Dieses Protokoll stellt eine neue chirurgische Technik der Nierentransplantation von Mäusen vor, die sich auf eine modifizierte Strategie der arteriellen Anastomose konzentriert. Eine vaskuläre Nahttechnik, einschließlich einer einfachen und sichereren Harnleiter-Blasen-Anastomose-Methode, wird ebenfalls vorgestellt. Diese Modifikationen verkürzen die Operationszeit und verbessern die Erfolgsquote der Nierentransplantation der Maus.
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Methodenartikel
Eine modifizierte Operationstechnik zur Nierentransplantation bei Mäusen
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In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die Nierentransplantation bei Mäusen ist ein kompliziertes und herausforderndes chirurgisches Verfahren. Es gibt nur sehr wenige Publikationen, die die wichtigsten Schritte dieser Operation aufzeigen. Daher stellt dieser Artikel die Technik vor und weist auf die chirurgischen Vorbehalte hin, die mit dieser Operation verbunden sind. Darüber hinaus werden wichtige Modifikationen im Vergleich zum herkömmlichen Verfahren aufgezeigt. Zunächst wird ein Fleck der Bauchaorta geschnitten und so präpariert, dass die proximalen Bifurkationen der Nierenarterie, einschließlich der Harnleiterarterie, zusammen mit der Spenderniere en bloc transktiert werden. Dies reduziert das Risiko einer Harnleiternekrose und vermeidet die Entwicklung eines Harnwegsverschlusses. Zweitens wird eine neue Methode der vaskulären Anastomose demonstriert, die es dem Bediener ermöglicht, die Größe der Anastomose flexibel zu erhöhen oder zu verringern, nachdem die Nierentransplantationsreperfusion bereits eingeleitet wurde. Dies vermeidet die Entwicklung von Gefäßverengungen und intraabdominalen Blutungen. Drittens wird eine Technik gezeigt, die die Anastomose des empfindlichen Spenderharnleiters und der Empfängerblase ermöglicht, die kein Trauma verursacht. Die Einführung dieses Protokolls kann die Operationszeit verkürzen und die Schädigung der Blase des Empfängers reduzieren, wodurch die Operationserfolgsrate für die Empfängermäuse erheblich erhöht wird.
Einleitung
Seit Sakowitz et al. 1973 zum ersten Mal Mausmodelle der Nierentransplantation entwickelten 1, hat es sich als wichtiges experimentelles Werkzeug erwiesen, um die Mechanismen der ischämischen Transplantationsverletzung und der alloimmunen Abstoßung zu untersuchen sowie neue Behandlungen zu entwickeln, die darauf abzielen, das Überleben des Allotransplantats zu verlängern und möglicherweise eine immunologische Toleranz zu erreichen. Die Operationstechnik hat sich jedoch als komplex und sehr anspruchsvoll erwiesen und weist manchmal Komplikationen wie vaskuläre anastomotische Strikturen auf, die zu prärenalem nicht-immunologischem Nierentransplantatversagen2 führen, postrenales Versagen durch Ischämie und anschließende Nekrose des transplantierten Harnleiters, Einschränkungen der Anastomose des transplantierten Harnleiters und / oder der Urinblase des Empfängers, die zu einer Störung des Harnabflusses führen. All dies sind Gründe, warum die Nierentransplantation bei Mäusen nicht weiterentwickelt wurde und daher nicht weit verbreitet ist. Die Etablierung eines effektiven und langzeitstabilen Mausnierentransplantationsmodells ohne Gefäß- und Harnwegskomplikationen hat für viele Studien im Transplantationsbereich mit Fokus auf die renalen immunvermittelten aber auch Infektionskrankheiten noch unersetzliche Bedeutung3. Darüber hinaus bietet das Nierentransplantationsmodell der Maus im Vergleich zu anderen Organtransplantationen in murinen Modellen wie Lungen-, Herz- und Darmtransplantation 4,5 eine Chance, das Langzeitüberleben auch unter dem Setzen einer großen Histokompatibilitätsantigendisparitätzu untersuchen 3,6. Es wurde auch gezeigt, dass in der gleichen Umgebung von Spender-Empfänger-Stammkombinationen verschiedene Organtransplantationen wie Herz oder Niere durch unterschiedliche Dynamiken und Auslöser der Allotransplantatabstoßunggekennzeichnet sind 3. Darüber hinaus ist es aus nephrologischer Sicht ein geeigneteres Modell für die Untersuchung parenchymalvermittelter Immunregulationsmechanismen im Kontext akuter und chronischer Abstoßungsereignisse als einfache Hauttransplantationsexperimente.
