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Methodenartikel

Chirurgischer Ansatz, Herausforderungen und Lösungen für die Uterustransplantation bei Ratten

2.1K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/64757

⸱

14. April 2023

 ,  ,  ,  , 
1Swiss HPB Laboratory, Department of Visceral & Transplant Surgery, University Hospital Zürich

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das vorliegende Protokoll beschreibt alle wesentlichen Schritte für eine erfolgreiche Uterustransplantation (UTx) bei Ratten. Das Rattenmodell hat sich als geeignet erwiesen, die klinische Implementierung von UTx zu fördern; Ratten-UTx ist jedoch ein hochkomplexes Verfahren, das sorgfältige Anweisungen erfordert.

Zusammenfassung

Die Uterustransplantation (UTx) ist ein neuer Ansatz zur Behandlung von Frauen mit absoluter Uterusfaktor-Infertilität (AUFI). Schätzungsweise 3%-5% der Frauen leiden an AUFI. Diesen Frauen wurde bis zum Aufkommen von UTx die Möglichkeit genommen, Kinder zu bekommen. Die klinische Anwendung von UTx wurde durch experimentelle Studien an Tieren vorangetrieben, und die erste erfolgreiche UTx wurde bei Ratten erzielt. Ratten sind aufgrund ihrer physiologischen, immunologischen, genetischen und reproduktiven Eigenschaften ein geeignetes Modellsystem für solche Transplantationen. Insbesondere die kurze Tragzeit ist ein klarer Vorteil, da der übliche Endpunkt der experimentellen UTx eine erfolgreiche Schwangerschaft mit Lebendgeburt ist. Die größte Herausforderung für Rattenmodelle bleibt die kleine Anatomie, die fortgeschrittene mikrochirurgische Fähigkeiten und Erfahrungen erfordert. Obwohl UTx in der Klinik zu einer Schwangerschaft geführt hat, ist das Verfahren nicht etabliert und bedarf einer kontinuierlichen experimentellen Optimierung. Hier wird ein detailliertes Protokoll vorgestellt, einschließlich der wesentlichen Fehlerbehebung für Ratten-UTx, von dem erwartet wird, dass das gesamte Verfahren für Personen ohne Erfahrung mit dieser Art der Mikrochirurgie leichter verständlich ist.

Einleitung

Die Uterustransplantation (UTx) ist eine neuartige Behandlung der absoluten Uterusfaktor-Unfruchtbarkeit (AUFI). AUFI resultiert aus einem Fehlen (angeboren oder erworben) oder einer Fehlbildung der Gebärmutter und betrifft 3%-5% der Frauen weltweit1. Ethische, rechtliche oder religiöse Gründe schließen eine Adoption oder Leihmutterschaft für viele Frauen aus, die den Wunsch nach Mutterschaft haben, aber unter AUFI2 leiden. Für diese Frauen bleibt UTx die einzige Möglichkeit, eine eigene Familie zu gründen. UTx wurde in der Klinik eingesetzt, wenn auch mit gemischtem Erfolg; Das Verfahren ist technisch anspruchsvoll und bedarf einer stetigen Verbesserung für die klinische Etablierung.

Im Jahr 2014 wurde die erste Transplantation einer Gebärmutter von einer Lebendspenderin (LD), die zu einer erfolgreichen Schwangerschaft führte, von der schwedischen Pioniergruppe von Brännström3 durchgeführt. Die erste Geburt nach UTx von einem verstorbenen Spender (DD) wurde 2016 in Brasilien gemeldet4. Bis 2021 wurden weltweit mehr als 80 UTxs durchgeführt, jedoch mit einer Erfolgsquote von etwa 50 % und mit Transplantaten, die für die Mehrheit von LD stammen1.

Obwohl nicht lebensrettend, ist UTx ein immer beliebteres Verfahren, um die Wünsche nach eigenen Nachkommen zu erfüllen. Daher steigt die Nachfrage nach Transplantaten, was die DD-Spende in den Fokus der Zukunft rückt. Die DD-Spende ist jedoch aufgrund wesentlich längerer kalter (und im Falle des Herztodes auch warmer) ischämischer Exposition kompliziert, was das Risiko einer Transplantatdysfunktion und Abstoßung erhöht 5,6. Die Operationstechnik, die anspruchsvolle Kompatibilitätsanpassung und die damit verbundene Immunsuppression sind nach wie vor kritische Punkte in Bezug auf UTx-Ergebnisse7.

