Methodenartikel

Verfolgung des bispezifischen Antikörper-induzierten T-Zell-Transports mit Luciferase-transduzierten menschlichen T-Zellen

DOI:

10.3791/64390

⸱

12. Mai 2023

 ,  , 
1Department of Pediatrics, Memorial Sloan Kettering Cancer Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dieser Arbeit beschreiben wir eine Methode zur Transduktion von humanen T-Zellen mit Luciferase, um die in vivo Verfolgung des bispezifischen Antikörper-induzierten T-Zell-Transports zu Tumoren in Studien zur Evaluierung der Anti-Tumor-Wirksamkeit und des Mechanismus von T-Zell-bindenden bispezifischen Antikörpern zu ermöglichen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

T-Zell-bindende bispezifische Antikörper (T-BsAbs) befinden sich in verschiedenen Stadien der präklinischen Entwicklung und klinischen Erprobung solider Tumore. Faktoren wie Valenz, räumliche Anordnung, Interdomänendistanz und Fc-Mutationen beeinflussen die Anti-Tumor-Wirksamkeit dieser Therapien, in der Regel durch die Beeinflussung des Homings von T-Zellen zu Tumoren, was nach wie vor eine große Herausforderung darstellt. In dieser Arbeit beschreiben wir eine Methode zur Transduktion aktivierter humaner T-Zellen mit Luciferase, die es ermöglicht, in vivo T-Zellen während T-BsAb-Therapiestudien zu verfolgen. Die Fähigkeit von T-BsAbs, T-Zellen zu Tumoren umzuleiten, kann zu mehreren Zeitpunkten während der Behandlung quantitativ bewertet werden, was es den Forschern ermöglicht, die Anti-Tumor-Wirksamkeit von T-BsAbs und anderen Interventionen mit der Persistenz von T-Zellen in Tumoren zu korrelieren. Diese Methode verringert die Notwendigkeit, Tiere während der Behandlung zu opfern, um die T-Zell-Infiltration histologisch zu beurteilen, und kann zu mehreren Zeitpunkten wiederholt werden, um die Kinetik des T-Zell-Transports während und nach der Behandlung zu bestimmen.

Einleitung

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T-Zell-aktivierende bispezifische Antikörper (T-BsAbs) sind technisch hergestellte Antikörper, die verwendet werden, um polyklonalen T-Zellen eine künstliche Spezifität zu verleihen, indem T-Zellen durch einen Bindungsarm und ein Tumorantigen durch einen anderen Bindungsarm angegriffen werden. Diese Technologie wurde erfolgreich bei hämatologischen Krebserkrankungen eingesetzt (CD19-gerichtetes Blinatumomab1), und zahlreiche T-BsAbs befinden sich auch für eine Vielzahl solider Tumore in der präklinischen und klinischen Entwicklung2. T-BsAbs binden polyklonale T-Zellen auf eine vom Haupthistokompatibilitätskomplex (MHC) unabhängige Weise, und daher sind auch Tumore, die humane Leukozytenantigene (HLAs) herunterregulieren, für diese Artder Therapie anfällig 3,4. T-BsAbs wurden in Dutzenden von verschiedenen Formaten entwickelt, mit Unterschieden in der Wertigkeit und räumlichen Anordnung der T-Zell- und Tumorbindungsarme, den Interdomänenabständen und dem Einschluss einer Fc-Domäne, die die Halbwertszeit beeinflusst und Effektorfunktionen induzieren kann, falls vorhanden5. Frühere Arbeiten in unserem Labor haben gezeigt, dass diese Faktoren die Anti-Tumor-Wirksamkeit von T-BsAbs signifikant beeinflussen, mit bis zu 1.000-fachen Unterschieden in der Potenz6. Durch diese Arbeit haben wir das IgG-[L]-scFv-Format als ideale Plattform für T-BsAbs identifiziert (siehe Abschnitt Repräsentative Ergebnisse für weitere Details zu T-BsAb-Formaten) und haben diese Plattform auf Ziele wie GD2 (Neuroblastom), HER2 (Brustkrebs und Osteosarkom), GPA33 (Darmkrebs), STEAP1 (Ewing-Sarkom), CD19 (B-Zell-Malignome) und CD33 (B-Zell-Malignome) angewendet7. 8,9,10,11,12,13.

