Methodenartikel

Anästhesie und Intubation von präadoleszenten Mäusewelpen für die Herz-Thorax-Chirurgie

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DOI:

10.3791/64004

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2. Juni 2022

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1Molecular Cardiology and Biophysics Division, Victor Chang Cardiac Research Institute, 2St Vincent’s Clinical School, University of New South Wales Sydney, 3Department of Anaesthesia, The Children’s Hospital at Westmead, 4School of Child and Adolescent Health, University of Sydney

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Herz-Thorax-Operationsmodelle bei Mäusen im Alter von >7 Tagen erfordern eine Intubation, aber dies ist eine Herausforderung für vorpubertäre (8-14 Tage alte) Mauswelpen und es gibt wenig Informationen über Anästhesieschemata für die Intubation. Hier präsentieren wir Dosierungsschemata von Ketamin / Xylazin / Atropin bei 10 Tage alten C57BL / 6J-Mauswelpen, die eine endotracheale Intubation ermöglichen und gleichzeitig die Tiersterblichkeit minimieren.

Zusammenfassung

Murine chirurgische Modelle spielen eine wichtige Rolle in der präklinischen Forschung. Mechanistische Einblicke in die myokardiale Regeneration nach Herzverletzungen können aus kardiothorakalen Operationsmodellen bei 0-14 Tage alten Mäusen gewonnen werden, deren Kardiomyozyten im Gegensatz zu denen von Erwachsenen proliferative Kapazität behalten. Mauswelpen bis zu einem Alter von 7 Tagen werden durch Unterkühlung effektiv immobilisiert und benötigen keine Intubation für die Herz-Thorax-Chirurgie. Präadoleszente (8-14 Tage alte) Mauswelpen benötigen jedoch eine Intubation, aber dies ist eine Herausforderung und es gibt wenig Informationen über die Anästhesie, um die Intubation zu erleichtern. Hier präsentieren wir Dosierungsschemata von Ketamin / Xylazin / Atropin bei 10 Tage alten C57BL / 6J-Mauswelpen, die eine endotracheale Intubation ermöglichen und gleichzeitig die Tiersterblichkeit minimieren. Die empirische Titration von Ketamin/Xylazin/Atropin-Dosierungsschemata auf das Körpergewicht zeigte, dass die Reaktion auf die Anästhesie von Mauswelpen unterschiedlichen Gewichts nichtlinear war, wobei Dosen von 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg und 50/6/0,18 mg/kg die Intubation von Jungtieren mit einem Körpergewicht zwischen 3,15-4,49 g (n = 22), 4,50-5,49 g (n = 20) und 5,50-8,10 g (n = 20) erleichterten. beziehungsweise. Welpen mit niedrigerem Körpergewicht erforderten mehr Intubationsversuche als schwerere Welpen (p < 0,001). Das Überleben nach der Intubation korrelierte mit dem Körpergewicht (59%, 70% und 80% für Gruppen mit niedrigem, mittlerem und hohem Gewicht, R2 = 0,995). Für die Myokardinfarktchirurgie nach Intubation wurde eine chirurgische Anästhesieebene mit 4,5% Isofluran in 100% Sauerstoff induziert und mit 2% Isofluran in 100% Sauerstoff aufrechterhalten. Das Überleben nach der Operation war für die drei Gewichtsgruppen mit 92%, 86% und 88% ähnlich (p = 0,91). Zusammen mit Verfeinerungen der Tierbehandlungspraktiken für Intubation und Operation und der Minimierung der Kannibalisierung durch das Muttertier nach der Operation korrelierte das Gesamtüberleben für den gesamten Eingriff (Intubation plus Operation) mit dem Körpergewicht (55%, 60% und 70% für Gruppen mit niedrigem, mittlerem und hohem Gewicht, R2 = 0,978). Angesichts der Schwierigkeit bei der Intubation von 10 Tage alten Welpen und der damit verbundenen hohen Mortalität empfehlen wir, die Herz-Thorax-Chirurgie bei 10 Tage alten Welpen auf Welpen mit einem Gewicht von mindestens 5,5 g zu beschränken.

