Methodenartikel

Tail Vein Transection Bleeding Model bei vollnarkotisierter Hämophilie A Mäuse

DOI:

10.3791/62952

⸱

30. September 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Global Drug Discovery, Novo Nordisk A/S, 2Department of Veterinary and Animal Sciences, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, 3Department of Biomedical Sciences, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, 4Independent consultant, 5Catalyst Biosciences, 6Værløse Dyreklinik

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das verfeinerte Tail Vein Transection (TVT) Blutungsmodell bei anästhesierten Mäusen ist eine sensitive in vivo Methode zur Beurteilung hämophiler Blutungen. Dieses optimierte TVT-Blutungsmodell verwendet Blutverlust und Blutungszeit als Endpunkte, verfeinert andere Modelle und vermeidet den Tod als Endpunkt.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schwanzblutungsmodelle sind wichtige Werkzeuge in der Hämophilieforschung, insbesondere für die Beurteilung von Prokoagulanzienwirkungen. Das Überlebensmodell der Tail Vein Transection (TVT) wurde in vielen Umgebungen aufgrund der Empfindlichkeit gegenüber klinisch relevanten Dosen von FVIII bevorzugt, während andere etablierte Modelle, wie das Tail-Clip-Modell, höhere Konzentrationen von Prokoagulanzienverbindungen erfordern. Um zu vermeiden, dass das Überleben als Endpunkt verwendet wird, haben wir ein TVT-Modell entwickelt, das Blutverlust und Blutungszeit als Endpunkte und Vollnarkose während des gesamten Experiments festlegt. Kurz gesagt, anästhesierte Mäuse werden mit dem Schwanz in gemäßigte Kochsalzlösung (37 ° C) eingetaucht positioniert und mit der Testverbindung in der rechten lateralen Schwanzvene dosiert. Nach 5 Minuten wird die linke seitliche Schwanzvene mit einer Schablonenführung durchblutet, der Schwanz wird zur Kochsalzlösung zurückgeführt und alle Blutungsepisoden werden überwacht und für 40 Minuten aufgezeichnet, während das Blut gesammelt wird. Wenn nach der Verletzung 10 min, 20 min oder 30 min keine Blutung auftritt, wird das Gerinnsel sanft herausgefordert, indem der Schnitt zweimal mit einem nassen Mulltupfer abgewischt wird. Nach 40 min wird der Blutverlust durch die Menge an Hämoglobin quantifiziert, die in die Kochsalzlösung blutet. Dieses schnelle und relativ einfache Verfahren führt zu konsistenten und reproduzierbaren Blutungen. Im Vergleich zum TVT-Überlebensmodell verwendet es ein humaneres Verfahren, ohne die Empfindlichkeit gegenüber pharmakologischen Eingriffen zu beeinträchtigen. Darüber hinaus ist es möglich, beide Geschlechter zu verwenden, wodurch die Gesamtzahl der Tiere, die gezüchtet werden müssen, unter Einhaltung der Prinzipien von 3R reduziert wird. Eine mögliche Einschränkung bei Blutungsmodellen ist die stochastische Natur der Hämostase, die die Reproduzierbarkeit des Modells verringern kann. Um dem entgegenzuwirken, stellt die manuelle Gerinnselstörung sicher, dass das Gerinnsel während der Überwachung herausgefordert wird, wodurch verhindert wird, dass die primäre (Thrombozyten-) Hämostase die Blutung stoppt. Diese Ergänzung des Katalogs der Blutungsverletzungsmodelle bietet die Möglichkeit, prokoagulantische Effekte auf standardisierte und humane Weise zu charakterisieren.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tiermodelle sind unerlässlich, um die Pathogenese der Hämophilie zu verstehen und Behandlungsschemata und Therapien zu entwickeln und zu testen. Die Faktor-VIII-Knock-out-Maus (F8-KO) ist ein weit verbreitetes Modell zur Untersuchung von Hämophilie A 1,2. Diese Mäuse rekapitulieren Schlüsselmerkmale der Krankheit und wurden häufig für die Entwicklung von Behandlungen wie rekombinanten FVIII-Produkten 3,4,5 und Gentherapiestrategien 6,7 verwendet.

