Methodenartikel

Induktion der lumbalen Bandscheibendegeneration bei Kaninchen durch einen transabdominalen Zugang

853 Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/65409

⸱

6. Oktober 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedic Surgery, Xingtai General Hospital of North China Medical Health Group, 2Orthopaedic Research Institute of Xingtai, 3Medical School, Faculty of Medicine, The University of Queensland, 4School of Chemical Engineering, The University of Queensland, 5Department of Spine Surgery, The Third Hospital of Hebei Medical University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir ein chirurgisches Protokoll mit Nadelpunktion, um eine lumbale Bandscheibendegeneration bei Kaninchen über einen transabdominalen Zugang festzustellen. Radiologische Kontrollen und histologische Analysen bestätigten die erfolgreiche Etablierung der lumbalen Bandscheibendegeneration.

Zusammenfassung

Schmerzen im unteren Rückenbereich sind ein äußerst häufiges medizinisches Problem in der Bevölkerung weltweit. Eine der Hauptursachen für Schmerzen im unteren Rücken ist die Bandscheibendegeneration (IVD). Ein ideales Tiermodell der IVD-Degeneration ist unerlässlich, um die Pathophysiologie von Schmerzen im unteren Rückenbereich zu untersuchen und mögliche therapeutische Strategien zu untersuchen. Kaninchenmodelle sind zuverlässige, wirtschaftliche und leicht zu etablierende Tiermodelle. Der retroperitoneale Ansatz wurde häufig verwendet, um eine IVD-Degeneration in Kaninchenmodellen zu induzieren. Es gibt jedoch Berichte über Komplikationen, die mit dieser Technik verbunden sind, wie z. B. der Ausriss von segmentalen Arterien und Nervenwurzelverletzungen. In dieser Arbeit wollen wir ein chirurgisches Protokoll mit Nadelpunktion vorstellen, um eine Bandscheibendegeneration des Kaninchens über einen transabdominalen Zugang zu etablieren. Folglich zeigten radiologische Kontrollen und histologische Analysen, dass die lumbale Bandscheibendegeneration bei Kaninchen erfolgreich festgestellt werden konnte. Dieses chirurgische Protokoll zeigt die genaue Lage der Zielscheiben und die hohe Reproduzierbarkeit von IVD-Degenerationsmodellen mit weniger Komplikationen.

Einleitung

Schmerzen im unteren Rücken (LBP) sind weltweit die häufigste Ursache für Behinderungen1. Die Bandscheibendegeneration (IVDD) ist eine der Hauptursachen für LBP 2,3,4. IVDD ist ein komplexer und unvollständig verstandener multifaktorieller Prozess, der durch verschiedene Umwelt- und biologische Faktoren beschleunigt werden kann 5,6,7. Die pathologischen Veränderungen der IVDD sind gekennzeichnet durch eine unorganisierte IVD-Struktur, einen verminderten Wassergehalt im Nucleus pulposus und einen Abbau der umgebenden extrazellulären Matrix 8,9. IVDD-Tiermodelle sind wichtig für IVD-bezogene Studien 9,10,11.

Bisher wurden verschiedene IVDD-Tiermodelle etabliert, um den Verlauf der IVDD beim Menschen nachzuahmen. Große Tiere wie Rinder, Schafe, Ziegen, Hunde und Primaten haben einige Ähnlichkeiten mit dem Menschen in Bezug auf die Bandscheibengröße und die zelluläre Zusammensetzung der degenerierten Bandscheibe (das Fehlen von notochordalen Zellen, wie z. B. Schafe und Ziegen)12. Diese großen Modelle werden jedoch aufgrund der hohen Kosten, der langen Versuchsdauer, der schlechten Reproduzierbarkeit und der komplizierteren Fähigkeiten, die zur Feststellung der Degeneration in diesen Modellen erforderlich sind, nicht häufig verwendet13. Im Gegensatz dazu werden Kleintiermodelle wie Ratten, Mäuse und Kaninchen häufig in IVD-Studien verwendet, da sie einfacher zu bedienen, kostengünstig und zuverlässig sind10. Die Scheibengröße eines Kaninchens ist größer als bei einer Maus oder Ratte, und daher gibt es bei Kaninchen mehr Platz für die Manipulation. Darüber hinaus weisen Kaninchen aufgrund der ähnlichen anatomischen Struktur der Wirbelsäule (Facettengelenke, paravertebrale Muskeln und Bänder) ein hohes Maß an Homologie zu humanen IVDs auf14,15. Kaninchen eignen sich daher besser als andere Kleintiere für die Etablierung von IVDD-Modellen.

