Summary
هنا ، نصف بروتوكولا يوضح بالتفصيل كيفية إجراء العلاج الديناميكي في نموذج الورم الأرومي الدبقي للفأر في الجسم الحي باستخدام الموجات فوق الصوتية المركزة الموجهة بالرنين المغناطيسي.
Abstract
العلاج بالموجات فوق الصوتية (SDT) هو تطبيق للموجات فوق الصوتية المركزة (FUS) التي تمكن عامل التحسس بالموجات فوق الصوتية من الأورام الأولية لزيادة الحساسية أثناء الصوتنة. لسوء الحظ ، هناك نقص في العلاجات السريرية الحالية للورم الأرومي الدبقي (GBM) ، مما يؤدي إلى انخفاض معدلات البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل بين المرضى. المعاملة الخاصة والتفاضلية هي طريقة واعدة لعلاج GBM بطريقة فعالة وغير جراحية ومحددة للورم. تدخل Sonosensitizers بشكل تفضيلي الخلايا السرطانية مقارنة بحمة الدماغ المحيطة. تطبيق FUS في وجود عامل تحسس بالموجات فوق الصوتية يولد أنواعا مؤكسدة تفاعلية تؤدي إلى موت الخلايا المبرمج. على الرغم من أن هذا العلاج قد ثبت سابقا أنه فعال في الدراسات قبل السريرية ، إلا أن هناك نقصا في المعايير الموحدة المعمول بها. الطرق الموحدة ضرورية لتحسين هذه الاستراتيجية العلاجية للاستخدام قبل السريري والسريري. في هذه الورقة ، نقوم بتفصيل بروتوكول أداء المعاملة الخاصة والتفضيلية في نموذج القوارض GBM قبل السريري باستخدام FUS الموجه بالرنين المغناطيسي (MRgFUS). يعد MRgFUS ميزة مهمة لهذا البروتوكول ، لأنه يسمح باستهداف محدد لورم في المخ دون الحاجة إلى عمليات جراحية (على سبيل المثال ، حج القحف). يمكن لجهاز الطاولة المستخدم هنا التركيز على موقع معين في ثلاثة أبعاد من خلال النقر على هدف على صورة التصوير بالرنين المغناطيسي ، مما يجعل اختيار الهدف عملية مباشرة. سيوفر هذا البروتوكول للباحثين طريقة موحدة قبل السريرية ل MRgFUS SDT ، مع مرونة إضافية لتغيير وتحسين المعلمات للبحث الانتقالي.
Introduction
الورم الأرومي الدبقي (GBM) هو شكل من أشكال سرطان الدماغ شديد العدوانية الذي يبلغ معدل حدوثه 3.21 لكل 100000 شخص وهو أكثر أورام الدماغ الخبيثة شيوعا1. يشمل المعيار الحالي للرعاية الاستئصال الجراحي والإشعاعي والعلاج الكيميائي2. نظرا لطبيعة الورم الغازية والارتشاحية ، فإن الاستئصال الكامل للورم أمر نادر الحدوث. الأنسجة المتبقية في هوامش الورم تؤدي إلى ارتفاع معدل تكرار الورم وانخفاض معدل البقاء على قيد الحياة أقل من 6 ٪ بعد 5 سنوات1.
بسبب هذا التشخيص ، يستكشف الباحثون خيارات علاجية جديدة لمكافحة هذا المرض الفتاك. العلاج الديناميكي بالموجات فوق الصوتية (SDT) هو علاج غير جراحي يجمع بين الموجات فوق الصوتية المركزة منخفضة الكثافة (FUS) وعوامل التحسس بالموجات فوق الصوتية لإنتاج تأثير سام للخلايا في الخلايا المستهدفة3. على سبيل المثال ، يتم امتصاص المحسسات الصوتية القائمة على البورفيرين مثل حمض 5-aminolevulinic (5-ALA) بشكل تفضيلي بواسطة الخلايا السرطانية وزيادة إنتاج الأنواع المؤكسدة التفاعلية (ROS) إلى مستويات ضارة عند تعرضها للموجات فوق الصوتية المركزة. يمكن أن تؤدي المستويات المفرطة من أنواع الأكسجين التفاعلية في الخلايا إلى إتلاف الهياكل الخلوية وتحفيز موت الخلايا المبرمج. نظرا لأن الخلايا السرطانية تمتص 5-ALA بشكل تفضيلي ، فإن الأنسجة السليمة داخل منطقة العلاج لا تتضرر 3,4. كشفت الدراسات الأولية في المختبر أن العديد من الخلايا السرطانية يتم تحليلها عن طريق علاج المعاملة الخاصة والتفضيلية ، على الرغم من أن معدل موت الخلايا يعتمد على خط الخلية. تسفر الدراسات الأولية في الجسم الحي عن نتائج مماثلة ، مما يؤكد أن المعاملة الخاصة والتفاضلية يمكن أن تؤدي إلى موت الخلايا المبرمج5.
يهدف هذا البروتوكول إلى وصف التقنيات والمعلمات الفعالة لمعالجة المعاملة الخاصة والتفاضلية لنماذج القوارض مع خلايا GBM المزروعة داخل الجمجمة باستخدام منصة أبحاث FUS الموضوعة على الطاولة. يمكن للباحثين استخدام هذا البروتوكول لأداء وتحسين المعاملة الخاصة والتفاضلية لأبحاث FUS الانتقالية.
Protocol
تمت الموافقة على جميع الدراسات على الحيوانات وأجريت وفقا للجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسية بجامعة جونز هوبكنز (IACUC). تم الحصول على إناث الفئران العارية Athymic (العمر: 10 أسابيع) من مصادر تجارية (انظر جدول المواد). تم اتباع جميع لوائح السلامة البيولوجية من المستوى 2 (BSL-2) ، بما في ذلك استخدام الأقنعة والقفازات والعباءات.
1. زرع الورم وتصوير التلألؤ الحيوي
- خلال المرحلة الأولى من الدراسة ، قم بإجراء زرع الورم داخل الجمجمة ، بعد تقرير نشر سابقا6.
ملاحظة: في هذه الدراسة ، تم استخدام 100000 خلية من خلايا الطعم الأجنبي البشرية GBM M59 في 4 ميكرولتر من تعليق الخلايا للزرع على عمق 3.0 مم في الجمجمة. - قبل العلاج ، حدد حجم الورم في كل فأر بشكل غير جراحي باستخدام نظام تصوير التلألؤ في الجسم الحي (انظر جدول المواد) بعد تقرير نشر سابقا7.
ملاحظة: تم ذلك في تاريخ العلاج ، بعد 7 أيام من زرع الورم الأولي. - باستخدام القياس الكمي للتصوير ، قسم الفئران إلى مجموعات فرعية قابلة للمقارنة للعلاج.