Es gibt verschiedene Blutungsverletzungsmodelle zur Bewertung der pharmakologischen Wirkungen verschiedener hämostatischer Verbindungen in vivo. Eines dieser Gerinnungsmodelle ist das Überlebensmodell der Schwanzvenentransektion bei Mäusen 8,9,10,11,12,13,14, das die Fähigkeit hämophiler Mäuse misst, Exsanguination nach Schwanztransektion zu überleben. Diese Methode wurde vor mehr als vier Jahrzehnten 15 eingeführt und wird immernoch 9,16,17 verwendet. Das Modell nutzt jedoch das Überleben als Endpunkt und erfordert die Beobachtung der Tiere über einen Zeitraum von bis zu 24 Stunden, in dem die Tiere bei Bewusstsein sind und daher Schmerzen und Leiden erfahren können.

Blutungsmodelle mit kürzerer Dauer und unter Vollnarkose wurden bereits beschrieben, wie das Heckclip-Modell (auch bekannt als Schwanzspitze)8,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28 . Für eine vollständige Normalisierung des Blutverlustes nach der Blutungsherausforderung erfordern diese Modelle jedoch Dosen von Prokoagulanzien (z. B. FVIII), die weit höher sind als die klinischverabreichten 29. Ein anderes Verletzungsmodell unter Narkose, die Vena-Saphena-Blutungsmethode, ist empfindlich gegenüber niedrigeren Dosen von Prokoagulanzienverbindungen30, erfordert jedoch ein hohes Maß an Experimentatorintervention, da die Gerinnsel häufig gestört werden müssen (im Gegensatz zu 3 Mal im vorgestellten Modell).

Die Standardisierung hin zu einem gemeinsamen Protokoll zur Prüfung neuer Prokoagulanzienverbindungen würde den Datenvergleich zwischen Laboratorienerheblich erleichtern 31,32,33. In TVT-Modellen gibt es noch keine gemeinsame Übereinstimmung über die untersuchten Endpunkte (Blutverlust 7,26, Blutungszeit9,34 und Überlebensrate35,36), und die experimentelle Länge variiert zwischen den Studien13.

Unser primäres Ziel ist es, ein optimiertes Modell mit hoher Reproduzierbarkeit, der Möglichkeit, On-Demand sowie eine prophylaktische Behandlung zu untersuchen, der Empfindlichkeit gegenüber pharmakologischen Interventionen, die dem Überlebensmodell entsprechen, zu beschreiben und zu charakterisieren, jedoch nicht den Tod oder den Nahtod als Endpunkte zu verwenden. Um Schmerzen und Leiden zu lindern, sollten die Tiere während der Blutung nicht bei Bewusstsein sein und ein ethischerer Endpunkt muss implementiertwerden 37.

Heckclip-Modelle werden im Allgemeinen in einer von zwei Varianten durchgeführt, entweder mit Amputation der Schwanzspitze, z. B. Amputation von 1-5 mm18,19,20,21,23,24 oder, in einer schwereren Variante, bei einem Heckdurchmesser um 1-3 mm 8,22,25 . Dies verursacht eine kombinierte arteriovenöse Blutung, da die lateralen und dorsalen Venen und die ventrale Arterie normalerweise durchtrennt sind, und im Allgemeinen gilt: Je größer die Amputation, desto geringer ist die Empfindlichkeit gegenüber einer Prokoagulansverbindung. Da die Schwanzspitze amputiert ist, ist die arteriovenöse Verletzung ohne Gegengewebe freigelegt; Daher ist es, zumindest in der Theorie, den häufigsten hämophilen Blutungen unähnlich.

