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Methodenartikel

Sterile Perikarditis bei Aachener Minipigs als Modell für Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern

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DOI:

10.3791/63094

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24. September 2021

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1Laboratory of Physiopharmacology, University of Antwerp, 2Department of Cardiac Surgery, University Hospital Antwerp, 3Department of Animal Welfare, University of Antwerp, 4Comparative Perinatal Development, University of Antwerp, 5Department of Cardiology, University Hospital Antwerp, 6Department of Cardiology, ZNA Middelheim Hospital, 7Research Group Cardiovascular Diseases, GENCOR, University of Antwerp

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir beschreiben ein steriles Perikarditis-Modell bei Minischweinen, um Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern (AF) zu untersuchen. Wir präsentieren chirurgische und anästhetische Techniken, Strategien für den Gefäßzugang und ein Protokoll zur Untersuchung der Induktibilität von Vorhofflimmern.

Zusammenfassung

Vorhofflimmern (AF) ist die häufigste Arrhythmie, die durch strukturelle Umgestaltung der Vorhöfe, auch Vorhofmyopathie genannt, verursacht wird. Aktuelle Therapien zielen nur auf die elektrischen Anomalien und nicht auf die zugrunde liegende Vorhofmyopathie ab. Für die Entwicklung neuartiger Therapien ist ein reproduzierbares Großtiermodell der Vorhofmyopathie notwendig. Dieses Papier präsentiert ein Modell der sterilen perikarditis-induzierten atrialen Myopathie bei Aachener-Minischweinen. Sterile Perikarditis wurde durch Sprühen von sterilem Talkum und Hinterlassen einer Schicht steriler Gaze über der vorhofepikardialen Oberfläche induziert. Dies führte zu Entzündungen und Fibrose, zwei entscheidenden Komponenten der Pathophysiologie der Vorhofmyopathie, wodurch die Vorhöfe anfällig für die Induktion von Vorhofflimmern wurden. Zwei Herzschrittmacherelektroden wurden epikardial auf jedem Vorhof positioniert und mit zwei Herzschrittmachern verschiedener Hersteller verbunden. Diese Strategie ermöglichte eine wiederholte nicht-invasive atriale programmierte Stimulation, um die Induzierbarkeit von Vorhofflimmern zu bestimmten Zeitpunkten nach der Operation zu bestimmen. Verschiedene Protokolle zum Testen der AF-Induzierbarkeit wurden verwendet. Die Vorteile dieses Modells sind seine klinische Relevanz mit AF-Induktibilität und der schnellen Induktion von Entzündungen und Fibrosen - beide bei Vorhofmyopathie vorhanden - und seine Reproduzierbarkeit. Das Modell wird bei der Entwicklung neuartiger Therapien gegen Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern nützlich sein.

Einleitung

Vorhofflimmern (AF) ist die häufigste Herzrhythmusstörung, die zu erheblichen Morbiditäts-, Mortalitäts- und Gesundheitskosten führt1. In vielen Fällen ist AF lediglich das elektrische Symptom der zugrunde liegenden Vorhofmyopathie, die durch strukturelle, elektrische, autonome und kontraktile Umgestaltung der Vorhöfe definiert wird. Diese Vorhofmyopathie kann zu Vorhofflimmern und Schlaganfall 2,3 führen. Die meisten Therapien zielen nur auf den elektrischen Umbau ab, aber nicht auf die zugrunde liegenden strukturellen Veränderungen in den Vorhöfen (Entzündung und Fibrose)4,5,6,7. Dies ist wahrscheinlich einer der Gründe, warum aktuelle Therapien nur marginal wirksam sind, insbesondere bei fortgeschrittener Vorhofmyopathie8.

Ein reproduzierbares Tiermodell ist entscheidend, um die Entzündung und Fibrose bei der Vorhofmyopathie zu bekämpfen. Atriale Tachypacing-Modelle wurden in mehreren großen Tierarten 9,10,11,12 entwickelt. In diesen Modellen wird das Vorhofgewebe über lange Zeiträume kontinuierlich gesteuert, um elektrische und schließlich strukturelle Veränderungen zu induzieren. Die Hauptnachteile von Tachypacing-Modellen sind die lange Dauer, bevor strukturelle Anzeichen einer atrialen Myopathie auftreten und ihre Relevanz nur für klinische Syndrome, bei denen sich elektrische Anomalien vor der Vorhofmyopathie entwickeln. Ein theoretisches Risiko ist das Pacing-Lead-Versagen aufgrund von Fibrose während der langen Nachbeobachtung9.