ملاحظة: في هذه الدراسة ، تم تضمين مجموعتين فرعيتين: (1) الفئران الحاملة للورم غير المعالجة (ن = 4) و (2) الفئران الحاملة للورم التي تخضع للمعاملة الخاصة والتفاضلية (ن = 4). لم يلاحظ أي فرق ذو دلالة إحصائية في حجم الورم قبل العلاج بين المجموعتين (p > 0.05).
2. إعداد يوم العلاج
- قم بإزالة 5-ALA hydrochloride (انظر جدول المواد) من الفريزر ووزن 200 مجم / كجم من وزن الماوس 5-ALA (على سبيل المثال ، بالنسبة للفأر 25 جم ، قم بوزن 5 مجم). افعل ذلك تحت الإضاءة المحيطة فقط.
ملاحظة: تعقيم جميع المعدات قبل الاستخدام. - قم بإذابة الكمية الإجمالية ل 5-ALA في محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) ، بحيث يتم إعطاء كل محلول 60 مجم / مل من 5-ALA مع جرعة الوزن الصحيحة (على سبيل المثال ، بالنسبة للفأر 25 جم ، قم بإذابة 5 مجم من 5-ALA في 83.33 ميكرولتر من PBS).
- لكل في مجموعة اختبار المعاملة الخاصة والتفاضلية ، قم بحقن الكمية المناسبة من محلول 5-ALA في الحيوان داخل الصفاق (محسوبة في الخطوتين 2.1 و 2.2).
- اترك الحيوانات في أقفاصها لمدة 3 ساعات لاستقلاب 5-ALA.
3. إعداد متطلبات التجارب
- املأ الخزان بالماء منزوع الأيونات (DI).
ملاحظة: تعتمد كمية المياه اللازمة على عدد الفئران المستخدمة في الدراسة. - قم بتوصيل أنابيب التدفق للداخل والتدفق للخارج بجهاز إزالة الغازات بالموجات فوق الصوتية (انظر جدول المواد) وقم بتوصيل جهاز إزالة الغارات بالطاقة (1 = ON ، 0 = OFF).
- ضع الطرف الآخر من أنابيب التدفق للداخل والتدفق للخارج في خزان المياه DI.
- قم بتشغيل degasser وتشغيله لمدة 45 دقيقة.
- املأ الماء الذي تم تفريغه حديثا إلى أعلى حاوية محكمة الإغلاق ومحكمة الغلق لاستخدامها أثناء الدراسة.
- صب جل الموجات فوق الصوتية (انظر جدول المواد) في أنبوب مخروطي ، ثم ضعه في جهاز طرد مركزي وقم بتدويره بسرعة 160 × جم لمدة 5 دقائق لإزالة أي هواء من الجل.
ملاحظة: هناك حاجة إلى ما يكفي من الجل لتشكيل دمية من الجل على رأس كل حيوان.
4. إعداد نظام MRgFUS
- قم بتوصيل نظام MRgFUS (انظر جدول المواد) باستخدام مخطط الأسلاك كما هو موضح في الشكل 1 (اللوحة السفلية).
- قم بتوصيل جميع المكونات الضرورية (كمبيوتر سطح المكتب ، الشاشة ، منصة MRgFUS ، راسم الذبذبات ، مكبر الصوت) بالطاقة.
- قم بتوصيل جميع الكابلات بالمواقع الصحيحة.
- قم بتوصيل محول الطاقة المطلوب بمنصة MRgFUS عبر BNC والكابلات المحورية ، ثم قم بتوصيل صندوق مطابقة المعاوقة المقابل بالأسلاك الصحيحة.
ملاحظة: تم استخدام محول طاقة 515 كيلو هرتز لهذه الدراسة.
- قم بتشغيل جميع الأجهزة.
- على نظام تشغيل كمبيوتر سطح المكتب ، افتح تطبيق AUREUS ، المدمج بالفعل في برنامج نظام FUS.
- حدد توصيل كافة الأجهزة لتوصيل الجهاز بالنظام وتأكد من اتصال المكونات بالبرنامج.
- حدد محول الطاقة المستخدم عن طريق تحديد القائمة المنسدلة واختيار محول الطاقة المطلوب.
5. التهيئة
- قم بفك المسمار السفلي من الشبح واملأ التجويف بالماء منزوع الأيونات والتفريغ حتى يفيض ، ثم استبدل المسمار مرة أخرى.
- أدخل الشبح في موقع سرير التصوير بالرنين المغناطيسي المقابل له (انظر الشكل 2) ، ثم ضع سرير التصوير بالرنين المغناطيسي في مهد التصوير بالرنين المغناطيسي في الفتحة المقابلة له.
- ضع حامل التصوير بالرنين المغناطيسي في مكانه المقابل في ماسح التصوير بالرنين المغناطيسي (انظر جدول المواد). اضبط الحامل بحيث يمكن لسرير التصوير بالرنين المغناطيسي الوهمي أن ينزلق إلى تجويف التصوير بالرنين المغناطيسي دون أي عوائق للحصول على صورة عالية الجودة للشبح. ضع علامة على هذا الموقع بحيث يمكن تكراره بسهولة في المستقبل.
ملاحظة: بمجرد العثور على هذا الموقع ، لن يتم تغيير الموقع لبقية العلاج. لذلك ، تأكد من أنه موقع مناسب لوضع التصوير بالرنين المغناطيسي للحيوانات ، أو يجب تكرار التسجيل بالكامل. - قم بإجراء فحص التصوير بالرنين المغناطيسي للشبح باستخدام الإعدادات الواردة في الجدول 1.
- قم بإزالة الحامل من تجويف المغناطيس ولكن احتفظ به على الماسح الضوئي. قم بإزالة سرير التصوير بالرنين المغناطيسي الذي يحتوي على الشبح من المهد ، ثم ضع السرير مع الشبح على نظام MRgFUS عن طريق تحريك الوتد الموجود في الأسفل إلى الفتحة الصحيحة.
- ضع طرف التسجيل على الفتحات المغناطيسية الموجودة على ذراع محول الطاقة بحيث تشير لأسفل نحو الشبح (انظر الشكل 2).
- في البرنامج، اختر تحديد موضع منزل جديد، ثم حدد تشغيل وضع التحريك لبدء البحث المركز الموجه. بعد تبديل وضع الركض، استخدم مفاتيح اليسار واليمين وأعلى ولأسفل والصفحة لأعلى ولأسفل لتحريك ذراع الترجام يدويا في الاتجاهات اليسرى واليمنى والأمامية والخلفية والأعلى والأسفل، على التوالي.
- اضبط المؤشر يدويا في جميع الأبعاد الثلاثة حتى يلامس طرف المؤشر منتصف النموذج المتقاطع الذي يقع أعلى الشبح (انظر الشكل 2).