Wie der Name schon sagt, wird nur die Vene bei Schwanzvenentranssektionsmodellen, wie sie in dieser Arbeit beschrieben sind, verletzt, was zu einer ausschließlich venösen Blutung führt. Da das Gefäß nicht vollständig durchtrennt ist, wird erwartet, dass die Verletzung kleiner ist als bei den Amputationsmodellen, und das Gewebe um den Schnitt, an dem ein Gerinnsel haften kann, bleibt erhalten. Darüber hinaus gibt es einen niedrigeren Blutdruck in der Vene im Gegensatz zur Arterie. Diese Faktoren tragen zu einer erhöhten Sensitivität im Vergleich zu Amputationsmodellen bei, so dass eine Normalisierung der Blutung mit klinisch relevanten Dosen der Ersatztherapie erreicht werden kann, z. B. mit rFVIII bei Hämophilie A, was für die Beurteilung des Ausmaßes und der Haltbarkeit der Wirkungen der Prokoagulanzienbehandlungnützlich ist 26,38,39.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren wurden von der Tierschutzbehörde von Novo Nordisk A/S und der dänischen Tierversuchsinspektion und dem dänischen Ministerium für Ernährung, Landwirtschaft und Fischerei genehmigt. Die optimierte 40-Minuten-Methode beinhaltet Anästhesie und Dosierungszeit im Design (Abbildung 1). Hämophile Mäuse beiderlei Geschlechts im Alter zwischen 10 und 16 Wochen sind für dieses Verfahren erforderlich.

1. Vorbereitungen vor der Studie

  1. Bereiten Sie die Dosierlösungen in den richtigen Konzentrationen vor.
  2. Starten Sie das Wasserbad und erwärmen Sie es auf 37 ° C. Füllen Sie die 15 ml Zentrifugenröhrchen zur Blutentnahme mit Kochsalzlösung (0,9% NaCl).
  3. Legen Sie die 15 ml Kochsalzröhren mindestens 15 Minuten vor Beginn des Experiments in die Löcher in der erwärmten Grundplatte.
  4. Identifizieren Sie die Mäuse und notieren Sie ihr Gewicht. Vermeiden Sie es, Mäuse mehr als nötig zu handhaben, da dies Stress verursachen und die Studie beeinträchtigen kann.
  5. Bereiten Sie den Arbeitsplatz im Abzug vor, bevor Sie fortfahren, damit alles in Reichweite ist: Servietten, Schwanzhalter, Gaze, Spritzen, Skalpelle, Stoppuhren und Blutfluss-Notationspapier.
  6. Legen Sie die Heckmarkierung und die Schneidblöcke auf die Heizplatte - kalte Blöcke führen dazu, dass sich die Venen zusammenziehen und dadurch die Blutung beeinflussen.

2. Anästhesie

  1. Führen Sie das Isofluran-Anästhesieverfahren in einem Abzug durch.
  2. Stellen Sie den Gasverdampfer zunächst auf 5% Isofluran in 30% O 2/70% N2O in der Anästhesiekammer mit 1 L/min Durchfluss ein. Planen Sie ausreichend Zeit für die Befüllung der Anästhesiekammer ein (ca. 5 min, abhängig vom Kammervolumen und dem Gasdurchfluss). Sorgen Sie für eine schnelle Induktion (weniger als eine Minute).
  3. Legen Sie die Mäuse in die Anästhesiekammer, bis sie das Bewusstsein verlieren.
    HINWEIS: Dies sollte innerhalb einer Minute oder weniger geschehen, wenn die Kammer ausreichend gefüllt ist.
  4. Stellen Sie eine ordnungsgemäße Anästhesie sicher, indem Sie keine schmerzhafte Reaktion auf den Pedalreflex (feste Zehenklemme) haben.
  5. Legen Sie die Mäuse auf die Heizplatte und stellen Sie sicher, dass sich die Nase im Nasenkegel befindet.
  6. Reduzieren Sie die Anästhesie auf ein Erhaltungsniveau von 2% Isofluran in 30% O 2/70% N2O und legen Sie eine Kunststoffabdeckung über die Mäuse, um den Wärmeverlust zu reduzieren. Tragen Sie eine geeignete Augensalbe auf, um Trockenheit unter Narkose zu verhindern.
  7. Markieren Sie das Heck mit einem Durchmesser von 2,5 mm mit dem Heckmarkierungsblock. Zwingen Sie den Schwanz nicht in den Schlitz im Block - er muss eng anliegen (Ergänzende Abbildung 1)
  8. Legen Sie den Schwanz für mindestens 5 Minuten in den Kochsalzschlauch, um eine warme Schwanzvene zu gewährleisten, die für die intravenöse (intravenöse) Dosierung optimal ist.