In Modellen steriler Perikarditis wird steriles Talkum über die epikardiale Oberfläche der Vorhöfe gesprüht, um eine akute entzündliche und fibrotische Reaktion auszulösen, die zu einer Vorhofmyopathie führt13,14. Schweine haben eine Herzanatomie und -physiologie, die der des Menschen ähnlich ist, und daher haben Schweinemodelle eine hohe translationale Relevanz. Die Vorteile der Verwendung von Minipigs bestehen darin, dass sie aufgrund ihrer geringeren Größe einfacher zu handhaben sind als herkömmliche Schweinestämme und über einen langen Zeitraum ohne signifikante Erhöhung des Körpergewichts gehalten werdenkönnen 10. All diese Gründe machen die sterile Perikarditis bei Minischweinen zu einem ausgezeichneten Modell für die Untersuchung von Vorhofmyopathie und Fibrillation. Dieses Protokoll und Video zielen darauf ab, die Einrichtung dieses Modells in verschiedenen Forschungseinrichtungen zu erleichtern und Protokolle zu standardisieren, um die Induktibilität von AF zu untersuchen.

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Protokoll

Dieses Protokoll wurde von der Ethikkommission für Tierversuche der Universität Antwerpen (Fallnummer 2019-29) genehmigt und folgt den Tierpflegerichtlinien der Universität Antwerpen. Siebzehn 6 Monate alte Aachener-Minischweine (männlich, kastriert) mit einem Gewicht von ~ 20 kg wurden für diese Studie ausgewählt.

1. Medikamente und Anästhesie

  1. Prämedikation
    1. Stellen Sie sicher, dass die Schweine 12 Stunden lang nüchtern sind, aber mit unbegrenztem Zugang zu Wasser.
    2. Zur Sedierung ist Folgendes in einer intramuskulären Injektion zu verabreichen: Atropin 0,05 mg/kg, Ketamin 10 mg/kg, Midazolam 0,5 mg/kg.
    3. Bestimmen Sie das genaue Gewicht des Schweins, nachdem es das Bewusstsein verloren hat (ca. 10 Minuten nach der Dosis). Transportieren Sie das Schwein in den Operationssaal.
    4. Legen Sie das Schwein auf ein Heizkissen.
    5. Wenden Sie EKG-Überwachung, Pulsoximeter und eine erste Thermometrie an.
    6. Führen Sie einen Halskatheter (22 G) in die marginale Ohrvene oder die äußere Halsvene ein.
  2. Anästhesie
    1. Für die Induktion der Anästhesie verabreichen Sie einen Bolus von Propofol (1-4 mg / kg IV), bevor Sie mit der Intubation beginnen. Wenn eine oberflächliche Anästhesie festgestellt wird, verabreichen Sie einen zusätzlichen Bolus von Midazolam 0,2 mg / kg IV und fahren Sie nach ~ 5 Minuten mit der Intubation fort.
    2. Intubation
      1. Bringen Sie das Schwein in Bauchlage.
      2. Bitten Sie einen Assistenten, das Maul des Tieres mit zwei Schlingen Gaze und / oder einem Mundspreizer offen zu halten. Sprühen Sie 1 ml (10 mg) Lidocain in den Kehlkopf mit einer 2 ml nadellosen Spritze, warten Sie 30-60 s, um den Kehlkopf zu desensibilisieren, und fahren Sie dann fort.
      3. Platzieren Sie einen Endotrachealtubus (ETT) mit einem Innendurchmesser von 6,5 mm mit einem Laryngoskop. Verwenden Sie ein Laryngoskop, um zu visualisieren, die Epiglottis aus dem weichen Gaumen zu verdrängen und einen Stilt in den ETT zu legen, um eine bessere Manipulation zu ermöglichen.