- قم بتنزيل صور التصوير بالرنين المغناطيسي الوهمية على الكمبيوتر وضعها في مجلد في الدليل المختار ، ثم قم بتحميل صور التصوير بالرنين المغناطيسي في البرنامج عن طريق تحديد تحميل الصور الوهمية. ستقوم الشرائح الوهمية المحورية بعد ذلك بملء الشاشة على الجانب الأيمن. قم بالتمرير خلال هذه الشرائح عبر شريط تمرير الماوس. اضبط السطوع بالنقر مع الاستمرار على الصورة ثم تحريك الماوس لأعلى أو لأسفل.
ملاحظة: إذا لم يكن أي من الملفات الموجودة في المجلد ملفات DICOM غير مضغوطة ، فلن يتمكن البرنامج من قراءتها واستيرادها ، لذا قم بإزالة أي ملفات أخرى من هذا المجلد. - قم بالتمرير إلى أي صورة للشبح حيث توجد دائرة واضحة بها ثلاثة ثقوب مظلمة في كل منها. انقر فوق منتصف الشبح ، وستظهر دائرة حمراء. انقر واسحب على الدائرة حتى تصبح بنفس القطر وتصطف مع محيط الشبح (انظر الشكل 2).
- يشار إلى إحداثيات هذا الموقف باسم "موقف المنزل" ؛ احفظ هذا بالنقر فوق تعيين L / R و A / P و S / I.
- انقر فوق إيقاف تشغيل وضع التحرك، وقم بإزالة تلميح التسجيل من ذراع الترجام، ثم حدد إنهاء العثور على تركيز التركيز. قم بتأكيد موضع الصفحة الرئيسية لإكمال تسلسل التهيئة.
6. إعداد الحيوانات للمعاملة الخاصة والتفاضلية
- تخدير الماوس باستخدام خليط غاز isoflurane-O2 في غرفة الحث. اضبط معدل تدفق الغاز على 1.0 مل / دقيقة والمبخر على 2.0٪ لتحريض التخدير ، وعادة ما يتطلب 3-5 دقائق في الغرفة (انظر جدول المواد).
- تقييم الحيوان للتخدير الكافي عن طريق معسر إصبع القدم. ضع مرهما للعيون على العينين لتجنب جفاف القرنية.
ملاحظة: راقب عمق التخدير طوال العملية. - حقن الماوس مع 40 ميكرولتر من عامل تباين الجادولينيوم من خلال الوريد الذيل (انظر جدول المواد).
- قم بإزالة أي شعر يعيق فروة الرأس فوق الجمجمة باستخدام كريم إزالة الشعر وماكينة حلاقة إلكترونية.
- ثبت الحيوان على سرير التصوير بالرنين المغناطيسي باستخدام الخطوات التالية (انظر الشكل 3).
- قم بتوصيل أنبوب مدخل سرير التصوير بالرنين المغناطيسي (الشكل 3 أ) بمصدر إيزوفلوران للتخدير ، واضبط معدل تدفق الغاز على 1.0 مل / دقيقة والمبخر على 2.0٪ لتحريض التخدير. قم بتوصيل أنبوب المخرج بعلبة مرشح الفحم لامتصاص التخدير.
- ضع قطعة مخروط الأنف في فتحتها ، كما هو موضح في الشكل 3 ب. حرك شريط العضة عبر فتحات قضيب العضة في كل من مخروط الأنف وفي نهاية السرير ، كما هو موضح ، مع تحوم نهاية واقي العضة فوق البئر المفتوحة في سرير التصوير بالرنين المغناطيسي.
- ضع الحيوان على سرير التصوير بالرنين المغناطيسي مع اصطفاف أذنيه مع فتحات قضيب الأذن التجسيمية وأغلق أسنانه من خلال واقي العضة لإبقائه في مكانه. حرك مخروط الأنف للأمام بحيث يكون فوق خطم الحيوان لتوفير تيار مستمر من التخدير.
- حرك قضبان الأذن من خلال الثقوب الموجودة على جانبي سرير التصوير بالرنين المغناطيسي وارفع رأس الحيوان حتى يمكن احتواء قضيبي الأذن في قنوات أذن الماوس.
ملاحظة: لا تدفع بعيدا ، لأن هذا يمكن أن يتلف طبلة أذن الحيوان. - تأكد من أن الحيوان في وضع مريح. بعد ذلك ، باستخدام مفك براغي مسطح الرأس ، قم بربط البراغي المتوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي لتثبيت كل من قضبان الأذن ومخروط الأنف وقضيب العض. سيؤدي ذلك إلى تثبيت الحيوان في مكانه ومنع أي حركة للرأس حتى يتم إزالة الحيوان من السرير.
ملاحظة: تأكد من عدم وجود اضطراب في وضع الحيوان على سرير التصوير بالرنين المغناطيسي بعد هذه الخطوة. إذا تحرك الحيوان ، فسيلزم تكرار الإعداد بالكامل (الخطوة 6.5) ، بغض النظر عن مدى طول البروتوكول. - أثناء انتظار الحيوان ، ضع سرير التصوير بالرنين المغناطيسي على وسادة حرارة دافئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم.
ملاحظة: مراقبة درجة حرارة الجسم والحفاظ عليها طوال العملية.
- يتم توفير Isoflurane باستمرار للحيوان عبر أنابيب متصلة بمخاريط الأنف طوال فترة العلاج عندما يتم تثبيت سرير الحيوان على نظام FUS ، باستخدام التركيبات المتوفرة على المنصة.
7. إجراءات التصوير بالرنين المغناطيسي
- خذ سرير التصوير بالرنين المغناطيسي مع تثبيت الحيوان بشكل تجسيمي وضعه في مهد التصوير بالرنين المغناطيسي المتصل مسبقا بماسح التصوير بالرنين المغناطيسي (انظر جدول المواد) ، عن طريق شق فتحة سرير التصوير بالرنين المغناطيسي في نهايتها إلى الوتد على مهد التصوير بالرنين المغناطيسي ، كما هو موضح في الشكل 3. قم بتوصيل أنابيب التخدير مدخل ومخرج بالأنابيب المقابلة في جهاز التصوير بالرنين المغناطيسي.
- حرك حامل التصوير بالرنين المغناطيسي الذي يحتوي على الحيوان في تجويف التصوير بالرنين المغناطيسي ، مع التأكد من الحفاظ على نفس الوضع مثل مكان وضع الوهم.
- قم بإجراء محدد موضعي لمعرفة موقع دماغ الحيوان ثم فحص التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح T1 بعد التباين الذي يغطي الدماغ بالكامل باستخدام إعدادات التصوير بالرنين المغناطيسي من الجدول 2.
- قم بتصدير فحص التصوير بالرنين المغناطيسي كمجموعة من ملفات DICOM غير المضغوطة ، واحد لكل شريحة.
8. العلاج بالموجات فوق الصوتية المركزة (الشكل 4)
- قم بإزالة الحيوان من مهد التصوير بالرنين المغناطيسي بعد الانتهاء من الفحص ووضعه على المنصة عن طريق شق الجزء الأمامي من السرير في الوتد المقابل له في الجزء الخلفي من المنصة ، وشق الجزء الخلفي من السرير في الوتد المقابل.