Einleitung

Murine-Modelle sind von unschätzbarem Wert in der präklinischen Herz-Thorax-Forschung, insbesondere wegen der Leichtigkeit, mit der gentechnisch veränderte Mauslinien erzeugt werden können, und auch wegen der Leichtigkeit, mit der die Mäuse chirurgisch manipuliert werden können, um pathologische Krankheitsmodelle bereitzustellen, die beispielsweise die Untersuchung der Myokardregeneration nach Herzverletzungen ermöglichen1 . In diesem Zusammenhang ist es von Interesse, dass im Gegensatz zu erwachsenen Mäusen, bei denen sich Kardiomyozyten aus dem Zellzyklus zurückgezogen haben, 0-2 Tage alte neonatale Mausherzen nach apikaler Resektion oder Induktion eines Myokardinfarkts mit minimaler Narbenbildung reparieren 2,3,4. Im Gegensatz dazu regenerieren sich 7 Tage alte neonatale Herzen unvollständig mit einer höheren Inzidenz von Narbenbildung 2,3. Da Kardiomyozyten in der Spitze des linken Ventrikels bis zu 2 Wochen nach der Geburt proliferative Kapazität behalten, können mechanistische Studien zur Regeneration nach Herzverletzungen bei 0-14 Tage alten Mäusen informativ sein, um therapeutische Ziele für die Regeneration des verletzten erwachsenen Herzens zu identifizieren5.

Die Entwicklung von Mausmodellen für Herzverletzungen beinhaltet chirurgische Manipulationen unter Narkose. Dies erfordert, dass der Thorax geöffnet wird, um Zugang zum Herzen zu erhalten, was im Allgemeinen Intubation und mechanische Beatmung erfordert. Mausbelastung, Körpergewicht und Alter beeinflussen die Empfindlichkeit gegenüber Anästhetika6. Erwachsene Mäuse können mit einer Vielzahl von Wirkstoffen betäubt werden, wobei ein übliches Intubationsschema Ketamin / Xylazin / Atropin bei 100/13/0,5 mg / kg 6,7 ist. Neugeborenen Mäusen (0-7 Tage alt) fehlt ein zentralisierter Schmerzreflex und sie können effektiv auf Eis immobilisiert und ohne Intubation operiert werden 6,8,9. Vorpubertäre (8-14 Tage alte) Mauswelpen können nicht mit Hypothermiebetäubt werden 9,10; Sie erfordern eine Intubation für die Herz-Thorax-Chirurgie. Es gibt keine früheren Studien zur Herz-Thorax-Chirurgie bei vorpubertären Mäusen, die weniger als 14 Tage alt sind. Nach unserer Erfahrung ist die Intubation von Isofluran-anästhesierten präadoleszenten Mäusen unter 14 Tagen schwierig. Das empfohlene injizierbare Anästhesieschema für Mäuse, die älter als 7 Tage sind, beträgt 50-150 mg / kg Ketamin und 5-10 mg / kg Xylazin10. Präadoleszente Mäuse entwickeln sich immer noch neurologisch und ihre Reaktionen auf Medikamente und Medikamentenstoffwechsel unterscheiden sich stark von erwachsenen Tieren6. Dies stellt ein erhöhtes Risiko für Flüssigkeits-, Elektrolyt- und Säure-Basen-Ungleichgewicht sowie Hypoglykämie und Hypothermie dar, nicht nur aufgrund ihrer hohen Stoffwechselrate, die ihre begrenzten Energiespeicher schnell erschöpft, sondern auch aufgrund ihrer thermoregulatorischen Unreife 6,11,12. Daher gibt es nur wenige Informationen über Anästhetika, die sowohl die Intubation erleichtern als auch das Überleben von vorpubertären Mäusen maximieren.

Hier titrierten wir empirisch Dosierungsschemata von Ketamin / Xylazin / Atropin bei 10 Tage alten C57BL / 6J-Mauswelpen mit einem Gewicht von 3-8 g, um eine Anästhesieebene zu erreichen, die ausreicht, um eine endotracheale Intubation für nachfolgende Herz-Thorax-Operationen zu ermöglichen und gleichzeitig die Tiersterblichkeit zu minimieren. Wir haben auch den Umgang mit Tieren verfeinert, um die Sterblichkeit durch Intubation, Operation und postoperativen mütterlichen Kannibalismus zu reduzieren.