Um die oben genannten Risiken in der Klinik zu managen, werden geeignete Tiermodelle zur Erforschung von Ischämie und Immunsuppression benötigt. Der klinisch relevanteste Endpunkt für Tiermodelle ist nach wie vor die erfolgreiche Geburt; Bisher wurden Trächtigkeiten nach experimenteller UTx bei Mäusen, Ratten, Schafen, Kaninchen und Cynomolgus-Affen erreicht8. Während größere Tiere prädestiniert sind, sich Operationstechniken anzueignen und zu optimieren, haben Nagetiere den entscheidenden Vorteil einer kurzen Tragzeit. Daher sind Nagetiermodelle in praktischer, finanzieller und ethischer Hinsicht überlegen9. Die größte Herausforderung von UTx bei Mäusen ist jedoch die kleine Anatomie, wobei die sehr anspruchsvolle Operation mit der geringen Reproduzierbarkeit von murinem UTx10 verbunden ist. Im Gegensatz dazu sind Ratten chirurgisch besser zugänglich und behalten die Vorteile einer kurzen Tragzeit. Damit ist die Ratte zum Modell der Wahl für UTx9 geworden. Wranning et al. führten 2008 das Rattenmodell der orthotopen UTx ein, und unter Verwendung dieses Modells wurde die erste Lebendgeburt nach UTx und natürlicher Paarung berichtet11,12,13. Nachfolgende Studien haben entscheidende Beiträge zur Implementierung von UTx beim Menschen geleistet9.

Nichtsdestotrotz bleibt UTx bei Ratten eine Herausforderung, und nur wenige Gruppen beherrschen diese Operationstechnik bisher. Ein relevantes Hemmnis für die Verbreitung von Ratten-UTx unter den Forschern ist das Fehlen einer genauen Beschreibung der einzelnen mikrochirurgischen Schritte, der Fallstricke und der entsprechenden Maßnahmen zur Fehlerbehebung14. Ziel dieses Protokolls ist es, einen detaillierten Leitfaden für dieses hochkomplexe mikrochirurgische Verfahren bereitzustellen, um die Implementierung dieses Tiermodells in die zukünftige Forschung zu erleichtern.

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Protokoll

Alle Tierversuche wurden nach der schweizerischen Tierschutzverordnung durchgeführt und vom Veterinäramt Zürich (Nr. 225/2019) bewilligt, um die menschliche Versorgung zu gewährleisten. Weibliche reine Lewis-Ratten (Körpergewicht 170-200 g) und weibliche jungfräuliche Braune Norwegenratten (170-200 g) wurden als Gebärmutterspender/-empfänger verwendet, während männliche Lewis-Ratten (300-320 g) für die Paarung verwendet wurden. Die Ratten waren zwischen 12 und 15 Monate alt. Die Tiere stammten aus kommerziellen Quellen (siehe Materialtabelle) und wurden unter kontrollierten Bedingungen und in einer angereicherten Umgebung mit freiem Zugang zu Wasser und Standardfutter gehalten.

1. Entnahme der Gebärmutter

HINWEIS: Einzelheiten zum Verfahren entnehmen Sie bitte den bereits veröffentlichten Berichten12,13,15.