3. Dosierung der Testlösung

  1. Legen Sie eine Maus in den Schwanzhalter mit der Nase in eine Anästhesiemaske.
  2. Dosieren Sie das Tier mit der interessierenden Verbindung (in diesem Fall rFVIII) und starten Sie sofort die Stoppuhr (t = 0).
  3. Legen Sie die Maus wieder auf die Heizplatte mit dem Schwanz in das Kochsalzrohr. Wiederholen Sie den Vorgang mit den anderen Mäusen.

4. Durchführung der Tailvenentranssektion

  1. Führen Sie die Schwanzvenentranssektion genau 5 Minuten nach der Dosierung durch. Legen Sie den Schwanz in den Schneidblock und drehen Sie ihn um 90°, um die Vene freizulegen (Ergänzende Abbildung 2).
  2. Führen Sie den Schnitt auf der gegenüberliegenden Seite/Vene durch, von der aus die Testlösung dosiert wurde.
  3. Ziehen Sie die #11 Skalpellklinge durch den Schlitz des Schneidblocks, der den Schwanz hält, um Blutungen zu erzeugen. Setzen Sie die Stoppuhr zurück und bringen Sie das Heck sofort zur Kochsalzlösung zurück.

5. Beobachtungszeit und Herausforderungen

  1. Beobachten Sie die Blutung und kommentieren Sie den Beginn und das Ende der Blutung während 40 Minuten; Kommentieren Sie es auf dem Blutfluss-Notationspapier.
    HINWEIS: Diese visuelle Beurteilung der Blutung kann aufgrund der Subjektivität leicht variieren.
  2. Die Primärblutung muss innerhalb von 3 Minuten nach dem Schnitt aufhören. Wenn dies nicht der Fall ist, disqualifizieren Sie die Maus, euthanasieren und ersetzen Sie sie (wenn die primäre Blutung nicht gestoppt wird, kann dies auf eine zu schwere Verletzung oder fehlende primäre Hämostase hinweisen, wie bei vWF KO-Mäusen).
  3. Wenn es nach der Verletzung 10 min, 20 min und 30 min keine Blutung gibt, fordern Sie den Schwanzschnitt wie in den Schritten 4-5 beschrieben an.
  4. Verwenden Sie einen Mulltupfer, der in warmer Kochsalzlösung aus einem separaten Schlauch getränkt ist, der im Wasserbad aufbewahrt wird. Heben Sie den Schwanz aus der Kochsalzlösung und wischen Sie ihn zweimal sanft mit der nassen Gaze in distaler Richtung über den Schwanzschnitt ab.
  5. Tauchen Sie nach jeder Herausforderung sofort wieder in das Kochsalzrohr ein.
  6. Stoppen Sie bei t = 40 min die Blutentnahme, indem Sie den Schwanz aus der Kochsalzröhre entfernen.

6. Blutentnahme

  1. Nach t = 40 min erhalten Sie Blutproben aus der supraorbitalen Vene.

7. Euthanasie

  1. Euthanasieren Sie die Mäuse durch Zervixdislokation, während sie noch unter Vollnarkose stehen.

8. Behandlung von Proben

  1. Die 15 ml Blutentnahmeröhrchen mit Kochsalzlösung bei 4000 x g für 5 min bei Raumtemperatur zentrifugieren.
  2. Entsorgen Sie den Überstand aus den 15-ml-Röhrchen, suspendieren Sie das Pellet in 2-14 ml Erythrozyten-Lysinglösung (RBC) und verdünnen Sie es dann, bis es eine helle Kaffeefarbe erreicht.
  3. Beachten Sie das Gesamtvolumen (Blutvolumen + Volumen der Erythrozyten (RBC) Lysinglösung, die unter Verwendung der Graduierungsmarkierungen auf der Tube hinzugefügt wird).
  4. Geben Sie 2 ml der Verdünnung in ein Hämoglobinröhrchen und kühlen Sie es bis zur Hämoglobinanalyse.
  5. Bestimmen Sie den Blutverlust, indem Sie die Hämoglobinkonzentration in der Kochsalzlösung messen. Messen Sie die Absorption bei 550 nm an einem Mikroplattenleser (Tabelle der Materialien).
  6. Wandeln Sie die Absorption in nmol-Hämoglobin um, indem Sie eine Standardkurve verwenden, die aus menschlichem Hämoglobin (Materialverzeichnis) hergestellt wird, und korrigieren Sie die Verdünnung mit RBC-Lysinglösung.