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Protokoll

Alle beschriebenen Tierversuche wurden vom Garvan/St. Vincent's Hospital Animal Ethics Committee in Übereinstimmung mit dem Australian Code of Practice for the Care and Use of Animals for Scientific Purposes und den ARRIVE-Richtlinien genehmigt, und alle Experimente wurden von einem erfahrenen Kleintierchirurgen (JW) unter Anleitung eines Kinderanästhesisten (JJS) durchgeführt.

1. Vorbereitung der Instrumente

  1. Stellen Sie am Tag der Operation spezielle Geräte für die Intubation von 10 Tage alten Welpen auf (Abbildung 1A, B). Dazu gehören eine Wärmelampe, eine Intubationsplattform, ein faseroptisches Licht, eine kleine Pinzette, ein Laryngoskop aus einem Stück Kupferdraht mit einem Durchmesser von 0,02 mm (60 mm lang, wobei das Ende des Drahtes zu einem Kreis von 3 mm Durchmesser in einem Winkel von 175° geformt ist; Abbildung 1B) und eine 24-Gauge-Kunststoffkanüle (i.v.), die als Endotrachealtubus verwendet wird.
  2. Stellen Sie sicher, dass die Kanüle aus einem 19 mm langen Kunststoffschlauch (0,7 mm Außendurchmesser) besteht, der an einem 21-mm-Kunststoff-Luer-Lock-Adapter befestigt ist (Abbildung 1B). Versteifen Sie den Schlauch der Kanüle, indem Sie ein Stück Kupferdraht über den Luer-Lock-Adapter einführen. Verwenden Sie eine Kanüle mit einem Gesamtvolumen von 130 μL für eine Maus mit einem Tidalvolumen von ~8 μL/g13,14.

2. Anästhesie von 10 Tage alten Mäusen

  1. Am Tag der Operation entfernen Sie den Muttertier aus einem Käfig mit 10 Tage alten C57BL / 6J-Welpen und stellen Sie den Käfig auf ein Wärmekissen (37 ° C).
  2. Betäuben Sie die Welpen mit 10 μl pro g Körpergewicht intraperitoneale Injektion mit einer 0,5 ml Insulinspritze und 29 g Nadel mit Ketamin / Xylazin / Atropin in den in Tabelle 1 für verschiedene Gewichtsgruppen angegebenen Verhältnissen.
  3. Unmittelbar nach der Injektion legen Sie den Welpen in eine erwärmte (37 °C) Plexiglaskammer, die mit 100% Sauerstoff voroxygeniert wurde.