  1. In einem geschlossenen Plexiglasbehälter (14 cm x 25 cm x 13 cm) für 1-2 min eine Anästhesie mit Isofluran und Sauerstoff einleiten (5 Vol.-% Isofluran inO2).
    1. Buprenorphin 30 min vor der Operation subkutan (0,05 mg/kg) und Bupivacain (0,5%, 8 mg/kg) subkutan im Bereich des geplanten Bauchschnitts verabreichen.
    2. Rasieren Sie die gesamte Bauchhaut der Ratte mit einem Elektrorasierer.
    3. Verwenden Sie Klebebänder, um das Tier während der Operation auf einer Heizplatte zu fixieren. Tragen Sie Augensalbe auf beide Augen auf.
    4. Halten Sie die Anästhesie während des Eingriffs mit 2-4 Vol.-% Isofluran im Sauerstoff durch kontinuierliche Verabreichung durch einen kleinen Nasenkegel aufrecht.
    5. Überwachen Sie die Anästhesietiefe anhand klinischer Parameter ohne spezielle Hilfsmittel (Atemfrequenz von ~70-120/min - ein langsamer Ratenabfall von 50 % ist während der Anästhesie akzeptabel; Überprüfung der Anästhesietiefe mit Zehenquetschung; Farbe der Schleimhäute sollte rosa sein, nicht blau oder grau)16, und passen Sie die Isoflurankonzentration entsprechend an.
      HINWEIS: Optional: Eine häufige Überwachung der Atmung während der Operation ist mit Hilfe eines Assistenten möglich.
    6. Bestätigen Sie die Narkosetiefe, indem Sie einen Zehenkneifen durchführen.
    7. Reinigen Sie die Bauchhaut in kreisenden Bewegungen mit drei abwechselnden Tupfern einer antiseptischen Lösung und 70% Alkohol. Trocknen lassen.
    8. Legen Sie ein steriles Abdecktuch (siehe Materialtabelle) mit einem Bauchfenster über das Tier.
  2. Führen Sie eine mediane Laparotomie durch.
    1. Öffnen Sie den Abdomen über einen 6-8 cm langen Schnitt in der Mittellinie, beginnend 0,5 cm unterhalb des Xiphisternums in Richtung Hypogastrium. Verwenden Sie ein Skalpell Nr. 10 für den Hautschnitt und eine kleine scharfe Schere für den Linea alba-Schnitt. Schädigen Sie weder die Leber noch die Blase.
    2. Bewegen Sie den Darm mit Wattestäbchen außerhalb der Bauchhöhle, bedecken Sie ihn vorsichtig mit einer mit steriler Kochsalzlösung angefeuchteten Gaze und schützen Sie ihn zur besseren Isolierung mit einer sterilen Plastiktüte.
    3. Setzen Sie Retraktoren oder Clips (siehe Materialtabelle) an den linken und rechten Bauchwandordnern ein, um den Bauchmuskel beiseite und den Bauch offen zu halten, um einen optimalen Zugang und eine optimale Sicht auf die Gebärmutter und die zugehörigen Gefäße zu erhalten. Befestigen Sie die Clips/Retraktoren mit Klebebändern.
    4. Tragen Sie vorgewärmte Kochsalzlösung auf, um den Operationsbereich und den Darm feucht zu halten und ein Austrocknen der Eingeweide zu vermeiden.
  3. Entnehmen Sie das rechte Gebärmutterhorn mit der gemeinsamen Gebärmutterhöhle und dem Gebärmutterhals sowie den Gefäßstielen, einschließlich der rechten Gebärmutter, der inneren und der gemeinsamen Beckengefäße.
    1. Ligatieren (4/0 Polyglactin; siehe Materialtabelle), verätzen und durchtrennen Sie das linke Gebärmutterhorn neben der Verzweigung aus der gemeinsamen Gebärmutterhöhle.
    2. Entfernen Sie überschüssiges Fett, das die Gebärmutter und die Vagina umgibt.
      Anmerkungen: Halten Sie das Fett um das Gebärmutter-Gefäß-System herum.
    3. Präparieren Sie die Blase an ihrem Ansatz am Gebärmutterhals mit Verätzung aller drainierenden und versorgenden Blasengefäße. Halten Sie während der Kauterisation einen ausreichenden Abstand zwischen dem Gebärmutterhals und der Vagina ein, um eine unnötige Verätzung dieser beiden Strukturen zu vermeiden. Andernfalls steigt das Risiko einer Transplantatnekrose.