IVDD-Tiermodelle umfassen mechanische Modelle (Kompression, Instabilität), Strukturmodelle (Verletzung, chemisch) und Tiermodelle der spontanen Degeneration16. Kaninchen-IVDD-Modelle werden in der Regel durch Induktion von Verletzungen unter Verwendung von zwei verschiedenen chirurgischen Ansätzen erstellt - dem transabdominalen Zugang17und dem retroperitonealen Zugang18. Der retroperitoneale Ansatz der Nadelpunktion der Ziel-IVDs ist weit verbreitet, kann jedoch viele Komplikationen verursachen, wie z. B. den Ausriss der segmentalen Arterien und die Verletzung der Nervenwurzel18,19. Hier berichten wir über ein Kaninchen-IVDD-Modell, das durch Nadelpunktion von IVDs über einen transabdominalen Ansatz induziert wurde, mit dem Ziel, eine einfache und reproduzierbare Methode zur Etablierung von IVDD bei Kaninchen bereitzustellen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Das Versuchsprotokoll wurde vom Animal Care and Use Committee des Xingtai General Hospital der North China Medical Health Group genehmigt (Zulassungsnummer: ZCKT-2021-0009). In dieser Studie wurden gesunde, skelettreife neuseeländische weiße Kaninchen (weiblich, 1 Jahr, 3-5 kg) verwendet.

1. Präoperative Vorbereitung

  1. Fasten Sie die Kaninchen und entziehen Sie ihnen vor der Vollnarkose 6-8 Stunden lang Wasser.
  2. Wiegen Sie das Kaninchen.
  3. Tupfen Sie das Ohr mit einem Mullschwamm mit 70% Ethanol ab.
  4. Tragen Sie eine örtliche Betäubungscreme auf die Ohren auf.
  5. Üben Sie Druck auf die Basis des Ohrs aus, um die marginale Ohrvene zu dehnen.
  6. Die Kaninchen werden mit Midazolam (1-2 mg/kg) durch Injektion in die Ohrvenemarginalisiert 20.
  7. Verabreichen Sie die Inhalationsnarkose mit einer Maske. Stellen Sie die Sauerstoffrate auf 1 l/min und die Isoflurankonzentration auf 4%-5% ein, um eine Anästhesie einzuleiten.
    HINWEIS: Um die Tiefe der Anästhesie zu beurteilen, ziehen Sie das Hinterbein des Tieres gerade heraus und kneifen Sie den Fuß mit Daumen und Zeigefinger fest zusammen. Tiere sollten nicht operiert werden, bis der Entzugsreflex abgeklungen ist21.
  8. Halten Sie die Isoflurankonzentration bei 2,5 % bis 3,5 % (abhängig vom Gewicht des Kaninchens).