- قم بتوصيل أنبوب مدخل سرير التصوير بالرنين المغناطيسي بمصدر إيزوفلوران للتخدير واضبط معدل تدفق الغاز على 1.0 مل / دقيقة والمبخر على 2.0٪ للحفاظ على التخدير. قم بتوصيل أنبوب المخرج بعلبة مرشح الفحم لامتصاص التخدير.
- انقل مجموعة ملفات DICOM إلى الكمبيوتر وضعها في مجلد في دليل العمل الرئيسي للدراسة الحالية.
ملاحظة: راجع الخطوة 5.9 لمعرفة متطلبات الملف. - في البرنامج ، انتقل إلى صفحة التهيئة الرئيسية وقم بتشغيل وضع الركض بالنقر فوق البحث عن التركيز البؤري الموجه ثم النقر فوق تشغيل وضع الركض.
- ضع القليل من هلام الموجات فوق الصوتية بالطرد المركزي على رأس الحيوان ، مع ما يكفي من الجل لتغطية فروة الرأس بأكملها فوق الجمجمة.
- صب DI والماء المنزوع الغازات في حمام مائي يصل إلى 80٪ ، ثم ضع الحمام المائي على الأعمدة المقابلة له على المنصة.
- قم بخفض حمام الماء المملوء بماء DI حتى يلامس الغشاء السفلي هلام الموجات فوق الصوتية على رأس الحيوان ، مكونا سطح اقتران بين الماء والجل. تأكد من أن هلام الموجات فوق الصوتية يغطي رأس الحيوان بالكامل إلى حمام مائي وأنه لا توجد فقاعات هواء في هلام الموجات فوق الصوتية بين الحمام المائي وفروة رأس الماوس.
- اغمر محول الموجات فوق الصوتية في حمام مائي ، مما يضمن عدم تشكل فقاعات هواء على سطح محول الطاقة.
- اخفض ذراع محول الطاقة باستخدام وضع التحريك لأسفل باتجاه محول الطاقة المغمور جزئيا ، وقم بإقرانه بمحول الطاقة عن طريق محاذاة الفتحات المغناطيسية مع بعضها البعض بينما يظل سطح محول الطاقة مغمورا.
- قم بإيقاف تشغيل وضع التحريك ، ثم قم بإنهاء البحث المركز ، كما تم أثناء خطوة التهيئة. تأكد من تأكيد وضع المنزل كما حدث من قبل.
- انتقل إلى علامة تبويب العلاج ، ثم قم بتحميل ملفات التصوير بالرنين المغناطيسي المرجحة T1 بعد التباين بالنقر فوق رمز المجلد في أعلى منتصف الشاشة. حدد المجلد الذي يحتوي على ملفات DICOM التي تم تحميلها إلى الكمبيوتر مسبقا وافتحها. يجب أن تقوم هذه الخطوة تلقائيا بتحميل جميع ملفات DICOM في اللوحة اليمنى العليا.
- بعد ذلك ، في علامة التبويب وضع Sonication ، حدد وضع العلاج المناسب عن طريق اختيار إما الاندفاع أو الموجة المستمرة. إذا كنت في وضع الاندفاع، في علامة التبويب إعدادات Sonication ، أدخل طول الاندفاع وفترة الاندفاع وعدد الفترات. سوف تتوافق هذه المعلمات مع كل موقع صوتنة. إذا كنت في وضع الموجة المستمرة ، فأدخل فقط مدة الصوتنة.
ملاحظة: في هذه الدراسة ، تم استخدام وضع الموجة المستمرة لمدة 120 ثانية. - انقر على أيقونة الهدف في أعلى منتصف الصفحة وحدد المواقع المناسبة على شريحة التصوير بالرنين المغناطيسي الصحيحة حيث سيتم استهداف المنطقة البؤرية FUS. سيكون هناك مربع أحمر فاتح مع دائرة حمراء موجودة عند النقر عليها. يمكن اختيار أكثر من اختيار واحد.
- على يسار صورة التصوير بالرنين المغناطيسي يوجد جدول ، والذي سيتم ملؤه بإحداثيات 3D للمناطق البؤرية المحددة. في العمود الأخير من الجدول ، أدخل مستوى الطاقة المراد صوتيته في كل نقطة بؤرية ، والتي يمكن حسابها بشكل منفصل لكل محول طاقة يستخدم للحصول على مستويات الضغط أو الشدة المطلوبة. انقر فوق كل نقطة بؤرية في الجدول للتأكيد ، مما سيؤدي إلى تمييز الإحداثيات ، وستتحول المنطقة البؤرية المقابلة على الصورة إلى اللون الأزرق.
ملاحظة: ارجع إلى ورقة بيانات محول الطاقة لتحديد كيفية ترجمة مستوى الطاقة الذي تم إدخاله في الجدول إلى ضغط أو شدة ، لأن هذه القيم خاصة بمحول الطاقة. - بمجرد الرضا عن جميع المناطق البؤرية ، حدد اختبار الحركة. سيؤدي ذلك إلى مطالبة البرنامج بنقل محول الطاقة إلى جميع النقاط البؤرية لضمان إمكانية الحركات. بعد التأكيد ، سيشير البرنامج إلى اكتمال اختبار الحركة. في حالة حدوث خطأ ، اضبط المناطق البؤرية بحيث يمكن وضعها ضمن محاور 3D لمحركات محول الطاقة.
- بمجرد أن تصبح جاهزا ، حدد بدء Sonication لبدء بروتوكول الصوتنة ، وتحريك محول الطاقة وتطبيق معلمات FUS الصحيحة في كل منطقة بؤرية محددة.
- بمجرد الانتهاء من بروتوكول الصوتنة ، قم بفصل محول الطاقة عن ذراع محول الطاقة ، وإزالة حمام الماء من المنصة ، ومسح هلام الموجات فوق الصوتية من فروة رأس الحيوان.
- قم بفك قضبان اللدغة والأذن ، وقم بإزالة الحيوان من سرير التصوير بالرنين المغناطيسي ، ثم ضع الحيوان على وسادة دافئة حتى يستيقظ الحيوان من التخدير. عند هذه النقطة ، أعد الحيوان إلى قفصه.
- بالنسبة للحيوانات اللاحقة ، كرر نفس البروتوكول ، بدءا من القسم 6.
- بمجرد معالجة الحيوانات المرغوبة ، قم بتنظيف جميع الأسطح التي لمستها الحيوانات بنسبة 70٪ من الإيثانول (انظر جدول المواد).
- قم بإنهاء البرنامج ، ثم قم بإيقاف تشغيل كل قطعة من المعدات.