      HINWEIS: Die meisten chirurgischen Eingriffe sollten die Blase betreffen. Ziehen Sie die Blase mit einer Gefäßklemme ein oder ziehen Sie sie nach kaudal (siehe Materialtabelle), um eine bessere Sicht auf die Excavatio vesicouterina zu erhalten.
    4. Kauterisieren und durchtrennen Sie die absteigenden Gebärmuttergefäße auf Höhe des Harnleiters so distal wie möglich zum Gebärmutterhals.
      Anmerkungen: Halten Sie die Mikrozirkulation um die Vagina und den Gebärmutterhals während der Teilung so weit wie möglich aufrecht.
    5. Trennen Sie den zervikalen/vaginalen Teil des zukünftigen Transplantats von der rektalen Befestigung und den paravaginalen und parazervikalen Bändern.
      HINWEIS: Vermeiden Sie jegliche Kauterisation an der transplantierten Vagina.
    6. Präparieren Sie die Vagina vorsichtig durch Diathermie um 2-3 mm kaudal des Gebärmutterhalses.
      HINWEIS: Im Vaginallumen sind keine Zotten (Gebärmutterhals) sichtbar.
    7. Lokalisieren Sie sowohl die Gebärmutterarterie als auch die Gebärmuttervene an ihren Ursprüngen. Ligate (Polyamid 8/0; siehe Materialtabelle), verätzen und durchtrennen die Gesäßgefäße und alle Gefäße kaudal der Gebärmuttergefäße.
      HINWEIS: Eine direkte Ligatur der Vena iliaca communis caudal zur Vena uterus ist in der Regel möglich.
    8. Durch stumpfe Dissektion werden die gemeinsamen Beckengefäße voneinander befreit, von der Gabelung der Aorta und der Hohlvene bis hin zur Teilung der Gebärmuttergefäße.
      HINWEIS: Man kann einen besseren chirurgischen Zugang zu diesem Bereich erhalten, indem man ein oder zwei benachbarte Lymphknoten entfernt.
    9. Das rechte Gebärmutterhorn wird 3 mm vom Eileiter entfernt, nachdem der utero-ovarielle Pedikel auf gleicher Höhe verätzt wurde. Dies ermöglicht eine Anastomose des transplantierten Gebärmutterhorns in den oberen Teil des Empfänger-Gebärmutterhorns.
    10. Platzieren Sie die Ligaturen (8/0 Polyamid) direkt um die rechte Arteria iliaca communis und Vene communis, proximal zu den Aorten- und Kavalbifurkationen. Machen Sie einen kleinen Schnitt (0,5-1 mm) in die rechte Arteria iliaca communis neben der Bifurkation und führen Sie eine gebogene, stumpfe 30-G-Nadel oder eine gerade, stumpfe 25-G-Nadel in das Lumen ein (zum Spülen). Befestigen Sie es mit einer Ligatur (6/0 Polyamid).
      HINWEIS: Eine weitere Möglichkeit ist die zusätzliche Sicherung mit einer Bulldog-Klemme, um ein Verschieben der Nadel und/oder des Gefäßes zu vermeiden.
    11. Präparieren Sie die Vena iliaca communis kaudal der Ligatur an der rechten Vena iliaca communis, um den Abfluss während der Spülung zu ermöglichen.
  4. Spülen Sie das Transplantat aus, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.
    1. Spülen Sie den Uterus manuell mit 3-ml-Spritzen mit ca. 9 ml kalter Ringer-Lösung (RHX: Ringer ergänzt mit 50 I.E./ml Heparin und 0,4 mg/ml Xylazin) bei einer Flussrate von 6 ml/min. Spülen Sie erneut mit 6 ml Organkonservierungslösung, ergänzt mit Heparin (50 I.E./ml) und Xylazin (0,4 mg/ml) (siehe Materialtabelle).
      Anmerkungen: Vermeiden Sie einen hohen Spüldruck und achten Sie auf die richtige Platzierung der Nadeln.
    2. Entfernen Sie das Transplantat, wenn das Gebärmuttergewebe blass geworden ist. Durchtrennen Sie die Arteria iliaca communis kaudal der Ligatur an der Bifurkation der Bauchaorta.
  5. Legen Sie das Transplantat in gekühlte Organkonservierungslösung (4 °C), um es vor der Transplantation vorzubereiten und zu lagern.
  6. Nach der Entnahme des Transplantats wird das Tier euthanasiert, indem Sie zuerst die Isofluraneinstellung auf Maximum stellen und dann einen bilateralen Pneumothorax mit anschließender Ausblutung induzieren17.