Auf der Grundlage früherer Berichte über die Operationstechnik der Nierentransplantation bei Mäusen 3,7,8,9 zeigen wir hier die folgenden zuverlässigen Verbesserungen, die in den letzten 10 Jahren in unserer Gruppe 10,11,12 erfolgreich angewendet wurden: Erstens wird die Harnleiterarterie sicher konserviert, da die Nierenarterie en bloc reseziert wird zusammen mit dem jeweiligen Teil der Bauchaorta. Zweitens eine neue, einfache und schnelle Technik einer knotenlosen vaskulären Anastomose, bei der der letzte Stich der Anastomose nicht wie der traditionelle Ansatz mit dem Ende der oberen Bindung verbunden ist, sondern frei bleibt. Diese Technik ermöglicht es, die Größe der Anastomose nach der renalen Reperfusion zu erhöhen oder zu verringern, um Gefäßverengungen und intraabdominale Blutungen zu vermeiden. Drittens wurden 21 G und 30 G Spritzennadeln als zusätzliches Einstichführungswerkzeug verwendet, um den Spenderharnleiter in die Blasenwand des Empfängers zu implantieren, wodurch die Schädigung der Blase des Empfängers verringert und die Bildung einer strikturfreien Anastomose erleichtert wurde.
In diesem Bericht verglichen wir auch die traditionelle, weit verbreitete Technik mit der modifizierten, die in unserem Labor etabliert ist, und fanden keinen signifikanten Unterschied im Grad der renalen tubulären Atrophie und der interstitiellen Gewebefibrose der Nierentransplantation. In früheren Studien haben wir die Ergebnisse dieser neuen Technik zusätzlich mit der herkömmlichen Methode in Bezug auf lokale Blutungen, Thrombosen, Zeit für die Durchführung der Gefäßanastomose und Überlebensrate verglichen. Wir fanden Verbesserungen wie eine signifikante Reduktion lokaler Thromboseereignisse (1,1% gegenüber 6,6%), eine verkürzte Zeit für das Anastomoseverfahren und ein hochgradig reproduzierbares Langzeitüberleben des syngenen Nierentransplantats (95% gegenüber 84% mit dem klassischen Ansatz)10.
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Protokoll
Alle Tierversuche wurden nach den Richtlinien der Richtlinie 2010/63/EU des Europäischen Parlaments zum Schutz von Tieren durchgeführt, die für wissenschaftliche Zwecke verwendet werden (Tierethikkarte: Niedersächsisches Ministerium für Lebensmittel- und Arzneimittelsicherheit, #33.9-42502-04-11/0492). Führen Sie Verfahren mit sterilen chirurgischen Instrumenten und Verbrauchsmaterialien (autoklaviert) durch und versuchen Sie, den Operationsbereich so steril wie möglich zu halten.
HINWEIS: C57BL/6J männliche Mäuse dienten als Spender und Empfänger (syngenes Transplantationsmodell), während Balb / c-Mäuse als Nierenallotransplantatempfänger dienten (Modell zur Untersuchung der akuten Allotransplantatabstoßung Modell9). Die Mäuse waren zwischen 8-12 Wochen alt, wogen bei der Transplantation ~ 25-30 g und wurden unter Standardbedingungen untergebracht. Die in diesem Manuskript berichteten Daten wurden von vier Chirurgen generiert, die Erfahrung in der Mäusechirurgie haben.
1. Vorbereitende Schritte
- Verwenden Sie für die Operation eine Reihe von mikroskopischen Instrumenten, einschließlich einer Mikroschere, einer Mikropinzette, eines Nadelhalters, mikrohämostatischer Klemmen und eines elektrochirurgischen Stifts. Führen Sie Nähte mit 7/0er, 10/0er oder 4/0er Nylonmonofilament durch.
- Für die Anästhesie, legen Sie die Maus in die Box zum Einatmen von Isofluran (2%) für etwa 40-60 s, um Bewusstlosigkeit zu induzieren.