9. Statistische Auswertungen

  1. Analysieren Sie die Daten mit entsprechender Software. Hier wurde die GraphPad Prism Software verwendet. In einer Reihe von Studien wurde festgestellt, dass die folgenden statistischen Methoden gut funktionieren.
    HINWEIS: Zur Analyse von Blutverlust, Blutungszeit, Exposition, Thrombozytenzahl und Hämatokrit; Der Brown-Forsythe- und Welch ANOVA-Test wurde verwendet (da die Daten kontinuierlich, aber ohne Varianzhomogenität der Residuen waren), wobei Dunnetts Test angewendet wurde, um mehrere Vergleiche zu ermöglichen. Ein Pearson-Test wurde verwendet, um auf Korrelationen zwischen Blutungszeit, Blutverlust und Dosen zu testen. Um die ED50-Werte zu bestimmen, wurde eine Vier-Parameter-Inverse Log-Wirkungsgleichung (Dosis) an Blutungs- und Blutverlustdaten angepasst. Um den Gender-Effekt zu analysieren, wurde ein Zwei-Wege-ANOVA-Test verwendet, bei dem die Bonferroni-Korrektur angewendet wurde, um mehrere Vergleiche zu ermöglichen. Das Signifikanzniveau wurde als P < 0,05 definiert. Daten werden als Mittel ± REM angezeigt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Um die Anwendbarkeit des optimierten Modells zu beurteilen, wurde eine Studie an F8-KO-Mäusen (C57BL genetischer Hintergrund) durchgeführt, denen eine kommerziell erhältliche rekombinante Faktor-VIII-Ersatztherapie (rFVIII) verabreicht wurde. Vier verschiedene Dosen wurden getestet: 1 IE/kg, 5 I.E./kg, 10 I.E./kg und 20 I.E./kg. Darüber hinaus testeten wir die entsprechende Fahrzeugsteuerung (Negativ) in F8-KO-Mäusen und Wildtyp-Mäusen (WT) mit C57BL-Mäusen als Positivkontrollgruppe, um den Ansprechbereich im Modell zu b...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese optimierte Methode der Schwanzvenentransektion (TVT) hat mehrere Vorteile gegenüber der TVT-Überlebensmethode. Die Tiere werden während der gesamten Studiendauer vollständig betäubt, was die Handhabung der Maus erleichtert und das Wohlbefinden der Tiere erhöht. Darüber hinaus ist im Gegensatz zum TVT-Überlebensmodell keine Beobachtung über Nacht erforderlich, und dieses optimierte Modell bietet die Möglichkeit, den Blutverlust zu messen und die genaue Blutungszeit über 40 Minuten zu beobachten. Auch längere Blutung...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren sind oder waren Mitarbeiter und/oder Aktionäre von Novo Nordisk A/S zum Zeitpunkt der Durchführung dieser Studie.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esther Bloem und Thomas Nygaard sind für ihre Unterstützung bei Messungen von FVIII im Plasma anerkannt. Bo Alsted ist für das Zeichnen und Bearbeiten der Schablonen und Schneidblöcke anerkannt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
#11 SkalpellklingeSwann-Morton503
15 mL ZentrifugenröhrchenGreiner Bio-One, Österreich188271
30 G Nadeln verbunden mit 300 & micro; L Präzisionsspritzen (Insulin) zur DosierungBD Micro-Fine + U-100 Insulinspritze320830
AdvateTakeda, JapanRekombinante Faktor-VIII-Ersatztherapie (rFVIII)
Alkohol-Pads 70% EthanolHartmann, Soft-Zellin999 979
ZentrifugeOmnifuge 2.0 RS, Heraus Sepatech
Schneidschablone (Edelstahl)Selbst hergestellt, können Sie sich gerne an die Autoren wenden, um die genauen Zeichnungen. Ergänzende Abbildung 2: Größenangaben: 20 mm x 40 mm x 10 mm (L x B x H). Nut: 3 mm Tiefe und 3 mm Breite; Radius 1,5 mm
Erythrozyten (RBC) LyselösungLysebio, ABX Diagnostics906012
Gaze
Hämatologisches AnalysegerätSysmexCT-2000iv
Heizlampe auf StativPhillipsIR250
Heizkissen mit ThermostatCMAModell 150
Hämoglobinstandards und -kontrollen - 8,81 mmol / l chargenabhängigerHemoCue-Kalibrator, dänischer HemoCue-Kalibrator, 707037Standards und Kontrollen werden aus 2 verschiedenen Gläsern des HemoCue-Kalibrators hergestellt. Der Wert wird anhand der Internationalen Referenzmethode für Hämoglobin (ICSH) bestimmt.
Isofluoran-Anästhesiesystem komplett mit Schläuchen, Masken und InduktionsboxSigma Delta Dameca
IsofluranBaxter26675-46-7
Lupe mit LeuchtenEschenbach
Messschablone (Aluminium)Selbst hergestellt, für die genauen Zeichnungenkönnen Sie sich gerne an die Autoren wendenErgänzende Abbildung 1: Größenangaben: 20 mm x 40 mm x 10 mm (L x B x H). Nut: 2,5 mm Tiefe und 2,5 mm Breite; Radius 1,25 mm
Mikropipetten + SpitzenFinnpipette
PhotometerMolecular Devices Corporation, CA, USASpectraMax 340 Photometer
Prism SoftwareGraphPad, San Diego, CA, USAVersion 9.0.1
Kochsalzlösung 0,9% NaClFresenius Kabi, Schweden883264
Spezieller Schwanzmarkierungsblock für TVT Schwanzschnitt
Heckhalter
Vakuum-FlüssigkeitsabsaugungVacusafe comfort, IBS
Wasserbad und ThermostatTYP 3/8 Julabo
zu erhalten