        HINWEIS: Das Maul des Schweins kann nicht weit geöffnet werden und der Abstand von der Nasenspitze zum Kehlkopf ist groß. Daher ist die Visualisierung der Rima-Glottis begrenzt. Daher helfen das ETT und das Stilt bei der Visualisierung.
    3. Wenn Sie das Beatmungsgerät anschließen, geben Sie bei Bedarf zusätzliche Medikamente ein: Midazolam 0,5 mg/kg IV und/oder Alfentanil 30 μg/kg IV.
    4. Verwenden Sie die folgenden Beatmungsgeräteeinstellungen: Lautstärkeregelung (VCV) mit einem voreingestellten Tidalvolumen von 10 ml/kg, was zu einem maximalen inspiratorischen Druck (PIP) von 11-15 cmH2 0 führt, einem positiven endexspiratorischen Druck PEEP von 2-5 cmH20; Atemfrequenz: 12-16 Brpm zur Aufrechterhaltung des Endgezeiten-CO2 (ETCO2) zwischen 35-45 mmHg; FiO2: 50% (zu reduzieren, wenn die Sättigung 100% beträgt); Sevofluran 2,5%.
    5. Für Analgesie verwenden Sie Alfentanil 0,5-1 μg· (kg·min) -1 CRI.
    6. Verabreichung eines Bolus von 10 ml/kg Plasmalyt 3-5 ml· (kg·h) -1 über 10-20 Minuten zur Korrektur der Hypotonie aufgrund von Hypovolämie.
    7. 1 g Cefazolin IV verabreichen. Verabreichen Sie für jede 2 Stunden der Operation zusätzliche 500 mg Cefazolin IV.
      HINWEIS: Eine Übersicht über die Notfallmedikamente, die im Operationssaal zur Hand zu haben sind, finden Sie in Tabelle 1. Die Harnblasenkatheterisierung ist bei männlichen Schweinen schwierig und für dieses Verfahren im Allgemeinen nicht erforderlich.
    8. Rasieren Sie die Brust- und Halsregion des Tieres.
    9. Tragen Sie Tierarztsalbe auf die Augen auf, um Trockenheit und Augenreizungen während der Anästhesie zu vermeiden.
    10. Überwachen Sie kontinuierlich die Vitalparameter. Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie mindestens alle 10 Minuten, indem Sie beurteilen, ob der Kiefertonus entspannt ist, der Palpebralreflex fehlt, die Augen gedreht sind und es keine Verhaltenszeichen einer Erregung gibt. Überprüfen Sie die Farbe der Schleimhaut und die Kapillarnachfüllzeit, um die Gewebedurchblutung zu bewerten. Erfassen Sie alle Daten zusammen mit allen verabreichten Medikamenten in einer individuellen Anästhesietabelle.
    11. Platzierung der arteriellen Leitung
      1. Bereiten Sie das Druckleitungssystem vor. 5000 IE Heparin in einen intravenösen Beutel mit 500 ml 0,9% NaCl geben.
      2. Bringen Sie das Tier in Rückenlage zurück. Strecken Sie das Bein aus und lokalisieren Sie die Oberschenkelarterie mit Ultraschall mit der Gefäßsonde in der Halsschlagader. Desinfizieren Sie die Leistenzone mit Chlorhexidin. Verwenden Sie Umonium zur Sterilisation der Ultraschallsonde (oder verwenden Sie eine sterile Schallkopfabdeckung) und verwenden Sie sterile Handschuhe, um die antiseptische Technik zu gewährleisten.
      3. Punktieren Sie die Oberschenkelarterie mit Ultraschallführung. Führen Sie einen 3-Fr-Mantel mit der Seldinger-Technik ein.
        HINWEIS: Aufgrund des geringen Durchmessers der Oberschenkelarterie kann es hilfreich sein, einen Assistenten den Führungsdraht durch die Nadel einführen zu lassen. Nur die Aktion des Anhebens der Ultraschallsonde kann die Nadelspitze verrenken.
      4. Befestigen Sie die Scheide mit einer Naht. Verbinden Sie den Mantel mit dem Wandler und bündigen Sie. Überwachen Sie den arteriellen Blutdruck in Echtzeit.