- Sobald die Maus betäubt ist, wiegen Sie die Maus.
- Je nach Gewicht der Maus eine intraperitoneale Injektion von Ketamin (100 mg/kg) + Xylazin (10 mg/kg) + Acepromazin (2 mg/kg) zur Betäubung der Maus13 auftragen. Bestätigen Sie, dass die Maus betäubt ist, indem Sie eine mangelnde Reaktion auf eine Zehenzwicke beobachten.
- Wenn die Anästhesie wirksam geworden ist, schneiden Sie das Bauchfell ab. Fixieren Sie dann die Maus auf dem Operationstisch, indem Sie die Gliedmaßen mit einem sterilen Abdeckband locker immobilisieren.
- Desinfizieren Sie den Bauch der Maus, nachdem Sie die Maus auf den Operationstisch gelegt haben. Führen Sie eine Desinfektion mit abwechselndem Peeling von Povidoniodid (Iodophor) und Alkohol dreimal durch (verwenden Sie ein konzentrisches Muster, beginnen Sie mit dem Peeling in der Mitte des Abdomens und bewegen Sie sich nach außen) und drapieren Sie die Maus dann ordnungsgemäß mit einem fenestrierten chirurgischen Handtuch.
- Tragen Sie Augensalbe auf und bewahren Sie die Sterilität während des gesamten Eingriffs.
HINWEIS: Antibiotika werden während des gesamten Verfahrens nicht empfohlen, da diese Substanzen die immunologischen Reaktionen beeinflussen können.
2. Verfahren für die Operation des Spenders
- Verwenden Sie eine Schere, um die Haut zu schneiden und führen Sie einen Kreuzbauchschnitt von ca. 3-4 cm durch. Schneiden Sie die Muskeln der Bauchdecke ab. Bedecken und entfernen Sie vorsichtig die Eingeweide mit einer salzhaltigen Gaze.
- Verwenden Sie ein Wattestäbchen, um den Darm, den Magen und die Milz vorsichtig in Richtung der rechten Seite (aus der Sicht der Maus) zu entfernen, bedecken und bewegen Sie die Eingeweide vorsichtig mit einer salzhaltigen Gaze weg.
- Verwenden Sie eine Mikrozange, um die linke Niere, die Aorta und die untere Hohlvene (IVC) freizulegen.
- Verwenden Sie einen elektrochirurgischen Bleistift, um die linken Lendenvenen, einschließlich ihrer darunter liegenden Äste und anderer kleiner Gefäße zusammen mit dem linken Nebennierengefäß, vorsichtig zu kauterisieren.
- Verwenden Sie Mikroscheren und Pinzetten, um den linken Harnleiter zu sezieren und vorsichtig aus dem umgebenden Gewebe zu mobilisieren. Schneiden Sie es sauber in der Nähe der Harnblase ab. Mobilisieren Sie die Aortenregion zwischen den linken und rechten Nierenarterien von etwa 2 mm Länge.
- Verwenden Sie eine Mikropinzette, um die infrarenale untere Vena cava (IVC) und die Aorta zu trennen, und verwenden Sie dann eine gekrümmte Pinzette, um unter die Aorta zu gehen, um eine lose Krawatte aus 7-0-Seidennaht um dieses Gefäß zu legen.
- Kreuzklemmen Sie den Bereich der Aorta unterhalb der rechten Nierenarterie und der Vena cava inferior (IVC) mit zwei 5 mm Mikrovaskulärklemmen.
- Transsektieren Sie die linke Nierenvene aus der Vena cava.
- Verwenden Sie eine Spritze, um die Aorta mit 1 ml Heparin-Kochsalzlösung (60 E/ml) zu spülen.
- Verwenden Sie eine Mikrozange, um die in Schritt 2.5 angewendete Ligatur festzuziehen. Schneiden Sie dann die Aorta sowohl unterhalb der Ligatur als auch unterhalb der proximalen Klemme ab. Dabei werden die proximalen Verzweigungen der Nierenarterie (bitte beachten Sie, dass die arterielle Öffnung ordentlich geschnitten werden muss, da sonst die Anastomose beeinträchtigt wird) und die Harnleiterarterie eingeschlossen und en bloc transektiert. Bereiten Sie sich sorgfältig vor, damit die empfindliche Harnleiterarterie vollständig erhalten bleibt.