2. Syngene Gebärmuttertransplantation

HINWEIS: Einzelheiten zum Verfahren entnehmen Sie bitte den bereits veröffentlichten Berichten12,13,15.

  1. Induzieren Sie eine Anästhesie und bereiten Sie das Tier wie in Schritt 1.1 beschrieben vor.
    1. 30 Minuten vor der Operation ist eine wirksame Analgesie (wie in Schritt 1.1.1 beschrieben) und 200 I.E./kg hochmolekulares Heparin zu verabreichen.
  2. Führen Sie eine mediane Laparotomie durch.
    1. Öffnen Sie den Abdomen über einen 6-8 cm langen Mittellinienschnitt, der 0,5 cm unterhalb des Xiphisternums in Richtung Hypogastrium beginnt. Verwenden Sie ein Skalpell Nr. 10 für den Hautschnitt und eine kleine scharfe Schere für den Linea alba-Schnitt. Schädigen Sie nicht die Leber und die Blase.
    2. Bewegen Sie den Dünndarm mit Wattestäbchen aus der Bauchhöhle, wickeln Sie ihn mit einer sterilen, angefeuchteten Gaze ein und decken Sie ihn zur besseren Isolierung mit einer sterilen Plastiktüte ab.
    3. Setzen Sie Retraktoren oder Clips an den linken und rechten Bauchwandordnern ein, um den Bauchmuskel beiseite und den Bauch offen zu halten, um einen optimalen Zugang und eine optimale Sichtbarkeit der Gebärmutter und der zugehörigen Gefäße zu erhalten. Befestigen Sie die Clips/Retraktoren mit Klebebändern.
    4. Tragen Sie vorgewärmte Kochsalzlösung auf, um den Operationsbereich und den Darm feucht zu halten und ein Austrocknen der Eingeweide zu vermeiden.
  3. Führen Sie eine Hysterektomie mit Dissektion und Mobilisation des oberen Drittels der Vagina aus dem Rektum und der Blase durch.
    1. Kauterisieren Sie die Mikrogefäße um die Gebärmutter, den Gebärmutterhals und die Vagina. Schneiden Sie die Gebärmutter ab und trennen Sie sie von den umgebenden Strukturen in der Nähe des Organs, um die Mikrozirkulation der Gebärmutter zu schützen.
    2. Entfernen Sie Fettgewebe aus der Umgebung.
    3. Amputieren Sie das linke Horn durch Kauterisation. Bewahren Sie auf der rechten Seite ein 7-8 mm großes Segment des oberen Teils der Gebärmutter für eine spätere Anastomose des Gebärmuttertransplantats auf.
  4. Führen Sie eine Gebärmuttertransplantation durch.
    1. Mobilisieren und trennen Sie die rechten gemeinsamen Beckengefäße, vom Ursprung der Gebärmuttergefäße bis zur Aorten-/Kavalverzweigung.
    2. Positionieren Sie das Transplantat in der Bauchhöhle. Wickeln Sie das Transplantat in eine Gaze, die in kalter Organkonservierungslösung getränkt ist.
      HINWEIS: Das Transplantat muss während der Anastomose kalt gehalten werden.
    3. Platzieren Sie atraumatische Gefäßklemmen auf jeder Seite der rechten Beckenvene communis und rahmen Sie die zukünftige Anastomosenstelle ein.
      Anmerkungen: Senken Sie die Anästhesie auf 1-1,5 Vol.-% Isofluran, um sich an die plötzliche Abnahme der Herzvorbelastung und die daraus resultierende Hypotonie anzupassen.
    4. Schneiden Sie einen Schlitz, der etwas größer als die Öffnung der Transplantatvene ist, in die Vena iliaca communis.
    5. Positionieren Sie die Vene des Transplantats.
    6. Platzieren Sie eine Haltenaht (10/0 Polyamid; siehe Materialtabelle) in jede Ecke des Schlitzes an der rechten Beckenvene communis.
      HINWEIS: Halten Sie den Nahtknoten an der Schwanzecke locker, um eine bessere Anpassung zu erzielen und Schnüreffekte zu vermeiden.