2. Intraoperative Verfahren

  1. Autoklavieren Sie die chirurgischen Instrumente (Gefäßklemme/-zange, Gewebeschere, Nahtscherne, Skalpellgriff, #22 Skalpellklinge, doppelseitiger Handretraktor, sterile Gaze, 3-0 resorbierbares Nahtmaterial, 4-0 nicht resorbierbares geflochtenes Nahtmaterial, Nadelhalter, Erdnussgaze [eine handgefertigte kugelförmige Gaze], 5 ml Spritze, 1 ml Spritze, 16 g Nadel, 26 g Nadel, ein tiefer 5 mm Stopfen), bevor Sie mit dem chirurgischen Eingriff fortfahren.
  2. Sterilisieren Sie den Operationstisch mit 75% Alkohol.
  3. Rasieren Sie mit einem Elektrorasierer und einer Enthaarungspaste den von der untersten Rippe bis zum Beckenkamm definierten Bereich auf der Bauchseite des Kaninchens.
    HINWEIS: Vermeiden Sie es, die Brustwarzen zu beschädigen.
  4. Positionieren Sie das Kaninchen auf dem Operationstisch und sichern Sie die Gliedmaßen.
  5. Nehmen Sie die Linie des Beckenkamms auf beiden Seiten als Mittelpunkt und zeichnen Sie die Linie 2 cm oben und unten als Landmarken für die chirurgische Schnittstelle. Markieren Sie diese Orientierungspunkte mit einem sterilen Stift.
  6. Desinfizieren Sie die Haut zweimal mit einer Povidon-Jod-Lösung. Legen Sie ein steriles quadratisches Fenstertuch über die Operationsstelle und ein großes quadratisches Tuch, um den Operationstisch abzudecken. Halten Sie während des gesamten Verfahrens eine streng aseptische Umgebung aufrecht.
  7. Injizieren Sie 2 ml 2% Lidocain subkutan vor dem chirurgischen Schnitt, um postoperative Schmerzen zu lindern.
  8. Machen Sie den Schnitt entlang der Orientierungspunkte mit einer Skalpellklinge #22 und trennen Sie Faszien, Muskeln und Bauchdecke stumpf mit einer gebogenen Pinzette und einer Gewebeschere.
  9. Treten Sie in die Bauchhöhle ein, bis die Blase zu sehen ist. Ziehen Sie mit dem doppelseitigen Handhaken die Blase und andere Organe der Darmhöhle vorsichtig nach links. Suchen Sie dann die Bifurkation der Vena iliaca und nehmen Sie diese als Markierungspunkt für die darunter liegende Bandscheibe L5-6.
    HINWEIS: Achten Sie darauf, Bauchorgane, insbesondere den Darm, nicht zu verletzen.
  10. Berühren Sie mit einem Finger die pulsierende Bauchschlagader auf der rechten Seite der Wirbelsäule und ziehen Sie die Blutgefäße und Organe nach links.
  11. Nach der Manipulation der hervorstehenden Bandscheibe (L5-6) wird das hintere Peritoneum eingeschnitten und dann mit der Erdnussgaze das prävertebrale Muskelgewebe stumpf präpariert.
  12. Um die korrekte Höhe der Zielscheibe und die Richtung der Nadel zu bestätigen, stechen Sie mit einer 26 G Nadel die Wirbel neben der Zielscheibe und überprüfen Sie dies unter Anleitung des C-Bogens.
  13. Nachdem Sie die Zielscheibe lokalisiert haben, platzieren Sie die 16-G-Nadelspitze parallel zur oberen und unteren Knorpelendplatte. Verwenden Sie dann die Nadelspitze, um das IVD-Zentrum bis zu einer Tiefe von 5 mm zu durchstechen (mit einem Stopper), und halten Sie es 30 s lang.
    HINWEIS: Machen Sie eine lumbale anteroposteriore und laterale Röntgenaufnahme, um zu überprüfen, ob sich die Position der Nadelspitze in der Mitte des IVD befindet und die Richtung der Nadelspitze parallel zur oberen bzw. unteren Endplatte verläuft.
  14. Wiederholen Sie den gleichen Vorgang für die nächste L6-7-Disc.
  15. Verwenden Sie warme Kochsalzlösung, um die Bauchhöhle zu spülen und Blutungen zu überprüfen, bevor Sie den Schnitt schließen.
  16. Führen Sie einen mehrschichtigen Verschluss durch. Verwenden Sie 3-0 synthetische resorbierbare Nähte, um die Faszienschicht kontinuierlich zu schließen. Nähen Sie die Haut in voller Dicke mit 4-0 nicht resorbierbaren geflochtenen Nähten.
  17. Schalten Sie den Verdampfer aus und stoppen Sie die Anästhesie. Halten Sie das Kaninchen unter ständiger Beobachtung in einem Stoffwechselkäfig, bis es sich normal bewegen kann.

3. Postoperatives Management

  1. Injizieren Sie Ceftriaxon-Natrium (25 mg/kg) unmittelbar nach der Operation intramuskulär.
  2. Lassen Sie die Tiere sich frei bewegen und fressen. Achten Sie weiterhin auf Anzeichen neurologischer Komplikationen wie Lähmungen der Beine, Probleme beim Wasserlassen und Stuhlgang oder Komplikationen des Verdauungssystems.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Der transabdominale Ansatz wurde in unserer vorherigen Studie zur Erstellung von IVDD-Kaninchenmodellen validiert22. Röntgen- und Magnetresonanztomographie (MRT) wurden in der 4., 12. und 16. Woche postoperativ durchgeführt. Röntgenbilder zeigten, dass die Höhe der IVD L5-6 und L6-7 über 16 Wochen nach der Nadelpunktion allmählich abnahm (Abbildung 1A). Der DHI der Nadelpunktionsgruppe nahm in der 4., 12. und 16

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Die kritischen Schritte in diesem Protokoll sind der Schutz der Bauchorgane, die Identifizierung der Zielscheiben sowie die Position und Richtung der Nadel. Das IVD L5-6 befindet sich knapp unterhalb der Bifurkation der Vena iliaca und das IVD L6-7 wird anhand der Position parallel zum Beckenkamm identifiziert. Diese beiden Marker ermöglichen eine präzise Positionierung der Bandscheibe und verbessern die Genauigkeit und Wiederholbarkeit der Operation – was einer der großen Vorteile des t...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass keine konkurrierenden Interessen oder Beziehungen bestehen, die zu Konflikten führen könnten.