Eine der größten Herausforderungen bei der erfolgreichen Implementierung der T-BsAb-Therapie bei soliden Tumoren ist die Überwindung einer immunsuppressiven Tumormikroumgebung (TME), die den Transport von T-Zellen zu Tumoren fördert14. Die oben beschriebenen Faktoren, die die Wirksamkeit von T-BsAb beeinflussen, haben einen signifikanten Einfluss auf die Fähigkeit von T-BsAbs, T-Zell-Homing zu Tumoren effektiv zu induzieren, aber dieser Effekt ist in einem In-vivo-System in Echtzeit schwer zu bewerten. Dieses Manuskript enthält eine detaillierte Beschreibung der Verwendung von Luciferase-transduzierten T-Zellen in präklinischen Studien mit T-BsAbs zur Bewertung des T-Zell-Transports in verschiedene Gewebe in experimentellen immungeschwächten Mausmodellen während der Behandlung. Das übergeordnete Ziel dieser Methode ist es, ein Mittel zur Bewertung der T-Zell-Infiltration in Tumoren und anderen Geweben sowie einen Echtzeit-Einblick in die Kinetik und Persistenz von T-Zellen zu erhalten, ohne dass Tiere während der Behandlung geopfert werden müssen. Für die zunehmende Zahl von Forschern, die sich auf zelluläre Immuntherapien konzentrieren, ist die Fähigkeit, T-Zellen in vivo in präklinischen Tiermodellen zu verfolgen, von entscheidender Bedeutung. Unser Ziel ist es, eine gründliche, detaillierte Beschreibung der Methode zu liefern, die wir zur Verfolgung von Luciferase-transduzierten T-Zellen verwendet haben, damit andere Forscher diese Technik leicht replizieren können.

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Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die folgenden Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee des Memorial Sloan Kettering bewertet und genehmigt.

1. Transfektion von 293T-Zellen mit Luciferase und Entnahme des viralen Überstands

  1. Kultur von 293T-Zellen
    1. Bereiten Sie das Medium vor, indem Sie jeweils einem Liter DMEM Folgendes hinzufügen: 110 ml hitzeinaktiviertes fötales Kälberserum (FBS), 11 ml Penicillin-Streptomycin.
    2. 5 x 106 293T-Zellen auftauen und in einen T175-Kolben überführen, wobei das Medium wie oben beschrieben vorbereitet ist.
    3. Teilen Sie die 293T-Zellen 6 Tage lang alle 3 Tage im Verhältnis 1:10 auf. Lassen Sie die Zellen nicht zu mehr als 90 % zusammenfließen.
  2. Transfektion von 293T-Zellen
    HINWEIS: Die folgenden Mengen an Reagenzien werden für die Transfektion eines T175-Kolbens mit 293T-Zellen berechnet. Passen Sie entsprechend an, wenn mehr Kolben übertragen werden sollen.
    1. Übertragen Sie mit einer Pipette jeweils 1,5 ml Medium in jedes der beiden 50-ml-Röhrchen. In ein Röhrchen 10 μg VSV-G-Plasmid, 20 μg Knebel/pol und 20 μg Schnellkäfer-Luziferase-Plasmid der roten TD-Tomate (CBR-TDR) geben und mischen. In das andere Röhrchen 100 μl DNA-In-vitro-Transfektionsreagenz geben und mischen. Inkubieren Sie beide Röhrchen bei Raumtemperatur (RT) für 5 min.
      HINWEIS: Alle in diesem Manuskript beschriebenen Plasmide wurden von Dr. Vladimir Ponomarev zur Verfügung gestellt.
    2. Übertragen Sie das Medium mit dem DNA-In-vitro-Transfektionsreagenz tropfenweise in das Röhrchen mit den DNA-Plasmiden (über ca. 30 s) und mischen Sie es vorsichtig mit einer Pipette. Bei RT 20 Minuten inkubieren.
    3. Während dieser 20-minütigen Inkubation werden die 293T-Zellen durch Zugabe von 5-10 ml 0,05%igem Trypsin abgelöst. Sobald sich die Zellen gelöst haben, fügen Sie 10 ml Medium hinzu und zentrifugieren Sie es 5 Minuten lang bei 800 x g . Resuspendieren Sie die Zellen in 1,5 ml Medium.
    4. Das Medium mit dem DNA-In-vitro-Transfektionsreagenz und den DNA-Plasmiden wird in die 293T-Zellen gegeben und 30 min bei 37 °C inkubiert.
    5. In einen T175-Kolben überführen und 18 ml Medium hinzufügen. Bei 37 °C über Nacht inkubieren.
    6. Am nächsten Tag saugen Sie das Medium vorsichtig mit einer Glaspipette ab, ohne die Zellen zu lösen. Ersetzen Sie es durch 18 ml frisches Medium. Bei 37 °C über Nacht in einem Inkubator inkubieren.
  3. Ernte des viralen Überstandes
    1. Entfernen Sie den Virusüberstand mit einer Pipette, die auf Eis gelegt wird. Zentrifugieren Sie bei 800 x g für 5 Minuten, um die Zellen und Ablagerungen zu pelletieren.
      HINWEIS: Wenn das Zellpellet groß ist, wurden die Zellen wahrscheinlich aus dem Kolben entfernt, als der Überstand entfernt wurde. Diese Zellen können in einem neuen Kolben mit frischen Medien wieder plattiert werden.
    2. Filtern Sie den viralen Überstand mit einem 0,22-μm-Filter.
    3. Verwenden Sie den viralen Überstand sofort. Bewahren Sie es bis zu 24 h auf Eis oder bei 4 °C auf oder frieren Sie es bei -80 ° C für die Langzeitlagerung ein.