- Verwenden Sie den elektrochirurgischen Bleistift und die Pinzette, um die linke Niere und die zugehörigen Gefäße vollständig zu befreien, indem Sie vorsichtig alle Gefäße kauterisieren, die das Gewebe umgeben. Entfernen Sie die Niere und lagern Sie sie in Kochsalzlösung bei 4 °C.
- Euthanasieren Sie die betäubte Spendermaus durch Enthauptung.
3. Verfahren für die Bedienung des Empfängers
- Führen Sie die ersten chirurgischen Schritte (einschließlich Anästhesie und Sterilisation, siehe Schritte 1.1 bis 1.7) wie für die Spendermaus beschrieben durch.
- Verwenden Sie eine Schere, um den Bauch über einen mittleren Schnitt (etwa 2,5 cm lang) zu öffnen, und bedecken Sie dann die Bauchorgane mit einer feuchten Gaze mit Kochsalzlösung.
- Bewahren Sie die infrarenale Aorta und die untere Hohlvene (IVC) sorgfältig auf und stellen Sie sicher, dass jeder große Gefäßzweig kauterisiert ist. Verwenden Sie auch die elektrische Kauterisation, um den linken Harnleiter vorsichtig an einer Position proximal zum Nierenbecken zu sezieren. Entfernen Sie dann die linke Niere.
- Verwenden Sie Mikropinzetten und Wattestäbchen, um die Bauchaorta und die untere Hohlvene freizulegen und sie vom umgebenden Fettgewebe (ca. über 4 mm lang) zu lösen.
- Verwenden Sie zwei mikrovaskuläre Klemmen und positionieren Sie sie proximal und distal sowohl auf der unteren Hohlvene als auch auf der Bauchaorta.
- Verwenden Sie einen Mikronadelhalter, um eine 10/0 monofile (aus synthetischer Faser mit glatter Oberfläche) Nahtnadel zu führen, die proximal zu distal durch die Aortenwand platziert wird.
- Erreichen Sie eine elliptische Arteriotomie von ca. 1 mm mit einer sanften Aufwärtsbewegung der Naht, während Sie mit einer feinen, gebogenen Schere direkt unter der unteren Nadelfläche schneiden.
- Verwenden Sie eine Mikroschere, um die untere Hohlvene (IVC) in Längsrichtung mit einer ausreichenden Länge von ca. 1,5 mm zu schneiden. Positionieren Sie diesen Schnitt leicht unter seinem Aortengegenstück.
- Führen Sie die Aorta-Anastomose des Spenders und des Empfängers in einer End-to-Side-Weise durch. Legen Sie die Spenderniere auf die rechte Seite der unteren Hohlvene des Empfängers und richten Sie die Manschette der Bauchaorta des Spenders mit der Anastomose der Bauchaorta des Empfängers aus.
- Verwenden Sie einen Mikronadelhalter und zwei separate 10-0-Nähte, um die proximalen und distalen Enden der Anastomose zu nähen.
- Lassen Sie nach dem Binden die beiden langen Nähte, einschließlich der Nadel, an Ort und Stelle. Nähen Sie die linke Seite der Aortenwand der Anastomose kontinuierlich mit zwei gleichmäßig verteilten Stichen in distal-proximaler Richtung.
- Nach dem letzten Stich führen Sie die Naht durch eine teilweise Dicke der Gefäßwand über der oberen Bleibnähte.
- Verwenden Sie Mikrozangen, um gleichzeitig sanfte Traktion bis zum kurzen Ende der unteren Nahtbindung auszuüben.
HINWEIS: Bei dieser neuen knotenlosen Technik ist der letzte Stich nicht an das kurze Ende der oberen Bindung gebunden. - Verwenden Sie eine Mikrozange, um die transplantierte Niere in ihre normale Position zu bringen. Nähen Sie nun kontinuierlich die rechte Wand der Aortenanastomose mit drei Stichen proximal bis distal.