2. Chirurgie

  1. Präparat
    1. Stellen Sie sicher, dass sich das Tier in Rückenlage in einer stabilen Position befindet. Für zusätzliche Stabilität legen Sie vorgewärmte Infusionsbeutel in eine paraspinale Position, um das Tier zu stützen.
    2. Legen Sie die Erdungsplatte der Elektrokauterisation unter das Tier. Verwenden Sie eine kleine Menge Ultraschallgel, um den richtigen Kontakt mit der Haut zu gewährleisten.
    3. Hautvorbereitung: Rasieren Sie das Tier in den folgenden Regionen: Hals, obere Gliedmaßen, vorderer Thorax, oberer Teil des Abdomens, Leisten- und EKG-Elektrodenstellen. Führen Sie drei abwechselnde Peelings mit Alkohol 70% und Jod 2% durch, um die Haut richtig zu desinfizieren.
    4. Legen Sie sterile Vorhänge. Wickeln Sie die Krallen des Tieres auch in sterile Laken oder Handschuhe. Verwenden Sie sterile Gaze, um sie zurückzuziehen.
    5. Um sterile Bedingungen zu gewährleisten, drapieren Sie den Operationsbereich mit sterilen chirurgischen Abdeckungen, verwenden Sie sterile Instrumente und arbeiten Sie unter sterilen Bedingungen bis zum Hautverschluss.
      HINWEIS: Während des gesamten Eingriffs müssen Chirurgen eine Haarkappe, eine Mundmaske, ein OP-Kleid und sterile Handschuhe tragen.
  2. Chirurgische Platzierung eines permanenten zentralvenösen Katheters (CVC)
    1. Machen Sie einen 5 cm großen Schnitt in der Rille am medialen Rand des Musculus sternocleidomastoideus. Sezieren Sie stumpf, bis die Vena jugularis interna erreicht ist.
    2. Entfernen Sie faseriges Gewebe um die Vene und legen Sie eine quadratische Naht (= 3 bis 4 Stiche, die einen Kreis bilden) mit Prolene 6-0 um die gewünschte Katheterstelle, um die Gefäßkontrolle zu erlangen.
    3. Kanülieren Sie die Vena jugularis interna mit einem 3-fachen Dreifachlumen-CVC unter Verwendung der Seldinger-Technik. Ziehen Sie die Prolene 6-0 Naht um den Katheter fest.
    4. Fixieren Sie den Griff des Katheters am Musculus sternocleidomastoideus.
    5. Tunneln Sie die drei Katheterleuchten separat: Verwenden Sie eine große stumpfe Sezierschere, um den Tunnel zu erstellen, und eine atraumatische Klemme, um die Katheterleuchte durch den Tunnel zu ziehen.  Befestigen Sie die Enden des Katheters fest an der Haut und setzen Sie den nadelfreien Injektionsanschluss auf. Die Austrittsstellen der Katheterleuchte befinden sich hinter dem Ohr und so weit wie möglich von der Schnittstelle entfernt, um eine maximale Flugbahnlänge des Katheters unter der Haut zu gewährleisten.
    6. Schließen Sie die Inzisionsstelle in zwei Schichten.
  3. Sternotomie
    1. Machen Sie einen medianen Schnitt vom Manubrium des Brustbeins bis 3 cm unterhalb des Xiphoid-Prozesses, bis das Brustbein sichtbar wird.
    2. Sezieren Sie unverblümt kaudal aus dem Xiphoid-Prozess. Legen Sie einen Finger auf die viszerale Seite des Brustbeins und entfernen Sie das Bindegewebe so weit wie möglich nach der viszeralen Sternaloberfläche.
      HINWEIS: Das Bindegewebe wird entfernt, um eine Myokardverletzung während der Durchführung der Sternotomie zu verhindern.
    3. Verwenden Sie die Brustkorbsäge, um das Brustbein zu spalten. Kontrollieren Sie alle Blutungsstellen. Verwenden Sie den Brustbeinspreizer, um den Zugang zur Brusthöhle zu vergrößern. Vermeiden Sie es, die Pleura zu beschädigen.
    4. Öffnen Sie das Perikard vorsichtig und verwenden Sie Suspensionsnähte, um es aus dem chirurgischen Bereich fernzuhalten.
  4. Platzierung der Herzschrittmachermine (siehe Abbildung 1)
    1. Platzieren Sie eine Herzschrittmachermine auf dem linken Vorhof.
      1. Testen Sie den Aus- und Rückzugsmechanismus der Befestigungsschraube des Bleis. Setzen Sie dann die Spitze auf eine (gekrümmte) Pinzette und krümmen Sie den Stylet bei Bedarf um 60°.
      2. Legen Sie eine Kompresse auf den linken Ventrikel und ziehen Sie ihn vorsichtig zur Seite, um einen Blick auf den linken Vorhof zu haben.
        HINWEIS: Druck auf den Ventrikel führt schnell zu Hypotonie. Stellen Sie sicher, dass der Anästhesist dies mit niedrig dosiertem Noradrenalin durch das CVC antizipiert. Lassen Sie den Ventrikel los, wenn der mittlere Blutdruck für >20 s unter 40 mmHg fällt. Fahren Sie erst fort, wenn sich der Blutdruck des Tieres normalisiert hat.