9. خطوات ما بعد العلاج
- كرر بروتوكول نظام التصوير في الجسم الحي (IVIS) من القسم 1 للتلألؤ الحيوي الذي يقيس 24 ساعة بعد العلاج. لتحليل فعالية العلاج ، قارن تسجيلات التلألؤ الحيوي قبل وبعد العلاج لتحديد معدل النمو لكل من المجموعات المعالجة وغير المعالجة.
- قم بإجراء فحوصات التصوير بالرنين المغناطيسي للمتابعة باستخدام نفس الإعدادات من الخطوة 6.4. باستخدام عمليات المسح المحسنة بالتباين ، قارن متوسط شدة التدرج الرمادي لمنطقة الورم أو احسب الحجم الإجمالي الذي يغطيه عامل التباين لتحديد الاختلافات في حجم الورم قبل وبعد العلاج.
Representative Results
ينخفض حجم الورم في الحيوانات التي عولجت بالمعاملة الخاصة والتفاضلية لمدة 24 ساعة بعد العلاج.
في يوم معالجة المعاملة الخاصة والتفاضلية ، كان متوسط إشارة التلألؤ البيولوجي الأصلي لمجموعات التحكم والمعالجة (N = 4 لكل منهما) 2.0 × 10 6 ± 3.1 × 10 6 و 2.3 × 106 ± 1.3 × 10 6 p / s / cm2 / sr ، على التوالي. لم يكن متوسط قيم التلألؤ الحيوي المقابلة لحجم الورم قبل العلاج بين المجموعتين ذا دلالة إحصائية (p = 0.89). كان متوسط إشارة التلألؤ الحيوي لمجموعة المعالجة 3.57 × 10 6 ± 2.3 × 10 6 24 ساعة بعد المعاملة الخاصة والتفضيلية ، بينما تمت زيادة إشارة التوهج الحيوي لمجموعة التحكم إلى 5.5 × 10 6 ± 8.2 × 10 6 p / s / cm2 / sr. كما هو موضح في الشكل 5 ، يتوافق هذا مع معدل نمو قدره 83.4٪ ± 78٪ و 172٪ ± 34٪ على التوالي ، بافتراض النمو الأسي (p = 0.08). من بين الحيوانات الأربعة المعالجة ، كان لدى ثلاثة منها معدلات نمو أقل بعد المعالجة مقارنة بالشواهد. كان هناك قيمة شاذة واحدة في مجموعة العلاج أظهرت نموا مشابها للضوابط ، مما أدى إلى انحراف الانحرافات.
بالإضافة إلى ذلك ، خضعت الحيوانات لتصوير بالرنين المغناطيسي معزز بالتباين في اليوم التالي للعلاج لمقارنة الورم قبل وبعد العلاج. تم إجراء متوسط شدة التدرج الرمادي لعامل التباين في الأورام عبر كل شريحة تصوير بالرنين المغناطيسي لكل لقياس مقدار عامل التباين الذي يدخل الأورام بعد العلاج ، كتقدير لحجم الورم. قبل العلاج ، كان متوسط شدة تدرج الرمادي للورم بين المجموعة الضابطة والمعالجة متشابها. في المتوسط ، زادت شدة التدرج الرمادي هذه في المجموعة الضابطة إلى حجم أكبر من المجموعات المعالجة ، على الرغم من أن هذا لم يكن كبيرا (p = 0.47). يمكن رؤية هذه البيانات في الجدول 2. ومن المحتمل أن يعزى التباين الكبير في هذه النتائج إلى حقيقة أن التصوير بالرنين المغناطيسي لم يتم أخذه إلا بعد 24 ساعة من العلاج، وفي ذلك الوقت تكون الإمكانات العلاجية للمعاملة الخاصة والتفاضلية قد بدأت للتو في الحدوث. ومع ذلك، يبين الشكل 6 مثالا على الآفات التي أحدثتها المعاملة الخاصة والتفاضلية.
الشكل 1: إعداد نظام FUS. (أعلى) نظام MRgFUS مع المكونات المصنفة. (أمامي) 1. المنصة. 2. ذراع محول الطاقة الميكانيكي للمحور. 3. محول FUS. 4. حمام مائي. 5. سرير التصوير بالرنين المغناطيسي. 6. مراقبة. 7. مربع مطابقة مقاومة محول الطاقة. 8. مربع مكبر للصوت السلطة. 9. مولد وظيفة. 10. وظيفة مولد القناة 1 منفذ BNC. 11. كمبيوتر مكتبي. (أسفل) نظام MRgFUS مع مخطط الأسلاك المرمز بالألوان مع التوصيلات التالية. (خلف) 1. أسلاك الطاقة. 2. مراقبة HDMI إلى HDMI سطح المكتب. 3. منفذ B USB B إلى سطح المكتب USB A. 4. راسم الذبذبات LAN إيثرنت إلى إيثرنت سطح المكتب. 5. واجهة الحركة إيثرنت إلى إيثرنت سطح المكتب. 6. راسم الذبذبات aux داخل / خارج BNC إلى AWG إدخال BNC. 7. قناة الذبذبات 1 (الجبهة) BNC لمزامنة BNC. 8. مطابقة مربع الإخراج BNC إلى RF الإدخال المحوري. 9. RF الناتج متحد المحور لمطابقة مربع محوري. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: التسجيل الوهمي. (أ) إعداد النظام والبرمجيات أثناء التسجيل الوهمي. (B) لقطة شاشة لشاشة التسجيل الوهمية؛ حيث الدائرة الحمراء هي المحيط المحدد للمقطع العرضي المحوري. (ج) شبح يوضع على سرير التصوير بالرنين المغناطيسي، منظر علوي. (د) منظر جانبي للشبح ، حيث يكون الخط الأحمر في الشريحة المحورية المقابلة للدائرة في C. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 3: وضع الحيوان. (أ) سرير ومهد التصوير بالرنين المغناطيسي ، مع أجزاء مختلفة مذكورة: 1. مهد التصوير بالرنين المغناطيسي. 2. سرير التصوير بالرنين المغناطيسي التجسيمي. 3. قضبان الأذن. 4. شريط لدغة. 5. مخروط الأنف. 6. التصوير بالرنين المغناطيسي السرير الوتد هول. 7. أنابيب التخدير إيزوفلوران. (ب) رسم توضيحي يمثل وضع الماوس على سرير التصوير بالرنين المغناطيسي ووضعه على المهد ، مع ملف RF (برتقالي) (تم تعديل الرسم التوضيحي باستخدام قالب Biorender 2022). (ج) رسم توضيحي يمثل وضع الماوس على سرير التصوير بالرنين المغناطيسي أثناء علاج FUS (تم تعديل الرسم التوضيحي باستخدام قالب Biorender 2022). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: اختيار نقطة الاتصال. مثال على اختيار نقطة صوتنة في واحد. يمثل كل عمود شريحة تصوير بالرنين المغناطيسي بعد التباين مرجحة T1 حيث تكون كل شريحة 0.5 مم في الاتجاه القريب (الشريحة 1) إلى الاتجاه البعيد (الشريحة 5). تم تقسيم حدود الورم يدويا وتم تحديدها باللون الأحمر (الصف 1) ، ويتم تمثيل مواقع الصوتنة المقابلة (الصف 2) بمربع أخضر فاتح (مركز أقصى بؤري) ودائرة زرقاء (نصف محيط بؤري أقصى). تم صوتنة كل موقع لمدة 2 دقيقة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5: معدل النمو بعد المعاملة الخاصة والتفاضلية. معدل نمو أورام GBM من قبل إلى 24 ساعة بعد العلاج SDT في الحيوانات المعالجة وغير المعالجة (السيطرة) مع أورام M59 داخل الجمجمة على أساس التلألؤ المقاس. تشير أشرطة الخطأ إلى الانحراف المعياري. تم إجراء اختبار T لعينة من الطالب لتحديد الأهمية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 6: الآفة الناتجة عن المعاملة الخاصة والتفاضلية. قبل وبعد التباين ، يتم تحسين فحوصات التصوير بالرنين المغناطيسي المرجحة T1 من نموذج حيواني يتميز بشريحة محورية تمثيلية تظهر آفة في الورم الناتج عن المعاملة الخاصة والتفاضلية. (يسار) فحص التصوير بالرنين المغناطيسي قبل العلاج بالمعاملة الخاصة والتفاضلية ، مع تحديد الورم باللون الأحمر. (الوسط) اختيار النقطة البؤرية FUS حيث يتم تمثيل الضغط الأقصى بدوائر زرقاء فاتحة ويتم تمثيل مناطق الضغط نصف الأقصى بدوائر زرقاء. (يمين) فحوصات التصوير بالرنين المغناطيسي بعد المعاملة الخاصة والتفاضلية ، حيث يتم تحديد الورم باللون الأحمر. تظهر الآفات التي أنشأتها المعاملة الخاصة والتفضيلية وثقب المحقنة للزرع. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
| تسلسل | تي 1 |
| وقت التكرار | 3000مللي ثانية |
| وقت الصدى | 30مللي ثانية |
| سمك الشريحة | 0.5 مم |
| عدد الشرائح | 25 |
| تباعد البكسل | 0.187 مم × 0.187 مم |
| مصفوفة الاستحواذ | 133 س 133 |
| المتوسطات | 4 |
الجدول 1: إعدادات التصوير بالرنين المغناطيسي.
| تحكم | مجموعة المعاملة الخاصة والتفاضلية | القيمة الاحتمالية | |
| المعالجة المسبقة | 7.49 س 10 3 ± 2.2 س 103 | 7.48 س 10 3 ± 1 س 103 | 0.99 |
| ما بعد العلاج | 8.79 س 103 ± 7.7 س 102 | 7.95 س 10 3 ± 1.1 س 103 | 0.33 |
| فرق النسبة المئوية | 16٪ ± 16٪ | 7٪ ± 12٪ | 0.47 |
الجدول 2: تدرج رمادي التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح T1 بعد التباين.
Discussion
خيارات علاجية وفعالة جديدة ضرورية للمرضى الذين يعانون من GBM. حدد هذا البروتوكول علاجا بوساطة FUS قبل السريرية ل GBM يخضع حاليا لفحص مكثف للترجمة السريرية. على الرغم من أن المعاملة الخاصة والتفاضلية لديها إمكانات مثيرة ، لا يزال هناك الكثير لفهمه وتحسينه في الإعداد قبل السريري.
أحد أهم مكونات هذا البروتوكول هو استخدام FUS الموجه بالرنين المغناطيسي لاستهداف الورم لتحقيق أقصى قدر من الفعالية. باستخدام فانتوم ، يمكن إنشاء مساحة إحداثيات 3D ، حيث يمكن تعيين إحداثيات لكل بكسل من شرائح التصوير بالرنين المغناطيسي المحورية. بعد ذلك ، يقوم إجراء بسيط لاختيار موقع الصوتنة على صورة MR بإعلام محول الطاقة بمكان التصويب. نظام FUS قبل السريري المستخدم متعدد الاستخدامات وقابل للتطبيق عند الحاجة إلى استهداف مواقع أمراض معينة مثل الورم ، بما في ذلك الأورام العميقة الجذور التي يصعب استهدافها دون تأكيد التصوير. باستخدام الجادولينيوم كعامل تباين ، هناك تصور واضح للورم ، مما يسمح للمستخدم باتخاذ قرارات مستنيرة عند اختيار الأهداف. الميزة التي تتمتع بها المعاملة الخاصة والتفاضلية على العديد من العلاجات الأخرى هي أنها علاج خاص بالورم. يجب أن تستهدف FUS منخفضة الكثافة أنسجة الورم فقط ، مع ترك حمة الدماغ السليمة دون أن تمسها نسبيا 3,8.
تسلط نتائج هذه التجربة الضوء على كيف يمكن أن تؤدي مزايا هذا البروتوكول إلى نتائج علاجية مماثلة للنتائج الأخرى في الأدبيات الخاصة والتفاضلية. يوضح الشكل 5 أنه في غضون أقل من 24 ساعة بعد يوم العلاج ، كان هناك تباطؤ في نمو الورم في المجموعة المعالجة. على الرغم من عدم أهمية استخدام حجم العينة الصغير هذا ، فقد ينتج عن الأهمية عدد أكبر من الحيوانات. يشبه هذا التأخير في نمو الورم ما تم عرضه في الورقة الرائدة حول هذا الموضوع من قبل Wu et al. (2019) ، والتي أظهرت تباطؤ نمو الورم بمرور الوقت في الحيوانات المعالجة ، بالإضافة إلى زيادة أوقات البقاء على قيد الحياة9.
تضمنت الاعتبارات التي تم إجراؤها عند تصميم هذا البروتوكول سلالة الحيوانات ونوع الورم واختيار عامل التحسس بالصوت. تم اختيار الفئران العارية Athymic لهذا البروتوكول لأسباب متعددة. أولا ، الماوس العاري أسهل في الصوتنة لأن قلة الشعر تمنع أي توهين. أيضا ، يسمح عدم وجود جهاز مناعي بزرع الطعوم الخارجية المشتقة من المريض (PDXs) بحيث يشبه نموذج الورم الحالة السريرية بشكل أوثق. الجانب السلبي لاستخدام نموذج athymic هو أنه لا يمكن توصيف الجهاز المناعي ، لذلك لن يتم قياس أي استجابة مناعية ناتجة عن المعاملة الخاصة والتفاضلية في هذه الدراسات10. خط الورم المختار هو خط PDX عدواني وسريع النمو. وقت العلاج مهم جدا لأنه يجب التحقق من إنشاء الورم ، ولكن يجب ألا يملأ عبء الورم نصف الكرة الأرضية. تتطلب خطوط الخلايا المختلفة أوقات حضانة مختلفة لتحقيق ورم بحجم مثالي للتجارب قبل السريرية. في هذا البروتوكول ، تم استخدام 5-ALA كمحسس للصوت بسبب امتصاصه التفضيلي في أورام GBM ، والذي تم تأكيده في المختبر لهذا الخط الخلوي في التجارب السابقة (بيانات غير منشورة). يمكن استبدال المحسسات الصوتية الأخرى واختبارها لتحديد المركب الأنسب للفعالية والسلامة. أخيرا ، بدأ العلاج بعد 3 ساعات من حقن 5-ALA ، حيث أظهرت الأدبيات السابقة أن هذا هو الوقت الأمثل مع جرعة الحقن5.