HINWEIS: Im Vergleich zur herkömmlichen Operationstechnik 7,8 wird die letzte Naht mit der distalen Krawatte in der Nähe verschmolzen. Binden Sie es nicht an das Ende der unteren Naht, sondern schneiden Sie es ab, um stattdessen eine freie Länge von 2-3 mm zu erhalten. - Führen Sie die venöse Anastomose mit dem gleichen Nahtverfahren wie zuvor beschrieben durch, mit dem Unterschied, dass für jede Seite der Anastomose vier bis fünf Stiche erforderlich sind. Der letzte Stich wird als freies Ende von ähnlicher Länge ähnlich der oben beschriebenen Aortenanastomose belassen.
- Nachdem Sie beide Anastomosen abgeschlossen haben, verwenden Sie einen trockenen Tupfer, um für etwa 10-20 s einen sanften Druck auf den vernähten Bereich auszuüben.
- Verwenden Sie eine Clip-Applikator-Pinzette, um beide Klemmen zu entfernen, zuerst die untere, dann die obere. Die Bauchhöhle mit 0,9% Natriumchlorid bei einer Temperatur von 38,0 °C abspülen.
- Beobachten Sie die Reperfusion der transplantierten Niere.
4. Harnleiterimplantation
- Verwenden Sie einen Mikronadelhalter, um mit einer 10/0-Naht (gerade Nadel) durch die Urinblase des Empfängers einzudringen, und führen Sie sie zur Orientierung in ein 21-G-Nadellumen ein (siehe Ergänzende Abbildung 1a).
- Führen Sie nun die 21 G Nadel, um ein Loch an der Stelle der vorherigen Nadelapplikation zu nähen (Ergänzende Abbildung 1b).
- Ziehen Sie die 21 G Nadel heraus (Ergänzende Abbildung 1c).
- Verwenden Sie einen Mikronadelhalter und eine 10/0-Naht, um das beschnittene Harnleiterende zu nähen (ohne Krawatte) und perforieren Sie die Blase mit dieser 10/0-Naht erneut an der Eintrittsstelle (Ergänzende Abbildung 1d).
- Verwenden Sie einen Mikronadelhalter, um das 10/0-Filament und den Harnleiter durch das konstruierte Loch in die Urinblase zu schleppen (Ergänzende Abbildung 1e).
- Verwenden Sie einen Mikronadelhalter und eine weitere 10/0-Naht, um den Harnleiter des Spenders an die Urinblase des Empfängers zu anastomosieren. Verbinden Sie hier die äußere Membran des Harnleiters mit der äußeren Membran der Blasenwand und führen Sie intermittierende Nähte mit 3 bis 4 Stichen durch. Ziehen Sie schließlich die Zugnaht heraus (Ergänzende Abbildung 1f).
- Verwenden Sie eine Pinzette, um den Darm wieder in die Bauchhöhle zu legen. Führen Sie zweischichtige Nähte durch (zuerst die Bauchmuskeln, gefolgt von der Haut), um die Bauchwunde mit einem 4/0-Filament zu schließen.
- Legen Sie die transplantierten Mäuse in eine sauerstoff- und temperaturkontrollierte Kammer, um sich nach der Operation zu erholen.
- Bei postoperativer Analgesie geben Sie Metamizol direkt 200 mg / kg pro OS nach der Operation.
Vier und 16 Stunden nach der Operation ergeben Metamizol 200 mg/kg pro OS plus Carprofen (5mg/kg) s.c. In der weiteren Nachuntersuchung wenden Sie Carprofen (5 mg / kg) s.c. alle 24 Stunden an drei aufeinanderfolgenden Tagen nach Operation13 an den transplantierten Mäusen an. Wenn Anzeichen einer unzureichenden Analgesie vorliegen, wird Buprenorphin zusätzlich alle 8 h s.c. 0,05 mg/kg verabreicht.
5. Kontralaterale Nephrektomie und Opfer der Empfängermaus
HINWEIS: Führen Sie 5 Tage nach der Transplantation eine kontralaterale Nephrektomie der Empfängermaus durch.
- Führen Sie die kontralaterale Nephrektomie der transplantierten Maus 5 Tage nach der Transplantation unter Narkose durch. Ligatieren und schneiden Sie die autologen rechten Nierenarterien und Venen des Empfängers ab, entfernen Sie die rechte Niere und schließen Sie die Bauchhöhle. Die postoperative Versorgung und Analgesie sind die gleichen wie zuvor beschrieben (siehe Schritt 4.7).