3. Intubation von 10 Tage alten Mäusen

  1. Nach 3-4 Minuten Sauerstoffversorgung wird der Welpe zur Intubation auf eine Plattform gebracht, im Wesentlichen wie bei erwachsenen Mäusen. Führen Sie dies mit dem Welpen in Rückenlage (Abbildung 1C) oder aufgehängt in einem 45°-Winkel15 durch. Halten Sie die Temperatur mit einer Wärmelampe aufrecht.
    1. Beurteilen Sie vor der Intubation die Tiefe der Anästhesie durch den Pfotenklemmreflex. Für eine optimale Intubation muss der Pfotenklemmreflex noch vorhanden sein, aber deutlich reduziert von dem eines bewussten Tieres.
  2. Nachdem Sie die betäubte Rückenlage des Welpen an einer Intubationsplattform gesichert haben (Abbildung 1C), halten Sie die Zunge mit einer kleinen Pinzette und verwenden Sie ein Laryngoskop aus einem Stück Kupferdraht (Abbildung 1B), um die Stimmritze und die Stimmbänder freizulegen. Unterstützen Sie die Visualisierung der Stimmbänder durch Transbeleuchtung mit einem flexiblen faseroptischen Licht (Abbildung 1D).
  3. Neigen Sie die Kanüle mit einer versteiften Kanüle so, dass das Luer-Lock-Ende etwas niedriger (~ 10 °) als die Spitze ist, und sobald sich die Stimmbänder trennen, führen Sie die Kanüle ein und schieben Sie sie vor, bis sich der Luer-Lock-Adapter direkt außerhalb des Mundes befindet. Entfernen Sie den Draht sofort nach der Intubation.
    HINWEIS: Bei Mäusen dieses Alters ist kein Widerstand während der Intubation zu erwarten, es sei denn, die Kanüle ist zu weit fortgeschritten und die Carina spürt einen Widerstand.
    1. Beurteilen Sie die Tiefe der Anästhesie nach der Intubation anhand der Fähigkeit des Tieres, spontan zu atmen. Bestätigen Sie die erfolgreiche Trachealintubation von spontan atmenden Welpen, indem Sie den Intubationskatheter kurz blockieren, um zu überprüfen, ob dies die Brustbewegung verhindert.
  4. Den intubierten Welpen sofort in ein Wärmekissen (37 °C) überführen und die Endotrachealkanüle an ein Beatmungsgerät anschließen, das 100% Sauerstoff bei einer Flussrate von 1 L/min mit 30 μL/Schlag, 40 μL/Hub oder 50 μL/Schlag für 3,15-4,59 g, 4,50-5,49 g bzw. 5,50-8,10 g Welpen bzw. 150 Hübe/min liefert.
  5. Führen Sie diese Verfahren schnell innerhalb von <15 s durch, um das erneute Atmen zu minimieren.

4. Myokardinfarktchirurgie von 10 Tage alten Mäusen

  1. Um eine chirurgische Anästhesieebene für die Operation zu induzieren, schalten Sie das Gas, das in das Beatmungsgerät fließt, für 4-5min von 100% Sauerstoff auf 4,5% Isofluran in Sauerstoff (die Isoflurankonzentration wird von einem Vaporizer bestimmt).
    1. Bestätigen Sie nach dem Wechsel zu Isofluran erneut die Trachealintubation, indem Sie überprüfen, ob die Häufigkeit der Brustwandbewegung der des Beatmungsgeräts entspricht. Verlust der spontanen Atmung, gefolgt von Abwesenheit eines Schwanz- oder Pfotenklemmreflexes, zeigt an, dass eine chirurgische Anästhesieebene erreicht wurde (nach 4-5 min).
  2. Halten Sie die Anästhesie mit 2% Isofluran in Sauerstoff aufrecht.
  3. Führen Sie eine Myokardinfarktoperation unter einem Operationsmikroskop (10x und 16x Objektiv) durch, wie in16 beschrieben.
    1. Desinfizieren Sie die Haut mehrmals in kreisenden Bewegungen mit abwechselnden Runden eines jod- oder chlorhexidinbasierten Peelings und 70% Alkohol. Machen Sie mit einer feinen Schere einen horizontalen Hautschnitt zwischen der dritten und vierten Rippe (vierter Interkostalraum) in der linken Seitenwand der Brust. Öffnen Sie den Thorax mit einer feinen Pinzette durch stumpfe Dissektion des Interkostalraums und verwenden Sie einen Retraktor, um den Raum offen zu halten.
    2. Induzieren Sie einen Myokardinfarkt durch Ligatur der linken Koronararterie nur distal zum linken Vorhofanhang mit 9-0 Polypropylen-Monofilament-Naht. Nach der ~10 min Infarktoperation die Haut mit 7-0 Prolen schließen und den Schnitt mit Betadin desinfizieren. Reinigen Sie den Welpen von Blut mit 70% Ethanol oder Kochsalzlösung.
      HINWEIS: Die Ligatur der linken Koronararterie bei vorpubertären Welpen ist im Wesentlichen unblutig, wie es bei erwachsenen Ligaturen der Fall ist.
    3. Verabreichen Sie nacheinander mit einer 0,5-ml-Insulinspritze und einer 29-G-Nadel: Atipamezol (1-5 mg/kg, 10 μL, intraperitoneal) zur schnellen Erholung von Sedierung, Analgesie (Buprenorphin, 0,075 mg/kg, 10 μL, subkutan) und Kochsalzlösung (50 μL, intraperitoneal).
  4. Lassen Sie die Tiere genesen, indem Sie das Isofluran absetzen. Stellen Sie sicher, dass die spontane Atmung innerhalb weniger Minuten wieder aufgenommen wird.
    1. Bringen Sie den Welpen in die erwärmte, mit Sauerstoff angereicherte Kammer zurück und überwachen Sie ihn während der Genesung kontinuierlich, bis der Aufrichtreflex wiedererlangt ist, woraufhin der Welpe extubiert wird.
    2. Reiben Sie den Welpen vorsichtig mit Hauskäfigbettwäsche, halten Sie den Welpen warm, überprüfen Sie, ob die Atmung regelmäßig ist und ob der Welpe zu spontanen Bewegungen fähig ist. Dies wird den postoperativen Kannibalismus durch den Damm reduzieren.
  5. Bringen Sie den Damm in den Käfig zurück, wenn sich alle Welpen vollständig von der Narkose erholt haben.
    HINWEIS: Die Gesamtzeit für die Vorbereitung, Anästhesie, Intubation, Operation und Genesung eines Welpen kann zwischen 40 und 60 Minuten liegen.
  6. Hausmutter und Jungtiere über Nacht in einem Käfig, der halb auf/halb von einem 37 °C warmen Pad platziert wird.