تم تحديد معلمات FUS المختارة في هذا البروتوكول (10 واط / سم2 لمدة دقيقتين عند 515 كيلو هرتز في كل موقع مستهدف) بناء على مراجعة الأدبيات السابقة والتجارب الأولية 4,9. تم اختيار شبكة من نقاط الصوتنة التي تغطي الورم بأكمله من أجل توليد تأثير ROS في جميع أنحاء الورم بأكمله. الكثافة المستخدمة هنا أعلى من المنشورات الأخرى ، ولكن في فترة زمنية قصيرة ، لا يتوقع أن يؤدي ذلك إلى أي آثار ضارة مرتبطة بدرجة الحرارة ، حيث تم استخدام شدة تصل إلى 25 واط / سم2 بنجاح في نموذج الماوس دون آثار جانبية كبيرة11. الأهم من ذلك ، لم يتم نشر أي مجموعة موحدة أو محسنة من معلمات FUS في الأدبيات. لذلك ، يمكن تعديل القيم المحددة التي تم الإبلاغ عنها هنا لتحديد المجموعة المثلى من المعلمات ، مما يؤدي إلى الحد الأقصى من أنسجة الورم مع الحفاظ على السلامة. بالإضافة إلى ذلك ، نظرا لأن خطوط الخلايا المختلفة لها مستويات متفاوتة من الأوعية الدموية ونقص الأكسجة ، فقد يحتاج هذا العلاج إلى تعديل. لقد أظهرنا انخفاضا عاما في نمو الورم (الشكل 5) في غضون 24 ساعة من العلاج بالمعاملة الخاصة والتفاضلية ، على الرغم من أن المعلمات تحتاج إلى تحسين واختبار المزيد من الحيوانات لتحديد التأثير الأقصى لهذا العلاج. لا تظهر فحوصات التصوير بالرنين المغناطيسي بعد العلاج أي ظهور للآفات الناتجة عن علاج FUS في الأنسجة السليمة ، مع تأثير موضعي على أنسجة الورم (الشكل 6). هناك أيضا فرصة للجمع بين المعاملة الخاصة والتفاضلية وتقنيات FUS الأخرى ، مثل اختراق الحاجز الدموي الدماغي بشكل عابر ، لتحقيق أقصى قدر من امتصاص 5-ALA في الورم12. يمكن استكمال هذا البروتوكول بشكل أكبر من خلال إجراء تقنيات الأنسجة المختلفة للتحقق من السلامة والفعالية على المستوى الهيكلي. يمكن إجراء صبغة الهيماتوكسيلين ويوزين (H&E) للتحقق من الأضرار الهيكلية أو الورم13 ، بينما يمكن إجراء صبغة نهاية deoxynucleotidyl transferase dUTP (TUNEL) للتحقق من موت الخلايا المبرمجالخلوي 14. بغض النظر ، يقدم هذا البروتوكول علاجا آمنا وخاصا بالورم حيث تكون التغييرات ملحوظة حتى بعد 24 ساعة من العلاج ، وهو ما يتضح من خلال مقارنة معدل نمو الأورام المعالجة بالمعاملة الخاصة والتفضيلية والأورام غير المعالجة ، وكذلك مقارنة شرائح الورم قبل وبعد الصوتنة.
مع أي بروتوكول ، هناك دائما عيوب أو قيود يجب وزنها. القيد الرئيسي للبروتوكول الحالي هو الوقت والنفقات. وفي الوقت نفسه ، تتمثل إحدى مزايا هذا البروتوكول في هدفه الآلي المركز. لإنجاز هذا الإجراء المركز ، يجب إجراء فحوصات التصوير بالرنين المغناطيسي لكل على حدة للتأكد من صحة استهداف الورم ، وهي عملية يمكن أن تستغرق وقتا طويلا ومكلفة. بالإضافة إلى ذلك ، اعتمادا على عدد النقاط البؤرية المطلوبة ، يمكن أن يكون مقدار الوقت اللازم لتنفيذ هذا البروتوكول ساعات حتى لعدد قليل من الحيوانات ، مما يؤدي إلى انخفاض أعداد التجارب. على الرغم من هذه العيوب ، يظل هذا البروتوكول غير الباضع المستهدف تفضيلا ممكنا عند مقارنته بخيارات الجراحة المفتوحة.
في الختام ، أظهر هذا البروتوكول قدرة علاج المعاملة الخاصة والتفضيلية على تقليل نمو الورم في الدماغ في غضون 24 ساعة من العلاج مع الحفاظ على الأنسجة العصبية السليمة في نموذج الفئران قبل السريرية. من الضروري إجراء دراسات حول فعالية المعاملة الخاصة والتفاضلية وتحسين المعلمات المختلفة لزيادة إنتاج أنواع الأكسجين التفاعلية لجعل هذا العلاج مناسبا سريريا. وينبغي استكشاف سبل جديدة لاستخدام المعاملة الخاصة والتفاضلية كنموذج علاجي غير جراحي.
Disclosures
يعلن المؤلفون أن البحث قد أجري في غياب أي علاقات تجارية أو مالية يمكن تفسيرها على أنها تضارب محتمل في المصالح. أمير منباشي يدرس ويقدم الاستشارات لشركة BK Medical (GE Healthcare) ، و Neurosonics Medical ، وهو مخترع في عدد من تقنيات FUS التي تنتظر الحصول على براءة اختراع. حصلت بيتي تايلر على تمويل بحثي من المعاهد الوطنية للصحة وهي شريك في ملكية العلاجات المركبة المتسارعة *. قامت شركة Ashvattha Therapeutics Inc. أيضا بترخيص إحدى براءات الاختراع الخاصة بها ، وهي أحد المساهمين في Peabody Pharmaceuticals (* بما في ذلك الأسهم أو الخيارات).