      3. Legen Sie nach der Visualisierung des linken Vorhofs die Bleispitze fest an die linke vorhoffreie Wand, so nah wie möglich an den Lungenvenen und so weit wie möglich vom Ventrikel entfernt. Schrauben Sie es ein, indem Sie die Helix in das Vorhofgewebe verlängern, vorzugsweise mit einer leichten Neigung. Tun Sie dies so schnell wie möglich und lassen Sie den Druck auf den linken Ventrikel sofort los.
      4. Messen Sie die Erfassungs- und Schrittmacherschwelle und Impedanz der Leitung mit einem programmierbaren elektrischen Stimulator oder Schrittmacherprogrammierer. Stellen Sie sicher, dass es beim Pacing bei hohen Spannungen (10 V) keine ventrikuläre Übererfassung (breites QRS auf EKG) gibt. Wenn Sie nicht zufrieden sind, ziehen Sie die Helix des Leads zurück und beginnen Sie mit Schritt 2.4.1.1 von vorne.
        HINWEIS: Der normale Pacing-Schwellenwert sollte <1 V mit einer Pulsbreite von 0,5 ms (typischerweise ~ 0,5 V @ 0,5 ms) betragen.
    2. Platzieren Sie eine Herzschrittmachermine auf dem rechten Vorhof, völlig analog zur Platzierung der linken Vorhofleitung.
    3. Stellen Sie sicher, dass beide Leitungen den Thorax an der Mittellinie verlassen. Die linke Vorhofleitung muss durch das subkutane Bauchfett vom Xiphoidfortsatz zur linken Flanke getunnelt werden, die rechte Vorhofleitung zur rechten Flanke.
    4. Machen Sie eine Schrittmachertasche in das Unterhautfett an der linken und rechten Flanke des Schweins. Verbinden Sie die Herzschrittmacher mit den Leitungen und legen Sie sie in die Taschen. Verbinden Sie einen Herzschrittmacher, der in der Lage ist, (50 Hz) Burst-Pacing mit der linken Vorhofleitung durchzuführen (um Pacing zu ermöglichen) und einen Herzschrittmacher eines anderen Herstellers (um Übersprechen zu vermeiden, während beide Herzschrittmacher gleichzeitig ausgelesen werden) mit der rechten Vorhofleitung (um das Erfassen zu ermöglichen). Schließen Sie in 2 Schichten mit klassischen Einzelnähten, die innere Schicht mit Vicryl 1-0 und die äußere Schicht mit Mersilene 0.
  5. Induktion einer sterilen Perikarditis
    1. Legen Sie die Vorhöfe wieder frei, indem Sie die Ventrikel vorsichtig zur Seite ziehen. Bedecken Sie die Ventrikel mit Gaze (und nehmen Sie die Gaze danach weg).
    2. Sprühen Sie steriles Talkum über die epikardiale Oberfläche beider Vorhöfe mit dem Spender, der in der Packung enthalten ist. Da Bradykardie und Hypotonie dieser Manipulation folgen, geben Sie dem Herzen genügend Zeit, sich nach etwa einer Minute spontan zu erholen; Falls erforderlich, beginnen oder erhöhen Sie (die Infusionsrate von) einen Noradrenalin-Tropf.
    3. Lassen Sie eine Schicht sterile Gaze (5 cm x 5 cm) auf der epikardialen Oberfläche beider Vorhöfe: ein Stück links und ein rechts.
    4. Überprüfen Sie die Position der Schrittmacherführung ein letztes Mal, bevor Sie mit dem Schließen beginnen.
  6. Schließen der Brust
    1. Lassen Sie einen Abfluss im Mediastinum und tunneln Sie ihn zur Hautoberfläche. Schließen Sie den Abfluss an ein steriles Vakuumglas an; Öffnen Sie die Verbindung, wenn die erste Schicht der Haut geschlossen ist (um Luftleckagen zu vermeiden). Entfernen Sie den Abfluss, wenn Sie das Tier zurück in seinen Stall bringen.
    2. Schließen Sie das Perikard mit Prolene 6-0.
    3. Schließen Sie das Brustbein mit einer klassischen Cerclage-Technik mit Edelstahldraht.
    4. Schließen Sie die Unterhaut in zwei Schichten mit resorbierbarem Faden.
    5. Führen Sie einen Sternalblock durch, indem Sie 5 ml 0,5% Bupivacain in die Haut infiltrieren; Stellen Sie sicher, dass Knochenkontakt mit dem Brustbein das Periost infiltriert.
      HINWEIS: Alternativ könnte es noch besser sein, eine präventive Analgesie zu verwenden, indem Sie den Sternalblock VOR dem Schnitt des Brustbeins durchführen.
    6. Schließen Sie die Haut mit einer kontinuierlichen intradermalen Naht mit resorbierbarem Faden.