5. Postoperative Beurteilung der Infarktgröße

  1. Am 3. Tag nach der Operation betäuben Sie die Welpen, indem Sie sie in eine Plexiglaskammer legen, die mit 4,5% Isofluran in Sauerstoff bei einer Durchflussrate von 1 ml / min voräquilibriert ist.
  2. Sobald eine chirurgische Anästhesieebene erreicht wurde (nach 4-5 Minuten), beurteilt durch den Pfotenklemmreflex, nehmen Sie den Welpen aus der Kammer und sichern Sie ihn in Rückenlage auf einem Wärmekissen, indem Sie den Schwanz ankleben.
  3. Legen Sie einen Faden über die Schneidezähne und das Klebeband in Position, um den Kopf gestreckt zu halten, und legen Sie den Kopf in einen Nasenkegel, der mit einem Beatmungsgerät verbunden ist, das 4,5% Isofluran in Sauerstoff bei 200 μL / Hub, 150 Hübe / min liefert. Halten Sie eine chirurgische Anästhesieebene mit 2% Isofluran in Sauerstoff aufrecht.
  4. Desinfizieren Sie die Haut mit 70% Ethanol. Machen Sie mit einer feinen Schere einen 1 cm langen Schnitt in der Haut über der rechten Halsschlagader entlang der Luftröhre und kanülieren Sie das freiliegende Gefäß mit einem einzelnen Lumen-Polyethylenrohr (OD 0,61 mm, ID 0,28 mm), um 0,2 ml heparinisierte Kochsalzlösung (200 E) für 1 Minute zu verabreichen, um Blutgerinnung zu verhindern.
  5. Erhöhen Sie Isofluran für 1 Minute auf 4,5% Sauerstoff, bevor Sie innerhalb von 2 s schnell 0,2 ml 3,3 M KCl verabreichen, um das Herz in der Diastole zu stoppen.
  6. Sezieren Sie die rechte Halsvene über den gleichen Schnitt und transektieren Sie sie. Durchbluten Sie das Herz mit 0,2 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) und perfusionieren Sie dann mit 0,1 ml 0,2% Alcian Blue, um das nicht infarktartige Fernmyokard zu färben. Überprüfen Sie die erfolgreiche Perfusion, nachgewiesen durch das Auswaschen von Blut, PBS und dann Alcian Blue über die Halsvene.
  7. Öffnen Sie den Thorax und schneiden Sie das Herz heraus, indem Sie das umgebende Bindegewebe und die Gefäße sezieren, um das Herz freizugeben. Spülen Sie das Herz in PBS, entfernen Sie die Vorhöfe, falls gewünscht, und fotografieren Sie das Herz mit einer Kamera, die auf einem Operationsmikroskop mit einem 10x-Objektiv montiert ist.