Acknowledgments
يقر المؤلفون بدعم التمويل من جائزة STTR Phase 1 لمؤسسة العلوم الوطنية (NSF) (#: 1938939) ، من قبل جائزة وكالة مشاريع البحوث الدفاعية المتقدمة ASME (DARPA) (#: N660012024075) ، وبرنامج علماء الأبحاث السريرية (KL2) التابع لمعهد جونز هوبكنز للبحوث السريرية والانتقالية (ICTR) ، الذي يديره المركز الوطني لتطوير العلوم الانتقالية (NCATS) التابع للمعاهد الوطنية للصحة (NIH). تم شراء الخلايا من مؤسسة Mayo للتعليم الطبي والأبحاث وتوفيرها.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5% Trypsin-EDTA | Thermo Fisher Scientific | 15400054 | |
| 1 mL Syringes | BD | 309597 | |
| 10 µL Hamilton syringe | Hamilton Company | 49AL65 | |
| 10 µL Pipette tips | USAScientific | ||
| 1000 mL Flask | Corning | MP-34514-25 | |
| 15 mL conical tubes | Corning | CLS430791 | |
| 200 Proof ethanol | PharmCo | 111000200 | |
| 5 mL pipettes | Falcon | 357543 | |
| 50 mL Conical tubes | Corning | 430290 | |
| 500 mL filter | Corning | 431097 | |
| 5-Aminolevulinic acid hydrochloride | Research Products International | A11250 | |
| 7T PET-MR system | Bruker | Biospec 70/30 | |
| Aluminum foil | Reynolds Brand | ||
| Amplifier | FUS Instruments | 2175 | |
| Athymic nude mice | Charles River Laboratories | Strain Code 490 | |
| Bone drill | Foredom | HP4-917 | |
| Centrifuge | Thermo Fisher Scientific | 75004261 | |
| Charcoal isoflourane waste container | Patterson scientific | 78909457 | |
| Computer | FUS Instruments | 2269 | |
| Cover glass | Fisherbrand | 12-545J | |
| Desktop monitor | ASUS | VZ239H | |
| D-Luciferin | Gold Biotechnology | LUCK-1G | |
| DMEM | Thermo Fisher Scientific | 11965092 | |
| Electronic shaver | Wahl | 93235-002 | |
| Eppendorf tubes | Posi-Click | 1149K01 | |
| Fetal bovine serum | Thermo Fisher Scientific | 16000044 | |
| Formalin | Thermo Fisher Scientific | SF100-20 | |
| Function generator | Siglent | QS0201X-E01B | |
| Gadolinium contrast agent (Gadavist) | McKesson Corporation | 2068062 | |
| Gauze | Henry Schein | 101-4336 | |
| Heat lamp | |||
| Heat pad | Kent Scientific | RT-0501 | |
| Hemocytometer | Electron Microscopy Sciences | 63514-12 | |
| Induction chamber | Patterson scientific | 78933388 | |
| Isofluorane vaporizer | Patterson scientific | 78916954 | |
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | |
| Isoflurane system | Patterson Scientific | 78935903 | |
| IVIS spectrum | Perkin Elmer | 124262 | |
| Lightfield microscope | BioTek | Cytation 5 | |
| Nair | Church and Dwight Co. | 42010553 | |
| Ophthalmic ointment | Puralube vet ointment | ||
| P-20 pippette | Rainin | 17008650 | |
| Patient derived xenographs | Mayo Clinic | M59 | |
| Penicillin/Streptomyosin | Thermo Fisher Scientific | 10378016 | |
| Phosphate buffered saline | Thermo Fisher Scientific | 70-011-069 | |
| Pippetter | Drummond | 4-000-101 | |
| Povidone-iodine | Covetrus | PI050CV | |
| RK-50 MRgFUS system | FUS Instruments | 2182 | |
| Scale | |||
| Scalpel blade | Covetrus | 7319 | |
| Scalpel handle | Fine Science Tools | 91003-12 | |
| Screwdriver set | Jakemy | JM-8160 | |
| Skin marker | Time Out | D538,851 | |
| Staple remover | MikRon | ACR9MM | |
| Stapler | MikRon | ACA9MM | |
| Staples | Clay Adams | 427631 | |
| Stereotactic frame | Kopf Instruments | 5000 | |
| Stereotactic MRI prototype plastic imaging fixture | FUS Instruments | ||
| T-25 culture flask | Corning | 430641U | |
| Transducer and matching box | FUS Instruments | T515H750-118 | |
| Ultrasonic degasser | FUS Instruments | 2259 | |
| Ultrasound gel | ParkerLabs | 01-08 | |
| Water bath | FUS Instruments | ||
| Xylazine | Covetrus | 1XYL006 |
References
- Tan, A. C., et al. Management of glioblastoma: State of the art and future directions. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 70 (4), 299-312 (2020).
- Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. The New England Journal of Medicine. 352 (10), 987-996 (2005).
- McHale, A. P., Callan, J. F., Nomikou, N., Fowley, C., Callan, B. Sonodynamic therapy: concept, mechanism and application to cancer treatment. Advances in Experimental Medicine and Biology. 880, 429-450 (2016).
- Ohmura, T., et al. Sonodynamic therapy with 5-aminolevulinic acid and focused ultrasound for deep-seated intracranial glioma in rat. Anticancer Research. 31 (7), 2527-2533 (2011).
- Shono, K., et al. Elevated cellular PpIX potentiates sonodynamic therapy in a mouse glioma stem cell-bearing glioma model by downregulating the Akt/NF-κB/MDR1 pathway. Scientific Reports. 11 (1), 15105 (2021).
- Ozawa, T., James, C. D. Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. Journal of Visualized Experiments. (41), e1986 (2010).
- Poussard, A., et al. In vivo imaging systems (IVIS) detection of a neuro-invasive encephalitic virus. Journal of Visualized Experiments. (70), e4429 (2012).
- Borah, B. M., et al. Sonodynamic therapy in combination with photodynamic therapy shows enhanced long-term cure of brain tumor. Scientific Reports. 10 (1), 21791 (2020).
- Wu, S. -K., Santos, M. A., Marcus, S. L., Hynynen, K. MR-guided focused ultrasound facilitates sonodynamic therapy with 5-Aminolevulinic acid in a rat glioma model. Scientific Reports. 9 (1), 10465 (2019).
- Zhang, Q., et al. Sonodynamic therapy-assisted immunotherapy: A novel modality for cancer treatment. Cancer Science. 109 (5), 1330-1345 (2018).
- Nonaka, M., et al. Sonodynamic therapy consisting of focused ultrasound and a photosensitizer causes a selective antitumor effect in a rat intracranial glioma model. Anticancer Research. 29 (3), 943-950 (2009).
- Pi, Z., et al. Sonodynamic therapy on intracranial glioblastoma xenografts using sinoporphyrin sodium delivered by ultrasound with microbubbles. Annals of Biomedical Engineering. 47 (2), 549-562 (2019).
- Rodgers, G., et al. Virtual histology of an entire mouse brain from formalin fixation to paraffin embedding. Part 1: Data acquisition, anatomical feature segmentation, tracking global volume and density changes. Journal of Neuroscience Methods. 364, 109354 (2021).
- Chimata, A. V., Deshpande, P., Mehta, A. S., Singh, A. Protocol to study cell death using TUNEL assay in Drosophila imaginal discs. STAR Protocols. 3 (1), 101140 (2022).