2. Expansion und Transduktion von aktivierten humanen T-Zellen mit Luciferase

  1. Aktivierung humaner T-Zellen in vitro
    1. Waschen Sie die Kügelchen, indem Sie 10 ml phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) mit 0,1 % Rinderserumalbumin (BSA) und 2 mM Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) in ein steriles 15-ml-Röhrchen geben, Perlen (eine Perle pro zwei T-Zellen) hinzufügen, 2 Minuten lang in ein Magnetgestell legen und das PBS absaugen.
    2. Bereiten Sie das Medium wie in Schritt 1.1.1 beschrieben vor, fügen Sie dann IL-2 zu einer Endkonzentration von 30 I.E./ml hinzu und fügen Sie die gewaschenen Kügelchen hinzu. Stellen Sie 2,5 ml Medium für jeweils zwei Millionen zu aktivierende T-Zellen her.
    3. Zählen Sie die T-Zellen (frisch gereinigt oder zuvor gereinigt, eingefroren, aufgetaut und gewaschen) mit einem Hämozytometer und einer Trypanblaufärbung. Fügen Sie T-Zellen zu dem in Schritt 2.1.2 vorbereiteten Medium hinzu und drehen Sie das Röhrchen vorsichtig um, um es zu mischen. Die T-Zellen dehnen sich mindestens 20x aus, abhängig von der Quelle und dem allgemeinen Gesundheitszustand der Zellen. Bestimmen Sie die Anzahl der zu aktivierenden T-Zellen, indem Sie die Anzahl berechnen, die für die Behandlung der Mäuse benötigt wird, und durch 20 teilen. Hier wurden auf Basis von Vorversuchen 20 x 106 T-Zellen pro Maus verwendet.
    4. Platte 2,5 ml Medien mit zwei Millionen T-Zellen, Beads und IL-2 in jeder Vertiefung einer 24-Well-Gewebekulturplatte. Kultur bei 37 °C in einem befeuchteten 5% CO2 -Inkubator.
    5. Untersuchen Sie die T-Zellen in den nächsten 3 Tagen täglich unter einem 20-fachen Mikroskop, um zu bestimmen, wann sie mit Luciferase transduzieren müssen. Die Zellen sind fertig, wenn sie verklumpen und das Medium erschöpfen, indem sie es von rot/rosa zu hellorange färben.
  2. Herstellung von Retronektinplatten
    HINWEIS: Retronectin wird verwendet, um die bei der Transduktion verwendeten Platten zu beschichten, da es die Gentransduktion verbessert15.
    1. Geben Sie 2 ml 20 μg/ml Retronektin in PBS in eine Vertiefung einer unbehandelten 6-Well-Platte. 2 h bei RT oder 1 h bei 37 °C inkubieren. Für jeweils zwei Millionen zu transduzierende T-Zellen wird eine retronektinbeschichtete Vertiefung benötigt.
    2. Aspirieren Sie das Retronektin, ohne den Boden der Platte zu zerkratzen.
    3. Fügen Sie 3 ml 2 % BSA in PBS (steril gefiltert) pro Vertiefung in die 6-Well-Platte hinzu. 30 min bei RT inkubieren.
  3. Spinokulation
    1. Saugen Sie den BSA ab, ohne den Boden der Platte zu zerkratzen.
    2. Waschen Sie die Vertiefungen einmal mit 3 ml PBS pro Vertiefung. Fahren Sie fort oder ersetzen Sie es durch frisches PBS und lassen Sie die Platte über Nacht zugedeckt bei 4 °C stehen.
    3. Fügen Sie 2 ml CBR-TDR-Luciferase-Virusüberstand (in Schritt 1.3 gesammelt) pro Vertiefung hinzu.
    4. Zentrifugieren bei 1.240 x g für 90 min bei 32 °C.
  4. Transduktion
    1. Zähle die T-Zellen.
    2. Aspirieren Sie den viralen Überstand, ohne den Boden der Platte zu zerkratzen.
    3. Platte von zwei Millionen T-Zellen pro Well in 6 ml des modifizierten Eagle's Medium (DMEM) von Dulbecco, das 30 IU/ml humanes IL-2 enthält.
    4. Untersuchen Sie die T-Zellen täglich. Die T-Zellen sind bereit, expandiert zu werden, wenn sie fast konfluieren, in der Regel nach 2 Tagen.
    5. Wenn die Zellen fast konfluieren, waschen Sie sie vorsichtig mit einer Pipette vom Boden der Platte ab und geben Sie jede Vertiefung in einen separaten T75-Kolben. Fügen Sie 9 ml Medium hinzu, um insgesamt 15 ml Medium pro Kolben zu erhalten.
    6. Fügen Sie am nächsten Tag weitere 15 ml Medium hinzu. Die Zellen sollten am Tag nach dieser Zugabe von Medien bereit sein, Mäusen zu injizieren. Bestätigen Sie die erfolgreiche Transduktion durch Durchführung einer Durchflusszytometrie (das Luciferase-Konstrukt enthält einen TD-Tomatenfluorophor, der im PE-Kanal sichtbar ist)16.