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Ergebnisse

Anästhesie von 10 Tage alten Mäusen. Die 10 Tage alten Welpen können in 4-5 min mit 4,5% Isofluran betäubt werden; Sie erholen sich jedoch von der Anästhesie während der Vorbereitung auf die Intubation. Aufgrund ihrer geringen Größe ist eine Intubation unter Isofluran-Anästhesie durch einen Standard-Nasenkegel nicht durchführbar. Wir haben zuvor ein Ketamin/Xylazin/Atropin-Anästhesieschema von 100/13/0,5 mg/kg für Herz-Thorax-Operationen bei 15- und 21-tägigen Welpen und Erwachsenen

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Diskussion

Derzeit gibt es keine gut dokumentierten Methoden zur Anästhesie und Intubation von 10 Tage alten Mäusen für die Herz-Thorax-Chirurgie. Zu diesem Zweck haben wir Ketamin/Xylazin/Atropin-Dosierungsschemata auf das Körpergewicht titriert, wobei Dosen von 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg und 50/6/0,18 mg/kg die Intubation von Welpen mit niedrigem (3,15-4,49 g), mittlerem (4,50-5,49 g) bzw. hohem (5,50-8,10 g) Körpergewicht erleichterten. Das Überleben nach der Intubation korrelierte mit dem Körpergewicht (59%, 70% bzw. 80% ...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch den NHMRC Program Grant [ID 1074386], ein Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research Grant [RMG] und einen Zuschuss des RT Hall Trust [RMG & SEI] unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Atipamezol (Antisedan)Provet (NSW) Pty LtdATIP I
Atropin 600 mcg/mLClifford Hallam Healthcare Pty Ptd1957699 PFIZER-0143386
BetadineLivingstone InternationalBU0520
Buprenorphin (Temgesic)Provet (NSW) Pty LtdTEMG I
Faseroptisches LichtLeica3011350CLS 150X
GraphPad PrismGraphPad Software, LLCVersion 9.1.2
Intubationsplattform --Jede stabile Box (z. B. Kunststoff-Tip-Box) mit ungefähren Abmessungen 12 (L) x 8,5 x (B) x 7,5 cm (H)
IsofluranProvet (NSW) Pty LtdISOF 07
Ketamin 100 mg/mlProvet (NSW) Pty LtdKETAI1
Intravenöse Kunststoffkanüle 24 Gauge Polywin Safety BD Insyte CE008619 mm Länge eines Kunststoffschlauchs (0,7 mm Außendurchmesser), befestigt an einem 21 mm weiblichen Luer-Lock-Adapter aus Kunststoff; Gesamtvolumen der Annula 130 μ L
Einlumiges Polyethylen-RohrCritchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSWAußendurchmesser 0,61 mm, Innendurchmesser 0,28 mm
Kleine PinzetteF.S.T.NO 11051-10
Operationsmikroskop (Kamera optional)LeicaM651 (Leica IC80 HD-Kamera)10x und 16x Objektiv
Naht 7-0 ProleneEthicon8708H
Naht 9-0 PolypropylenMonofilament Ethicon2813
V-1 Tischgerät mit Active Scavenging Isofluran-AnästhesiesystemVetEquip901820
Belüftete 2-Liter-Induktionskammer aus PlexiglasVetQuip Pty Ltd94210225 cm (L) x 13 cm (B) x 11 cm (H)
WärmelampeBrilant Lighting99223
XylazineProvet (NSW) Pty LtdXYLA Z 2

Referenzen

  1. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
  2. Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
  3. Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
  4. Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
  5. Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918(2020).
  6. Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , Elsevier Inc. (2009).
  7. Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114(2018).
  8. Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
  9. Boston University Institutional Animal Care and Use Committee. Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats. , Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019).
  10. University of Texas at Austin Animal Resources Center. Mouse-Specific Anesthesia Guidance. , Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019).
  11. Paddleford, R. Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , Masson. (2000).
  12. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
  13. Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
  14. Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755(2014).
  15. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  16. Du, X. -J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
  17. Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
  18. Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
  19. West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, Suppl 1 2473-2478 (2002).
  20. Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
  21. Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).

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