hz) | AD Instruments | AM3500-115-60 | Alternativer EEG-Verstärker |
| 363/CP-STECKERKRAGEN, STIFTHÜLSE | P1 Technologies | 363SLEEVPIN0NL | Für Elektrodenhalter |
| Kabel, 363-363 5CM - 100CM W / MESH 6TCM | P1 Technologies | 363363XXXXCM004 | Maus-zu-Kommutator-Kabel |
| CCTV-Kameras Qcwox HD Sony IR LED | Sony | QC-SP316 | |
| Kommutator SL6C/SB (Einzelbürste) | P1 Technologies | 8BSL6CSBC0MT | ehemals Plastics One, Inc. |
| Stromverstärker | A-M Systems | Modell 2100 | |
| Dentalzement | Stoelting | 51459 | |
| Bohrer, #75, OD 0.310" LOC 130 PT | Kyocera | 105-0210.310 | |
| E363/0 BUCHSE KONTAKT SKEWED | P1 Technologies | 8IE3630XXXXE | Pins für Steckverbinder |
| iBond Self Etch Kleber | Kulzer | CE0197 | |
| MS363 SOCKEL 2298 6 PIN WEISS | P1 Technologies | 8K000229801F | EEG-Headset-Anschluss |
| Ohmeter | Simpson | 260 | Hochempfindliche |
| PowerLab 16/35 und LabChart Pro | AD Instruments | PL3516/P | Alternative EEG-Software |
| SomnoSuite | Kent Scientific Corp. | SS-01 | Anästhesieeinheit & RightTemp-Überwachung |
| Stereotaktischer Bohrer und Mikromotor-Kit | Foredom Electric Co. | K.1070 | |
| Stereotaktischer Rahmen | David Kopf Instruments | Modell 940 | |
| Teflonbeschichteter Draht für Tiefenelektrode, OD 0,008'A-M | Systems | 791400 | |
| VGAT-Cre Mäuse auf kongenem C57BL/6J Hintergrund | The Jackson Laboratory | 000664 |
Referenzen
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