3. Transplantation von Luciferase-transduzierten T-Zellen in immungeschwächten Mäusen

  1. Bereiten Sie die T-Zellen für die Injektion vor und zählen Sie sie.
    1. Nehmen Sie die T-Zellen aus den Kolben und zählen Sie. Die Zellen sind bereit zur Injektion, wenn sie sich um das 20- bis 30-fache ausgedehnt haben, in der Regel am 7. Tag nach der Aktivierung.
    2. Zentrifugieren Sie die T-Zellen bei 800 x g für 5 min. Resuspendieren Sie die Perlen in 2 ml Medium und entfernen Sie die Perlen mit einem Magnetgestell.
    3. Bei Experimenten, bei denen T-Zellen getrennt von bispezifischen Antikörpern injiziert werden, werden die T-Zellen gezählt und resuspendiert, so dass die Endkonzentration 20 Millionen T-Zellen pro 100 μl Medium beträgt. Fahren Sie mit Schritt 3.2 fort. Für Experimente mit ex vivo bewaffneten T-Zellen (EATs) fahren Sie mit Schritt 3.1.4 fort.
    4. Für Experimente mit ex vivo bewaffneten T-Zellen werden die T-Zellen gezählt und in einzelne 1,5-ml-Röhrchen für jede Gruppe mit 20 Millionen Zellen pro Maus aufgeteilt. Wenn es beispielsweise drei Gruppen zu je fünf Mäusen gibt, bereiten Sie drei 1,5-ml-Röhrchen mit jeweils 100 Millionen T-Zellen vor.
    5. Zentrifugieren Sie die 1,5-ml-Röhrchen bei 800 x g für 5 Minuten. Entfernen Sie das Medium vorsichtig, ohne das T-Zell-Pellet zu stören. Resuspendieren Sie in nicht mehr als 50 μl Medien, die die bispezifischen Antikörper enthalten. Bei RT 30 Minuten inkubieren.
      HINWEIS: Für die in dieser Studie durchgeführten Experimente wurden proprietäre IgG-[L]-scFv-T-Zell-aktivierende bispezifische Antikörper verwendet, die im Labor erzeugt wurden. Verwenden Sie für die T-Zell-Bewaffnung 5 μg Antikörper pro 20 x 106 T-Zellen. Auch kommerziell erhältliche bispezifische Antikörper könnten verwendet werden.
    6. Waschen Sie überschüssige Antikörper ab, indem Sie jedem Röhrchen 1.450 μl Medium hinzufügen. Bei 800 x g für 5 min zentrifugieren, das Medium vorsichtig absaugen und bei einer Konzentration von 20 Millionen bewaffneten T-Zellen pro 100 μl Medium resuspendieren.
  2. Injektion und Transplantation in Mäuse
    1. Anästhesieren Sie die Mäuse in einer Kammer, die 3,5 % (v/v) inhaliertes Isofluran in 1 l/min Sauerstoff zuführt. Die Mäuse werden vollständig betäubt, wenn der Rückzugsreflex der Hintergliedmaßenpedale verschwunden ist.
      Anmerkungen: Sorgen Sie während des gesamten Verfahrens für Wärmeunterstützung.
    2. Injizieren Sie mit einer 26-G-Nadel retroorbital 20 Millionen T-Zellen in 100 μl Medium pro Maus.
    3. Verabreichung von 1.000 U rekombinantem IL-2 subkutan zur Unterstützung des T-Zell-Überlebens in vivo.
    4. Verabreichen Sie die bispezifischen Antikörper retroorbital (in das Auge, das nicht für die T-Zell-Injektion verwendet wird) oder intraperitoneal. Lassen Sie die Mäuse sich von der Narkose erholen und in ihre Käfige zurückkehren.
      HINWEIS: Auch hier wurden proprietäre Antikörper verwendet, die im Labor erzeugt wurden, aber stattdessen könnten auch kommerziell erhältliche Antikörper verwendet werden. In den Experimenten wurden 0,3-10 μg Antikörper pro Maus und Dosis verabreicht. Die Antikörper wurden 3-4 Wochen lang zweimal pro Woche verabreicht.