- Heben Sie den Zustand der Maus an und zeichnen Sie ihn auf. Stellen Sie der transplantierten Maus postoperative Analgesie, Nahrung und Wasserversorgung zur Verfügung.
- Opfern Sie vier Wochen nach der Transplantation die Hälfte der transplantierten Mäuse und führen Sie eine H & E-Färbung für ihre Nierentransplantationen durch.
- Opfern Sie 12 Wochen nach der Transplantation die verbleibenden Mäuse und führen Sie eine Masson Gold-Färbung dieser Nierentransplantationen durch.
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Ergebnisse
Vier Wochen nach der Transplantation zeigten sowohl die modifizierte Technik als auch die konventionelle Technik moderate Anzeichen einer renalen tubulären Atrophie14,15 im Vergleich zu den kontralateralen Nieren des nativen Empfängers (Abbildung 1). Der Grad der Nierentubuli-Atrophie zeigte keinen signifikanten Unterschied zwischen den beiden verschiedenen Techniken. Masson Goldners trichrome Färbung, die 12 Wochen nach der Transpla...
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Diskussion
Während das Hauttransplantationsmodell bei Mäusen einfach und leicht durchzuführen ist, um alloimmune Abstoßungsereignisse zu untersuchen, haben sich die chirurgischen Techniken zur Untersuchung der alloimmunbedingten entzündlichen Veränderungen nach Herz16 und Nierentransplantation10 als komplex und sehr anspruchsvoll erwiesen. Aus Sicht des Transplantationnephrologen hat die Etablierung eines effektiven und langzeitstabilen Mausnierentransplantationsmodells für viele funk...
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Danksagungen
Wir danken Dr. Tiantian Bai Team für die Hilfe bei der Sprachausgabe, Miss Mian Pao für ihre Hilfe bei der medizinischen Illustration. Diese Arbeit wurde unter anderem von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) zur Förderung internationaler Kooperationen (HO2581/4-1 to AH) und der National Science Foundation of China (NSFC; #81760291 bis FJ) unterstützt.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 30G-Nadeln | Braun | 456300-Acepromazin | |
| CP Pharma | Tranquisol | P-Bepanthen | |
| Augensalbe | Haus-Apotheke | PZN | 01578675-Bonn |
| Mikropinzette | FST | 11083-07-Box | |
| für Isolierung und Sauerstoffversorgung | Gerät RUSKINN | INVIV-C57BL | |
| /6J Mäuse | Charles River. Deutschland | keine Katalognummer-Carprofen | |
| Zoetis | Rimadyl 50 mg/ | ||
| ml-KATHETER-FEP 26G | TERUMO | Surflo-W-Clip | |
| Applikator Pinzette Typ | FST | 18057-14-Gebogene | |
| Pinzette | WPI | 14114-G-Cutasept | |
| Hautdesinfektion | VWR | BODL980365 | - |
| Dörrgerät | DIAPATH | Donatello-Elektrochirurgie-Pen | |
| Bovie | CHANGE-A-TIP-Einbettungsgerät | ||
| Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-P5-Ethanol | ||
| Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD | 100092683-Frozen | ||
| Plattform | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-L5-Mullpads | |
| , Wattestäbchen | Lohmann-Rauscher | 13353-Objektträger | |
| Servicebio | G6004-HE | ||
| Färbelösungsset | Servicebio | G1003-Heizmatte | |
| THERMO MAT PRO 30W | HTP-30-hämostatischer | ||
| Schwamm | CuraSpon | J1276A-Heparin-Lösung | |
| Haus-Apotheke | PZN 03029820 | - | |
| Eisbox | PETZ | Nr. Katalognummer | vorhanden-Bildgebungssystem |
| Nikon | Nikon DS-U3-Inhalationsanästhesiegerät | ||
| GROPPLER | BKGM 0616-Isofluran | ||
| CP Pharma | Isofluran CP 1 ml/ml-Ketamin | ||
| Zoetis | keine Katalognummer-Masson | ||
| Farbstofflösungsset | Servicebio | G1006-Metamizol | |
| WDT | kein Katalog | ||
| Nummer-Mikroschere | FST | 15000-00,15000-10-Micro | |
| Serrefine ( Klemme ) Abgewinkelt / 16 mm | FST | 18055-06-Mikroskop | |
| Leica | LEICAMZ6-Mikroskop | ||
| light | SCHOTT | KL2500LED-Neutral | |
| Zahnfleisch | SCRC | 10004160-Ofen | |
| Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd | GFL-230-Pathologie-Schneidemaschine | ||