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bi, L., et al. Targeted disruption of the mouse factor VIII gene produces a model of haemophilia A. Nature Genetics. 10 (1), 119-121 (1995).
  2. Bi, L., et al. Further characterization of factor VIII-deficient mice created by gene targeting: RNA and protein studies. Blood. 88 (9), 3446-3450 (1996).
  3. Stennicke, H. R., et al. A novel B-domain O-glycoPEGylated FVIII (N8-GP) demonstrates full efficacy and prolonged effect in hemophilic mice models. Blood. 121 (11), 2108-2116 (2013).
  4. Shapiro, A. D. Anti-hemophilic factor (recombinant), plasma/albumin-free method (octocog-alpha; ADVATE) in the management of hemophilia A. Vascular Health and Risk Management. 3 (5), 555-565 (2007).
  5. Recht, M., et al. Clinical evaluation of moroctocog alfa (AF-CC), a new generation of B-domain deleted recombinant factor VIII (BDDrFVIII) for treatment of haemophilia A: demonstration of safety, efficacy, and pharmacokinetic equivalence to full-length recombinant factor VIII. Haemophilia. 15 (4), 869-880 (2009).
  6. Miao, C. H., et al. CD4+FOXP3+ regulatory T cells confer long-term regulation of factor VIII-specific immune responses in plasmid-mediated gene therapy-treated hemophilia mice. Blood. 114 (19), 4034-4044 (2009).
  7. Milanov, P., et al. Engineered factor IX variants bypass FVIII and correct hemophilia A phenotype in mice. Blood. 119 (2), 602-611 (2012).
  8. Dumont, J. A., et al. Prolonged activity of a recombinant factor VIII-Fc fusion protein in hemophilia A mice and dogs. Blood. 119 (13), 3024-3030 (2012).
  9. Pan, J., et al. Enhanced efficacy of recombinant FVIII in noncovalent complex with PEGylated liposome in hemophilia A mice. Blood. 114 (13), 2802-2811 (2009).
  10. Liu, T., et al. Improved coagulation in bleeding disorders by Non-Anticoagulant Sulfated Polysaccharides (NASP). Journal of Thrombosis and Haemostasis. 95 (1), 68-76 (2006).
  11. Brooks, A. R., et al. Glycoengineered factor IX variants with improved pharmacokinetics and subcutaneous efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 11 (9), 1699-1706 (2013).
  12. Baru, M., et al. Factor VIII efficient and specific non-covalent binding to PEGylated liposomes enables prolongation of its circulation time and haemostatic efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 93 (6), 1061-1068 (2005).
  13. Molina, E. S., Fujita, A., Sogayar, M. C., Demasi, M. A. A quantitative and humane tail bleeding assay for efficacy evaluation of antihaemophilic factors in haemophilia A mice. Haemophilia. 20 (6), 392-398 (2014).
  14. Broze, G. J., Yin, Z. F., Lasky, N. A tail vein bleeding time model and delayed bleeding in hemophiliac mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 85 (4), 747-748 (2001).
  15. Dejana, E., Callioni, A., Quintana, A., de Gaetano, G. Bleeding time in laboratory animals. II - A comparison of different assay conditions in rats. Thrombosis Research. 15 (1-2), 191-197 (1979).
  16. Girard, T. J., Lasky, N. M., Grunz, K., Broze, G. J. Suppressing protein Z-dependent inhibition of factor Xa improves coagulation in hemophilia A. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 17 (1), 149-156 (2019).