    7. Spülen Sie den Anastomosenbereich während des Eingriffs regelmäßig mit gekühltem RHX, um Thrombosen vorzubeugen.
    8. Anastomosieren Sie eine Seite der Transplantatvene mit sechs bis acht Schlaufen einer durchgehenden Naht in die Vene des Empfängers (Abbildung 1).
      HINWEIS: Beginnen Sie mit der kranialen Haltenaht (10/0 Polyamid) und anastomosieren Sie zuerst den einströmenden Teil der Gefäße.
    9. Anastomosieren Sie die andere Seite des Gefäßes auf die gleiche Weise, diesmal von außen beginnend.
    10. Binden Sie einen Knoten an der kranialen Haltenaht und dann einen an der kaudalen Haltenaht (10/0 Polyamid), nachdem Sie die Anastomosen auf beiden Seiten beendet haben.
      Anmerkungen: Ziehen Sie die durchgehenden Nähte nur so weit wie nötig an, um Taschenfadeneffekte zu vermeiden.
    11. Platzieren Sie atraumatische Gefäßklemmen auf jeder Seite der rechten Arteria iliaca communis und rahmen Sie die zukünftige Anastomosenstelle ein.
    12. Führen Sie die arterielle Anastomose (Arteria iliaca communis [RCIA] über 8-10 Schlaufen mit unterbrochenen Nähten (10/0 Polyamid) durch.
      HINWEIS: Unterbrochene Nähte sind leichter zu kontrollieren als kontinuierliche Nähte (optional bei der "Fischmaul"-Technik)18. Das ständige Spülen des Anastomosenbereichs mit gekühltem RHX während des Eingriffs hilft, Thrombosen vorzubeugen. Wenn Sie kontinuierliche Nähte verwenden, führen Sie diesen Schritt analog zur venösen Anastomose durch.
  5. Führen Sie eine Transplantatreperfusion durch.
    1. Wenn beide Anastomosenstellen offen erscheinen und die Blutung gestoppt ist, lösen Sie die Gefäßklemmen an den Transplantatgefäßen (Abbildung 2).
    2. Untersuchen Sie das Transplantat auf Anzeichen einer Reperfusion, wie z. B. Rötung, Füllung der Vene oder Pulsation in der Transplantatarterie.
    3. Verbinden Sie die Vaginalmanschette des Transplantats mit dem Vaginalgewölbe der Empfängerin, indem Sie sechs bis sieben intraluminale (6/0 Polyglactin) unterbrochene Nähte verwenden.
      Anmerkungen: Beginnen Sie zuerst mit einer einzelnen Naht an der 12-Uhr-Position und platzieren Sie die nächsten an der 10- und 1-Uhr-Position. Die beiden Nähte an der 9- und 3-Uhr-Position sollten nach den Nähten in der ersten Reihe19,20 gebunden werden.
    4. Anastomosieren Sie das transplantierte Uterushorn mit fünf bis sieben unterbrochenen Nähten (7/0 Polyamid) von Anfang bis Ende zum verbleibenden kranialen Uterussegment der Empfängerin.
      Anmerkungen: Nähen Sie nicht durch das Lumen.
  6. Verschließen Sie den Bauch mit einer kontinuierlichen Naht. Verwenden Sie 4/0 Polyglactin zum Nähen der Muskelschicht und 6/0 Polyamid oder chirurgische Wundclips für die Haut.
  7. Lassen Sie das Tier nach Abschluss der Transplantation in einem beheizten Käfig erholen. Bleiben Sie bei dem Tier, bis es die Fähigkeit zum Liegen des Brustbeins wiedererlangt hat, und behalten Sie die Einzelhaltung bei, bis es sich vollständig erholt hat. Führen Sie eine psoopertaive Analgesiebehandlung durch subkutane Verabreichung von Buprenorphin (0,05 mg/kg) und geeignetem NSAR durch, jedoch nicht vor 4-8 Stunden nach der ersten Dosis der Anästhesie. Versorgen Sie drei Tage nach der Operation kontinuierlich mit Buprenorphin über Trinkwasser (1 mg/kg, oral, 5 ml Buprenorphin in 160 ml Trinkwasser (0,3 mg/ml)).
  8. Die Hautnaht wird 10-14 Tage nach der Chirurgie entfernt.