| Shanghai Leica Instrument Co., Ltd | RM2016-Kochsalzlösung | ||
| (NaCl 0,9 %) | Haus-Apotheke | PZN | |
| 06178437-Schere | Peha Instruments | 991083/ | 4-Präparate |
| Servicebio | - | ||
| kleine Petrischale | Sarstedt | 8,33,900-gerade | |
| Pinzette | WPI | 14113-G-chirurgisches | |
| Band | BSN | 4120-Nahtbindezange | |
| - 10 cm | FST | 18025-10-Nähte | |
| (10-0) | Medtronic | N2540-Nähte | |
| (4-0) | ETHILON | V4940H | - |
| Nähte(7-0) | ETHILON | 1647H-Spritze | |
| (0,3 mL) | BD | 324826-Spritze | |
| (1 mL) | BD | ||
| 320801-Gewebespreizer | Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd | KD-P-Aufrechtes | |
| optisches Mikroskop | Nikon | Nikon Eclipse E100-Xylazin | |
| Bayer | Rompun | - | |
| Xylole | Sinopharm Group Chemisches Reagenz Co. LtD | 10023418 | - |
Referenzen
- Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplantation Proceedings. 5 (1), 721-725 (1973).
- Jiang, K., et al. Noninvasive assessment of renal fibrosis with magnetization transfer MR imaging: Validation and evaluation in murine renal artery stenosis. Radiology. 283 (1), 77-86 (2017).
- Tse, G. H., et al. Mouse kidney transplantation: Models of allograft rejection. Journal of Visualized Experiments. (92), e52163(2014).
- Okazaki, M., et al. et al.Costimulatory blockade-mediated lung allograft acceptance is abrogated by overexpression of Bcl-2 in the recipient. Transplantation Proceedings. 41 (1), 385-387 (2009).
- Chuck, N. C., et al. et al.Ultra-short echo-time magnetic resonance imaging distinguishes ischemia/reperfusion injury from acute rejection in a mouse lung transplantation model. Transplant International. 29 (1), 108-118 (2016).
- Zhang, Z., et al. Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations. Transplantation. 62 (9), 1267-1272 (1996).
- Wang, J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. Murine renal transplantation procedure. Journal of Visualized Experiments. (29), e1150(2009).
- Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine kidney transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (104), e52848(2015).
- Plenter, R. J., Jain, S., Nydam, T. L., Jani, A. H. Revised arterial anastomosis for improving murine kidney transplant outcomes. Journal of Investigative Surgery. 28 (4), 208-214 (2015).
- Rong, S., Lewis, A. G., Kunter, U., Haller, H., Gueler, F. A knotless technique for kidney transplantation in the mouse. Journal of Transplantation. , 127215(2012).
- Kreimann, K., et al. Ischemia reperfusion injury triggers CXCL13 release and B-cell recruitment after allogenic kidney transplantation. Frontiers in Immunology. 11, 1204(2020).
- Schmidbauer, M., et al. Diffusion-Weighted imaging and mapping of T1 and T2 relaxation time for evaluation of chronic renal allograft rejection in a translational mouse model. Journal of Clinical Medicine. 10 (19), 4318(2021).
- Wu, K., et al. Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model. Microsurgery. 26, 594-598 (2006).
- Haas, M. Chronic allograft nephropathy or interstitial fibrosis and tubular atrophy: what is in a name. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 23 (3), 245-250 (2014).
- Dang, Z., MacKinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3. Transplantation. 93 (5), 477-484 (2012).
- Yin, D., et al. Blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (172), e62007(2021).
- Zhang, Z., et al. Improved techniques for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 16 (2), 103-109 (1995).
- Mannon, R. B., et al. Chronic rejection of mouse kidney allografts. Kidney International. 55 (5), 1935-1944 (1999).
- Coffman, T., et al. Improved renal function in mouse kidney allografts lacking MHC class I antigens. Journal of Immunology. 151 (1), 425-435 (1993).
- Martins, P. N. Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).
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