4. In-vivo-Bildgebung von Mäusen, die mit Luciferase-transduzierten T-Zellen transplantiert wurden

HINWEIS: Dieser Schritt muss am Tag der Bildgebung durchgeführt werden, der nicht unbedingt am selben Tag liegt, an dem den Mäusen die T-Zellen und/oder Antikörper verabreicht werden. In der Regel führen wir 24 h nach Verabreichung der Luciferase-transduzierten T-Zellen eine Bildgebung durch.

  1. Herstellung von D-Luciferin
    1. 1 g D-Luciferin werden in 33,3 ml sterilem PBS gelöst (Endkonzentration: 30 mg/ml).
    2. Aliquotieren Sie das gelöste D-Luciferin in 33 x 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen und halten Sie die Röhrchen bei -20 °C.
    3. Tauen Sie am Tag der Bildgebung genügend Aliquots von 30 mg/ml D-Luciferin auf, um die Anzahl der abzubildenden Tiere zu erhöhen. Ein Röhrchen reicht für 10 Tiere.
      Anmerkungen: Frieren Sie das restliche D-Luciferin nach Gebrauch wieder ein. D-Luciferin ist für mindestens fünf Gefrier-/Auftauzyklen stabil.
  2. Verabreichung von D-Luciferin an Mäuse
    HINWEIS: Öffnen Sie vor der Verabreichung von D-Luciferin an die Mäuse die Bildgebungssoftware und initialisieren Sie das System. Das Abkühlen der Kamera kann mehrere Minuten dauern, und dies sollte vor der Injektion von D-Luciferin an die Mäuse erfolgen, um sicherzustellen, dass die Bildgebung 5 Minuten nach der Verabreichung des Substrats erfolgen kann.
    1. Anästhesieren Sie bis zu fünf Mäuse in einer Kammer mit 3,5 % (v/v) inhaliertem Isofluran in 1 l/min Sauerstoff. Die Mäuse werden vollständig betäubt, wenn der Rückzugsreflex der Hintergliedmaßenpedale verschwunden ist.
    2. Sobald die Mäuse vollständig betäubt sind, verabreichen Sie 100 μl 30 mg/ml D-Luciferin pro Maus (3 mg pro Maus) durch retroorbitale Injektion mit einer 26-G-Nadel. Stellen Sie sich diese Gruppe von Mäusen vor, bevor Sie der nächsten Gruppe D-Luciferin verabreichen. Legen Sie die nächste Gruppe von Mäusen in die Isoflurankammer, um sie zu betäuben, während die vorherige Gruppe abgebildet wird.
  3. Bildgebung von Luciferase-transduzierten T-Zellen
    1. Bringen Sie die betäubten Mäuse in die lichtdichte Kammer des Imagers und setzen Sie die Verabreichung von 3 % Isofluran bei 0,5 l/min fort. Legen Sie die Mäuse so auf die Seite, dass die Flanke, die das Xenotransplantat trägt, zur Kamera zeigt. Machen Sie eine weitere Reihe von Bildern mit den Mäusen in Rückenlage, um das Vorhandensein von T-Zellen in der Lunge zu bewerten.
    2. Wählen Sie in der Erfassungssteuerung die Optionen "Lumineszierend", " Foto" und " Überlagerung" aus. Stellen Sie die Belichtungszeit auf automatisch, das Binning auf mittel und F/Stop auf 1 ein. Erfassen Sie Bilder. Stellen Sie nach dem ersten Bild die Belichtungszeit so ein, dass sie mit der Belichtungszeit übereinstimmt, die automatisch für das erste Bild berechnet wurde, so dass nachfolgende Bilder direkt verglichen werden können. Es kann sinnvoll sein, Bilder mit mehreren Belichtungszeiten aufzunehmen, um die optimale Belichtungszeit zu bestimmen, um das hellste Signal ohne Pixelsättigung zu erzielen.
    3. Entfernen Sie die Mäuse aus Isofluran, kehren Sie in ihre Käfige zurück und beobachten Sie, bis sie wach und gehfähig sind.
    4. Wiederholen Sie die Schritte ab Schritt 4.2.1, bis alle Gruppen abgebildet wurden.