3. Postoperative Versorgung

  1. Schalten Sie nach und nach alle Beruhigungsmittel aus, während Sie die Haut des Tieres schließen.
  2. Halten Sie das Tier im Operationssaal mit genauer Überwachung der Körpertemperatur, Beatmung und Atemwegsdurchgängigkeit, Sauerstoffversorgung und hämodynamischen Parameter.
  3. Aufgrund eines erheblichen Abfalls der Körpertemperatur, der häufig während des Eingriffs auftritt, halten Sie das Tier mit Decken, Heizkissen und heißen Packungen warm. Stellen Sie während der Genesung Sauerstoff zur Verfügung, insbesondere wenn Schüttelfrost bemerkt wird.
  4. Tragen Sie ein Fentanylpflaster von 50 μg / h für die postoperative Analgesie auf. Da es eine Verzögerung von 6-8 h gibt, bevor das Fentanylpflaster wirksam wird, verabreichen Sie 0,05-0,1 mg/kg Morphin subkutan, um diesen Zeitraum zu überbrücken.
  5. Wenn das Tier stabil ist, zeigt es einen Anstieg der Körpertemperatur; kann seinen Kopf heben; schluckt; zeigt normale Augenreflexe; und atmet spontan, frei und tief ohne ETT an Ort und Stelle, ohne Anzeichen einer Obstruktion der oberen Atemwege; Es kann zurück zum Stift transportiert werden. Bereitstellung von Heizmitteln während der Erholungsphase (z. B. Infrarotlampe, Heizmatte, Decken).
    HINWEIS: Vermeiden Sie es, das Tier zu früh wieder in den Stall zu stecken , da ein Atemstillstand möglich ist, auch Stunden nach dem Absetzen von Betäubungsmitteln.
  6. Führen Sie eine Untersuchung des Tieres durch: alle 15 Minuten während der ersten Stunde postoperativ, dann stündlich für die ersten 4–6 h oder häufiger, wenn sich das Tier nicht wohl fühlt. Wenn das Tier Anzeichen von Schmerzen zeigt, verabreichen Sie zusätzlich Morphin subkutan 0,025–0,05 mg/kg alle 2 h, bis es angenehm ist. Verabreichen Sie 1 g Cefazolin 8 und 16 h nach der Operation.
    HINWEIS: Die Schmerzbeurteilung besteht aus subjektiven Elementen wie Einstellung, Verhalten (Stehen, Essen, Trinken) und Grimasse. Objektive Anzeichen von Schmerzen sind erhöhte Herzfrequenz, erhöhte Atemfrequenz und oberflächliche Atmung. Das Tier kehrt innerhalb von 24 Stunden zu seinem normalen Zustand und Verhalten zurück. Entfernen Sie das Fentanylpflaster am Tag 3 nach der Operation.

4. Vorhoftachypacing zur Induktion von Vorhofflimmern

  1. Injizieren Sie Ketamin 10 mg/kg und Midazolam 0,5 mg/kg intramuskulär (ohne Atropin) und warten Sie, bis eine ausreichende Sedierung erreicht ist.
  2. Wiegen Sie das Schwein erneut für die Nachsorge. Legen Sie das Tier in eine Fesselschlinge und bringen Sie es in den Operationssaal.
  3. Befestigen Sie die Überwachung von EKG und Sauerstoffsättigung und legen Sie die Köpfe des Programmierers über ihre entsprechenden Herzschrittmacher. Befragen Sie die Herzschrittmacher.
  4. Überprüfen Sie die Herzschrittmachereinstellungen auf das Auftreten eines spontanen Vorhofflimmerns. Achten Sie auf eine ventrikuläre Bleiwarnung, wenn Sie einen Zweikammer-Herzschrittmacher verwenden.
  5. Bestimmen Sie Impedanz-, Erfassungs- und Schrittmacherschwellen. Wenn Sie elektrophysiologische (EP) Studien durchführen, halten Sie immer das Tempo bei der doppelten Schwellenspannung und achten Sie während des Experiments auf einen Anstieg der Spannungsschwelle.
  6. Bestimmen Sie die atrial effective refractory period (AERP), angenähert durch die kürzeste Zykluslänge, bei der die 1:1-Erfassung während des Burst-Pacings aufrechterhalten wird.
    HINWEIS: Diese Methode unterscheidet sich von der klinischen AERP-Bestimmung, ist aber für dieses Protokoll relevanter.
  7. Bestimmen Sie die Leitungszeit zwischen linken und rechten Vorhofleitungen, indem Sie die Zeit zwischen dem Beginn der Schrittmacherspitze und der Vorhofdepolarisation auf der rechten Vorhofleitung messen.
  8. Für das erste Protokoll wenden Sie ein Burst-Tempo für 20 s mit einer Zykluslänge von AERP + 30 ms an. Überprüfen Sie nach dem Beenden des Tempos das Vorhandensein von AF und messen Sie, wie lange die Episode dauert. Halten Sie zwischen jeder Pacing-Sitzung mindestens 5 s inne und warten Sie, bis sich die Sinusrhythmus-Herzfrequenz auf den Ausgangswert erholt hat. Wiederholen Sie dies ≥10 Mal; Beachten Sie die Anzeige der AF-Induzierbarkeit als Prozentsatz - den Anteil der "erfolgreichen" Versuche an der Gesamtzahl der Versuche, einen AF zu induzieren.
    HINWEIS: Nur Episoden > 5 s werden als relevant angesehen.
  9. Für das zweite Protokoll wenden Sie eine Berstgeschwindigkeit für 20 s an, beginnend mit einer Zykluslänge von AERP + 20 ms. Verringern Sie während des folgenden Bursts die Zykluslänge bis zur minimalen Zykluslänge mit 1:1-Aufnahme. Wiederholen Sie dies mindestens 10 Mal. Beachten Sie die AF-Dauer und die AF-Induktibilität.
  10. Für das dritte Protokoll wenden Sie eine Berstgeschwindigkeit für 5 s bei 50 Hz an. Wiederholen Sie dies mindestens 10 Mal. Beachten Sie die AF-Dauer und die AF-Induktibilität.
  11. Lassen Sie das Tier erwachen oder fahren Sie mit anderen Verfahren fort (z. B. Echokardiographie, Behandlung, Blutabnahme)