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Ergebnisse

Es werden Ergebnisse aus zwei Gruppen von Ratten vorgestellt. UTx wurde vor (Gruppe 1, n = 8) und nach (Gruppe 2, n = 8) Protokollanpassung (Tabelle 1) durchgeführt, um die Auswirkungen unserer Modifikationen zu demonstrieren (siehe die Diskussion für eine Erläuterung unserer Modifikationen)12,15,21.

Das Ergebnis von Ratten-UTx ist mit drei Schlüsselphasen verbunden. ...

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Diskussion

Das hier vorgestellte Protokoll bietet detaillierte Anweisungen für das chirurgische Vorgehen bei der Uterustransplantation bei Ratten. Das Protokoll wurde optimiert, um die Wahrscheinlichkeit von Lebendgeburten nach UTx und anschließender Paarung zu erhöhen. Das ursprüngliche Protokoll wurde von der Brännström-Gruppeübernommen 12,13, inspiriert von der Mausarbeit von Akouri et al.10, und auf der Grundlage der Erfahrungen der Autoren in de...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.

Danksagungen

Diese Studie wurde vom Schweizerischen Nationalfonds unterstützt (Projektbeitrag Nr. 310030_192736). Wir danken Dr. Frauke Seehusen vom Institut für Veterinärpathologie der Universität Zürich für ihre histopathologische Unterstützung.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Zur Seite abgewinkelte Schere 5 mmF.S.T15008-08
Große BüroklammerNein spezifischWird als Retraktor
verwendet stumpfe Biegenadel G30Unimed S.A.
Bupivacain 0,5%Sintetica
Buprenorphin 0,3 mg/mlTemgesic
Dosiernadel G25H.SIGRIST& PARTNER AG
Dumont #5SF PinzetteF.S.T11252-00
Ethilon 10/0Ethicon2810G
Ethilon 6/0Ethicon667H
Ethilon 7/0 EthiconEH7446H
Ethilon 8/0Ethicon2808G
Femal Brown Norway Rats (150-170 g)Janvier
Femal Lewis Rats (150-170 g)Charles River Deutschland
Feine Schere - ScharfF.S.T14060-09Jede andere kleine Schere funktioniert auch
Halsey Micro Needle HolderF.S.T12500-12Jeder andere kleine Halter funktioniert zu
Heparin Natrium 25000 I.E./ 5 mLB. Braun
Institute Georges Lopez Perfusionslösung ( IGL)Institut Georges LopezLösung zur Organerhaltung   
Männliche Lewis-Ratten (300-320 g)Charles River Deutschland
Micro Serrefines 13 mmF.S.T18055-04   
Micro Serrefines 16 mm gebogenF.S.T18055-06
Micro-Serrefine Clamp Applikator mit Lock   F.S.T18056-14   
Mö lnlyncke op towelmö lnlyncke800300Steriltuch
NaCl 0.9%B.Braun
OcteniseptSchü lke
PapierklebebandTesaZum Fixieren des Tieres
Philips Avent Schneller Flaschenwä rmer SCF358/02Philips12824216
RingerfundinB.Braun
Rompun 2%BayerXylazine
Nadelhalter mit rundem GriffF.S.T12075-12
Nadelhalter mit rundem GriffF.S.T12075-12
S& T-Gefäß-Dilatationszange - abgewinkelt 45°;F.S.T00276-13
Sacryl NahtKRUUSE152575
Scapel No 10Swann Morton201
Small Histo-Container Jeder kleine Histo-Containereignet sich gut für die Kühllagerung des Transplantats
Kleine Plastiktütendurchsichtigen Plastiktüten sind in Ordnung
Steril WattestäbchenLohmann-RauscherJedes sterile Wattestäbchen ist fein
Sterile GazeLohmann-RauscherJede sterile Gaze ist fein
Gerade Schere 8mmF.S.T15024-10
Operationsmikroskop – SZX9OlympusOLY-SZX9-B
Sutter Non Stick GLISS 0,4 mmSutter78 01 69 SLS
Nahtbindezange F.S.T00272-13
ThermoLux WärmematteThermoLux
Gewebezange für die HautAlle Gewebezangen sind fein
Vesseldilatator PinzettenF.S.T00125-11
Vicryl  plus 4/0EthiconVCP292H
Alle