  17. Zhang, J. P., et al. Curing hemophilia A by NHEJ-mediated ectopic F8 insertion in the mouse. Genome Biology. 20 (1), 276(2019).
  18. Sambrano, G. R., Weiss, E. J., Zheng, Y. W., Huang, W., Coughlin, S. R. Role of thrombin signalling in platelets in haemostasis and thrombosis. Nature. 413 (6851), 74-78 (2001).
  19. Tranholm, M., et al. Improved hemostasis with superactive analogs of factor VIIa in a mouse model of hemophilia A. Blood. 102 (10), 3615-3620 (2003).
  20. Mei, B., et al. Rational design of a fully active, long-acting PEGylated factor VIII for hemophilia A treatment. Blood. 116 (2), 270-279 (2010).
  21. Karpf, D. M., et al. Prolonged half-life of glycoPEGylated rFVIIa variants compared to native rFVIIa. Thrombosis Research. 128 (2), 191-195 (2011).
  22. Ivanciu, L., et al. A zymogen-like factor Xa variant corrects the coagulation defect in hemophilia. Nature Biotechnology. 29 (11), 1028-1033 (2011).
  23. Ostergaard, H., et al. Prolonged half-life and preserved enzymatic properties of factor IX selectively PEGylated on native N-glycans in the activation peptide. Blood. 118 (8), 2333-2341 (2011).
  24. Maroney, S. A., et al. Absence of hematopoietic tissue factor pathway inhibitor mitigates bleeding in mice with hemophilia. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (10), 3927-3931 (2012).
  25. Holmberg, H. L., Lauritzen, B., Tranholm, M., Ezban, M. Faster onset of effect and greater efficacy of NN1731 compared with rFVIIa, aPCC and FVIII in tail bleeding in hemophilic mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 7 (9), 1517-1522 (2009).
  26. Johansen, P. B., Tranholm, M., Haaning, J., Knudsen, T. Development of a tail vein transection bleeding model in fully anaesthetized haemophilia A mice - characterization of two novel FVIII molecules. Haemophilia. 22 (4), 625-631 (2016).
  27. Ferrière, S., et al. A hemophilia A mouse model for the in vivo assessment of emicizumab function. Blood. 136 (6), 740-748 (2020).
  28. Elm, T., et al. Pharmacokinetics and pharmacodynamics of a new recombinant FVIII (N8) in haemophilia A mice. Haemophilia. 18 (1), 139-145 (2012).
  29. Björkman, S. Prophylactic dosing of factor VIII and factor IX from a clinical pharmacokinetic perspective. Haemophilia. 9, Suppl 1 101-108 (2003).
  30. Pastoft, A. E., et al. A sensitive venous bleeding model in haemophilia A mice: effects of two recombinant FVIII products (N8 and Advate). Haemophilia. 18 (5), 782-788 (2012).
  31. Saito, M. S., et al. New approaches in tail-bleeding assay in mice: improving an important method for designing new anti-thrombotic agents. International Journal of Experimental Pathology. 97 (3), 285-292 (2016).
  32. Liu, Y., Jennings, N. L., Dart, A. M., Du, X. J. Standardizing a simpler, more sensitive and accurate tail bleeding assay in mice. World Journal of Experimental Medicine. 2 (2), 30-36 (2012).
  33. Greene, T. K., et al. Towards a standardization of the murine tail bleeding model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 8 (12), 2820-2822 (2010).
  34. Cerullo, V., et al. Correction of murine hemophilia A and immunological differences of factor VIII variants delivered by helper-dependent adenoviral vectors. Molecular Therapy. 15 (12), 2080-2087 (2007).