5. Euthanasie

  1. Nach dem Experiment – das einen Monat dauerte – werden die Tiere mit einer Überdosis IV-Pentobarbital (50 mg/kg, IV) eingeschläfert. Humane Endpunkte für Euthanasie waren anhaltende Anzeichen von starken Schmerzen oder Beschwerden trotz adäquater Behandlung. Dies wird täglich klinisch beurteilt: Alarmierende Anzeichen sind Bluthochdruck, Tachykardie, erhöhte Atemfrequenz, Verhaltensänderungen (Unruhe, Immobilisierung, Vokalisation) und Kieferpressen.

6. Scheinchirurgie

  1. Führen Sie das gleiche Protokoll durch, ohne Talkum über das Vorhofepikard zu sprühen oder eine Schicht steriler Gaze zu hinterlassen.

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Ergebnisse

Morbidität und Mortalität:
Als wir mit der Entwicklung dieses Modells der sterilen Perikarditis bei Aachener-Minischweinen begannen, stellten wir eine perioperative Mortalität von 4 von 17 Schweinen (23,5%) fest: 3 von 4 Todesfällen traten in den ersten 6 Operationen aufgrund eines "Lernkurveneffekts" auf. Die Ätiologien waren die folgenden: 2 Schweine starben an postoperativem Atemstillstand; Dieses Problem wurde gelöst, indem die Dosis von Alfentanil reduziert wurde. Ein Schwein starb an Kammerflimm...

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Diskussion

Ein zuverlässiges Großtiermodell ist ein wichtiger Vorteil für die Erforschung der atrialen Myopathie und des Vorhofflimmerns und die Entwicklung neuartiger Therapien für Vorhofflimmern. Die Implantation von Herzschrittmacherleitungen auf dem Vorhofepikard ermöglichte eine Längsverfolgung und wiederholte elektrophysiologische Tests, was bei Kleintieren schwierig ist. Minipigs sind einfach zu handhaben, und ihre Herzen sind strukturell und physiologisch dem menschlichen Herzenähnlich 10.