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Ergebnisse

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Wie in Schritt 4.3 beschrieben, können Mäuse während der Bildgebung in verschiedenen Positionen orientiert werden, um das Vorhandensein von T-Zellen in verschiedenen Geweben zu beurteilen. Die Lagerung in Rückenlage ermöglicht die Beurteilung von T-Zellen in der Lunge, was zu frühen Zeitpunkten nach der Injektion üblich ist. Die laterale Positionierung mit dem subkutanen Xenotransplantat nach oben wird verwendet, um den T-Zelltransport zum Tumor am besten zu beurteilen. Für alle in diesem Manuskript beschriebenen Experim...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Während das T-BsAb Blinatumomab für CD19-positive hämatologische Malignome zugelassen ist, hat sich die erfolgreiche Implementierung von T-BsAbs bei soliden Tumoren als deutlich schwieriger erwiesen. Catumaxomab, ein T-BsAb, das gegen das Epithelzelladhäsionsmolekül (EPCAM) gerichtet ist, wurde für die Behandlung von malignem Aszites bei Patientinnen mit Eierstockkrebs zugelassen, die Produktion des Medikaments wurde jedoch aus kommerziellen Gründen gestoppt19. Für solide Tumore sind keine weitere...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NKC berichtet, dass es kommerzielle Forschungszuschüsse von Y-mAbs Therapeutics erhalten hat. NKC ist der Erfinder und Inhaber der erteilten Patente, die von MSK an Y-mAbs Therapeutics, Biotec Pharmacon/Lallemand und Abpro-labs lizenziert wurden. MSK und NKC sind finanziell an Y-mAbs beteiligt. NKC berichtet, Aktienoptionen von Eureka Therapeutics erhalten zu haben. HFG und MEC haben keine relevanten Angaben.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren danken Dr. Vladimir Ponomarev für die Bereitstellung der Luciferase-Konstrukte, die in den Experimenten verwendet wurden, die im Abschnitt "Repräsentative Ergebnisse" dieses Artikels beschrieben sind.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
293T ZellenATCCCRL-11268
BSASigma AldrichA7030-10G
CD3/CD28 KügelchenGibco (ThermoFisher)11161D
D-Luciferin, KaliumsalzGoldbioLUCK-1G
DMEMGibco (ThermoFisher)11965092
DNA in vitro Transfektionsreagenz (Polyjet)SignaGen LaboratoriesSL100688
EDTASigma AldrichE9884-100G
FBSGibco (ThermoFisher)10437028
Gag/pol PlasmidAddgene14887
GFP PlasmidAddgene11150-DNA.cg
Penicilin-StreptomycinGibco (ThermoFisher)15140122
Rekombinante humane IL-2R& D Systems202-IL-010/CF
RetronektinTakaraT100B
TrypsinGibco (ThermoFisher)25-300-120
VSV-GPlasmid Addgene8454

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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Schlagwörter

Bispezifische Antik rperLuciferase TransduktionIn vivo ImagingT Zell HomingPatientderived XenograftsDurchflusszytometrieT Zell PersistenzTumorinfiltrationSpinokulation

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