  35. Shi, Q., et al. Factor VIII ectopically targeted to platelets is therapeutic in hemophilia A with high-titer inhibitory antibodies. Journal of Clinical Investigation. 116 (7), 1974-1982 (2006).
  36. Parker, E. T., Lollar, P. A quantitative measure of the efficacy of factor VIII in hemophilia A mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 89 (3), 480-485 (2003).
  37. Stokes, W. S. Reducing Unrelieved Pain and Distress in Laboratory Animals Using Humane Endpoints. ILAR Journal. 41 (2), 59-61 (2000).
  38. Stagaard, R., et al. Abrogating fibrinolysis does not improve bleeding or rFVIIa/rFVIII treatment in a non-mucosal venous injury model in haemophilic rodents. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (7), 1369-1382 (2018).
  39. Stagaard, R., et al. Absence of functional compensation between coagulation factor VIII and plasminogen in double-knockout mice. Blood Advances. 2 (22), 3126-3136 (2018).
  40. Bolton-Maggs, P. H., Pasi, K. J. Haemophilias A and B. Lancet. 361 (9371), 1801-1809 (2003).
  41. Lloyd Jones, M., Wight, J., Paisley, S., Knight, C. Control of bleeding in patients with haemophilia A with inhibitors: a systematic review. Haemophilia. 9 (4), 464-520 (2003).
  42. Sixma, J. J., vanden Berg, A. The haemostatic plug in haemophilia A: a morphological study of haemostatic plug formation in bleeding time skin wounds of patients with severe haemophilia A. British Journal of Haematology. 58 (4), 741-753 (1984).
  43. Proulle, V., et al. Recombinant activated factor VII-induced correction of bleeding tendency in genetically engineered von Willebrand disease type 2B mice evaluated using new tail transection bleeding models. International Society on Thrombosis and Haemostasis Congress. , (2017).
  44. Rode, F., et al. Preclinical pharmacokinetics and biodistribution of subcutaneously administered glycoPEGylated recombinant factor VIII (N8-GP) and development of a human pharmacokinetic prediction model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (6), 1141-1152 (2018).
  45. Holmberg, H., et al. GlycoPEGylated rFVIIa (N7-GP) has a prolonged hemostatic effect in hemophilic mice compared with rFVIIa. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 9 (5), 1070-1072 (2011).
  46. Kawecki, C., et al. Posters Abstracts - Thrombin-mediated Activation of Factor VIII is Insufficient to Produce All Necessary Cofactor Activity in vivo. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 3, 1(2019).
  47. Johansen, P., et al. In vivo effect of recombinant FVIIA (NOVOSEVEN®) and RFIX in a refined tail vein transection bleeding model in mice with haemophilia A and B: PO147-MON. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 13, (2015).
  48. Enoksson, M., et al. Enhanced potency of recombinant factor VIIa with increased affinity to activated platelets. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 18 (1), 104-113 (2020).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

SchwanzblutungsmodellMessung des BlutverlustsBlutungszeitprokoagulante Effekterekombinanter Faktor VIIIan sthetisierte M useGerinnselaufl sungH moglobinanalyse

Verwandte Artikel