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Offenlegungen

Keiner der Autoren hat einen Interessenkonflikt offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch ein Forschungsstipendium des Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) und ein Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) Stipendium (PID36444) der Universität Antwerpen unterstützt; durch ein Senior Clinical Investigator Fellowship (an VFS) und Forschungsstipendien des Fonds für wissenschaftliche Forschung Flandern (Antragsnummern 1842219N, G021019N, G0D0520N und G021420N); durch ein Forschungsstipendium von ERA.Net RUS Plus (2018, Project Consortium 278); durch ein Stipendium des Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). Wir danken den Firmen Abbott und Boston Scientific für das Sponsoring eines großen Teils der Schrittmacherleitungen und den Firmen Medtronic und Biotronik für die Ausleihe eines Schrittmacherprogrammierers. Wir danken den Tiermitarbeitern der Tiereinrichtung der Universität Antwerpen für ihre hervorragende Betreuung der Tiere.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Aachener Minischwein, 6 Monate alt, männlich, kastriert, Gewicht 15-25 kgCarfil
Anästhesie und VorbereitungEKG-Elektroden
Endotrachealtubus
InnomedCardio-aid 200B
HeizkissenOK.OUB60321
Intravenöser Katheter 22 GA, 1 ZollBD381323
Laryngoskop Klingengröße 4MillerSUS426601
MonitorGE Medical systems2600040-003
BeatmungsgerätDatex-Ohmeda1009-9000-000
RasiererAesculapGT 104 / REF 985203
SpritzentreiberpumpeFresenius Kabi082470
arterielle und zentralvenöse Leitungsplatzierung
3 Lumen Zentralvenenkatheter-Set, 7 Französisch, 16 cm, 0,032 Zoll FührungArrow medicalEU-22703-DE
arteral Katheter 3 Französisch, 8 cmVygon1,15,090
Caresite Luer-ZugangsgerätB. Braun415122-01
Flüssigkeiten: Infusionsbeutel mit Plasmalyt, Glukose 5%, NaCl 0,9% (500 mL oder 1000 mL)
heparinisierte Kochsalzlösung
Nadeln: 18 Ga / 40 mm und 22 Ga / 40 mm
Drucküberwachungsset, 195 cmEdwards LifesciencesT005021M
Druckschlauch 180 cmEdwards Lifesciences50P172
Naht mit Nadel
Spritzen Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL
UltraschallgelSeeland-Beschichtung446-1
Ultraschall mit GefäßsondePhilips GesundheitswesenEPIQ 7C / REF BZE1723
OP-Set
OP-Schere mit stumpfer SpitzeMartin11-934-25
60 Grad gebogene Debakey PinzetteAesculapFB403
Anatomische PinzetteAS13-102-16
Debakey PinzetteGeister10-0634
ElektrokautermodulAlsaAlsatom SU 140/D MPC
Halterungen für EdelstahldrahtCOBE013-123
MosquitoLeibinger32-01008
Nadeldreher, feinDelacroix-Chevalier50302-21
Nadeldreher, normalAesculapBM 77
RippenspreizerMartin24-178-01
SkalpellSwann-Morton0511Nr. 24
Schere für EdelstahldrahtJakobi411830
SpreadersAS16-058-00
BrustbeinsägeEure-Power5000020
BrustbeinsägeblattMicroAireZR-032M
Chirurgische Verbrauchsmaterialien
Desinfektionsmittel: Jod, Chlorhexidin
Elektrokauterstift mit Druckknopf, Kabel 5 mDongguan QueenMed EquipmentESPB4001LQ
MagensondeVygon390.12
Mersilene-0, 75 cmEthiconF2505H
Monocryl 3-0, 70 cmEthiconY423H
Mundmasken, Haarnetze
Oriflex-4 Isolierflasche für chirurgischeDrainagen Oriplast KrayerVK00352
Prolene 6-0, 75 cmEthicon8711H
Monofil Edelstahl Monofil NahtmaterialEthiconW995
Steril Abdecktücher3M9010
Sterile Gaze 20 x 10 cmStella35921
Sterile Handschuhe
Steriler OP-Kittel
Steritalc PF3Novatech16863
Vicryl-0, 75 cmEthiconV324H
Herzschrittmacher
Bipolare Stimulationsmine Fineline II Sterox EZ 58 cmBoston Scientific4474
Bipolare Stimulationsmine Tendril STS 58 cmAbbott2088TC
Ellegaard Gö ttingen Minipig Frame 3LomirDF H1PU
Ellegaard Gö ttingen Minipig Sling CoverLomirSS CEG1
Micropace HerzstimulatorBoston ScientificEPS 320
Herzschrittmacher für die StimulationMedtronicAzure XT DR MRT SureScan
Herzschrittmacher für die SensorikBiotronikEluna 8 DR-T
Herzschrittmacher Programmierer für die StimulationMedtronicCareLink Encore 29901A
Herzschrittmacher-Programmiergerät für die SensorikBiotronikICS 3000 DS CD-W US
Medication
Adrenalin 1 mg/mL, 1 mLSterop
Atropin 0,5 mg/mL, 1 mLSterop
Catapressan 150 µ g/mL, 1 ml ClonidinBoehringer IngelheimBE021402
Cefazolin 2 g PulverMylanBE319794
Cordaron 50 mg/ml, 3 mL AmiodaronSanofi
Durogesic 50 & micro; g/h FentanylpflasterJanssen-Cilag
Glukose 5%, 500 mLBaxterAE0063
Ketalar 50 mg/ml, 10 mLPfizer804101
Lanoxin 0,25 mg/ml, 2 mL Digoxin,Aspen
Marcain 0,5% + Adrenalin 1:200.000Aspen
Midazolam 5 mg/ml, 3 mLB. Braun3521740
Morfin 10 mg/ml, 1 mLSterop
NaCl 0,9%, 500 mLBaxterAKE1323
Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL NitroglycerinPohl Boskamp
Noradrenalin 1 mg/mL, 4 mLAguettant
Plasmalyt 1000 mLBaxterAKE0324
Propofol 10 mg/ml, 20 mLB. Braun3521810
Protamin 1400 I.E./ml, 5 mLLeo Pharma
Rapifen 0,5 mg/mL, 2 mLJanssen-Cilag95103
Seloken 1 mg/mL, 5 mL MetoprololAstraZeneca
Sevorane Quick Fill 100% Sevofluran, 250 mLAbbvie1283-415
Tracrium 10 mg/mL, 5 mL AtracuriumAspen
6,5 mm ID Covidien 115-65OR Externer Kardioverter-Defibrillator ,

Referenzen

  1. Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373(2021).
  2. Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
  3. Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. Atrial myopathy. JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).
  4. Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
  5. Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
  6. Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528(2020).
  7. Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
  8. Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).
  9. Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
  10. Schuttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
  11. Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
  12. Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
  13. Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
  14. Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).
  15. BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021).
  16. Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).
  17. Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021).
  18. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652(2011).

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