Referenzen

  1. Richards, E. G., et al. Uterus transplantation: state of the art in 2021. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 38 (9), 2251-2259 (2021).
  2. Jones, B. P., et al. Options for acquiring motherhood in absolute uterine factor infertility; adoption, surrogacy and uterine transplantation. The Obstetrician & Gynaecologist. 23 (2), 138-147 (2021).
  3. Brannstrom, M., et al. The first clinical trial of uterus transplantation: surgical technique and outcome. American Journal of Transplantation. 14, 44(2014).
  4. Ejzenberg, D., et al. Livebirth after uterus transplantation from a deceased donor in a recipient with uterine infertility. Lancet. 392 (10165), 2697-2704 (2018).
  5. Lavoue, V., et al. Which donor for uterus transplants: brain-dead donor or living donor? A systematic review. Transplantation. 101 (2), 267-273 (2017).
  6. O'Donovan, L., Williams, N. J., Wilkinson, S. Ethical and policy issues raised by uterus transplants. British Medical Bulletin. 131 (1), 19-28 (2019).
  7. Kisu, I., et al. Long-term outcome and rejection after allogeneic uterus transplantation in cynomolgus macaques. Journal of Clinical Medicine. 8 (10), 1572(2019).
  8. Ozkan, O., et al. Uterus transplantation: From animal models through the first heart beating pregnancy to the first human live birth. Womens Health. 12 (4), 442-449 (2016).
  9. Favre-Inhofer, A., et al. Involving animal models in uterine transplantation. Frontiers in Surgery. 9, 830826(2022).
  10. El-Akouri, R. R., Wranning, C. A., Molne, J., Kurlberg, G., Brannstrom, M. Pregnancy in transplanted mouse uterus after long-term cold ischaemic preservation. Human Reproduction. 18 (10), 2024-2030 (2003).
  11. Sahin, S., Selcuk, S., Eroglu, M., Karateke, A. Uterus transplantation: Experimental animal models and recent experience in humans. Turkish Journal of Obstetrics and Gynecology. 12 (1), 38-42 (2015).
  12. Wranning, C. A., Akhi, S. N., Diaz-Garcia, C., Brannstrom, M. Pregnancy after syngeneic uterus transplantation and spontaneous mating in the rat. Human Reproduction. 26 (3), 553-558 (2011).
  13. Wranning, C. A., Akhi, S. N., Kurlberg, G., Brannstrom, M. Uterus transplantation in the rat: Model development, surgical learning and morphological evaluation of healing. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 87 (11), 1239-1247 (2008).
  14. Brannstrom, M., Wranning, C. A., Altchek, A. Experimental uterus transplantation. Human Reproduction Update. 16 (3), 329-345 (2010).
  15. Diaz-Garcia, C., Akhi, S. N., Wallin, A., Pellicer, A., Brannstrom, M. First report on fertility after allogeneic uterus transplantation. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 89 (11), 1491-1494 (2010).
  16. R, E., Brown, M. J., Karas, A. Z. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. 2nd edn. , Elsevier. (2008).
  17. Donovan, J., Brown, P. Euthanasia. Current Protocols. , Chapter 1, Unit 1 8(2006).
  18. Rutledge, C., Raper, D. M. S., Abla, A. A. How I do it: superficial temporal artery-middle cerebral artery bypass for flow augmentation and replacement. Acta Neurochirurgica. 162 (8), 1847-1851 (2020).
  19. Kuo, S. C. -H., et al. The multiple-U technique: a novel microvascular anastomosis technique that guarantees everted anastomosis sites with solid intima-to-intima contact. Plastic and Reconstructive Surgery. 149 (5), 981(2022).
  20. Magee, D. J., Manske, R. C. Pathology and Intervention in Musculoskeletal Rehabilitation. 2nd edn. , Elsevier. 25-62 (2016).
  21. Diaz-Garcia, C., Johannesson, L., Shao, R. J., Bilig, H., Brannstrom, M. Pregnancy after allogeneic uterus transplantation in the rat: perinatal outcome and growth trajectory. Fertility and Sterility. 102 (6), 1545-1552 (2014).
  22. Canovai, E., et al. IGL-1 as a preservation solution in intestinal transplantation: a multicenter experience. Transplant International. 33 (8), 963-965 (2020).
  23. Habran, M., De Beule, J., Jochmans, I. IGL-1 preservation solution in kidney and pancreas transplantation: A systematic review. PLoS One. 15 (4), 0231019(2020).
  24. Mosbah, I. B., et al. IGL-1 solution reduces endoplasmic reticulum stress and apoptosis in rat liver transplantation. Cell Death & Disease. 3 (3), 279(2012).
  25. Wiederkehr, J. C., et al. Use of IGL-1 preservation solution in liver transplantation. Transplantation Proceedings. 46 (6), 1809-1811 (2014).
  26. Tilney, N. L., Guttmann, R. D. Effects of initial ischemia/reperfusion injury on the transplanted kidney. Transplantation. 64 (7), 945-947 (1997).
  27. de Rougemont, O., Dutkowski, P., Clavien, P. A. Biological modulation of liver ischemia-reperfusion injury. Current Opinion in Organ Transplantation. 15 (2), 183-189 (2010).
  28. Jakubauskiene, L., et al. Relaxin and erythropoietin significantly reduce uterine tissue damage during experimental ischemia-reperfusion injury. International Journal of Molecular Sciences. 23 (13), 7120(2022).
  29. Wang, Y., Wu, Y., Peng, S. Resveratrol inhibits the inflammatory response and oxidative stress induced by uterine ischemia reperfusion injury by activating PI3K-AKT pathway. PLoS One. 17 (6), 0266961(2022).
  30. Kisu, I., et al. Risks for donors in uterus transplantation. Reproductive Sciences. 20 (12), 1406-1415 (2013).
  31. Jones, B. P., et al. Uterine transplantation in transgender women. BJOG: an International Journal of Obstetrics and Gynaecology. 126 (2), 152-156 (2019).

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