Danksagungen

Diese Studie wurde von der Natural Science Foundation der Provinz Hebei (Nr. H2021108006) unterstützt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
#22 SkalpellklingeHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AA6468Keine
16-G-Nadel, 26-G-NadelZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.305111Keine
3-0 resorbierbares NahtmaterialHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.V500431Keine
4-0 nicht resorbierbares geflochtenes NahtmaterialHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.R413Keine
5 mL Spritze, 1 mL SpritzeZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.301942Keine
Doppelseitiger HandhakenHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.60002066Keine
Midazolam Verifizierter Lieferant - Yichang Humanwell Pharmaceutical Co., Ltd.M-908CASNadelhalter ohne
NadelhalterHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505336Keine
ErdnussgazeInhouseKeineHandgefertigte kugelförmige Gaze
KaninchenTonghui ulture Gesellschaft mit beschränkter Haftung SCXK2016--002Kein
SkalpellgriffHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5100678Kein
Stopperim eigenen HausKeineTiefe von 5 mm 
GewebeschereHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505422Keine
VerdampferApollo Management L.P.BW-AM503Keine
Gefäßklemme/ZangeHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5102194Keine
Verifizierter Lieferant -

Referenzen

  1. Hartvigsen, J., et al. What low back pain is and why we need to pay attention. The Lancet. 391 (10137), 2356-2367 (2018).
  2. Simon, J., McAuliffe, M., Shamim, F., Vuong, N., Tahaei, A. Discogenic low back pain. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (2), 305-317 (2014).
  3. Livshits, G., et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: The UK twin spine study. Annals of the Rheumatic Diseases. 70 (10), 1740-1745 (2011).
  4. Yang, S., Zhang, F., Ma, J., Ding, W. Intervertebral disc ageing and degeneration: The antiapoptotic effect of oestrogen. Ageing Research Reviews. 57, 100978(2020).
  5. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A review of animal models of intervertebral disc degeneration: Pathophysiology, regeneration, and translation to the clinic. BioMed Research International. 2016, 5952165(2016).
  6. Li, Z., Gao, X., Ding, W., Li, R., Yang, S. Asymmetric distribution of Modic changes in patients with lumbar disc herniation. European Spine Journal. 32 (5), 1741-1750 (2023).
  7. Huo, Y., et al. Incidence and risk factors of lumbar plexus injury in patients undergoing oblique lumbar interbody fusion surgery. European Spine Journal. 32 (1), 336-344 (2023).
  8. Urban, J. P., Roberts, S. Degeneration of the intervertebral disc. Arthritis Research & Therapy. 5 (3), 120-130 (2003).
  9. Adams, M. A., Roughley, P. J. What is intervertebral disc degeneration, and what causes it. Spine (Phila Pa 1976). 31 (18), 2151-2161 (2006).
  10. Singh, K., Masuda, K., An, H. S. Animal models for human disc degeneration. The Spine Journal. 5 (6 Suppl), 267s-279s (2005).
  11. Mern, D. S., Walsen, T., Beierfuß, A., Thomé, C. Animal models of regenerative medicine for biological treatment approaches of degenerative disc diseases. Experimental Biology and Medicine (Maywood, N. J.). 246 (4), 483-512 (2021).
  12. Alini, M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. European Spine Journal. 17 (1), 2-19 (2008).
  13. Qian, J., et al. Selection of the optimal puncture needle for induction of a rat intervertebral disc degeneration model. Pain Physician. 22 (4), 353-360 (2019).
  14. Kroeber, M. W., et al. New in vivo animal model to create intervertebral disc degeneration and to investigate the effects of therapeutic strategies to stimulate disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (23), 2684-2690 (2002).
  15. Wang, Y., et al. Puncture intervertebral disc degeneration model: A standard on rabbit. Journal of Hard Tissue Biology. 29 (4), 223-230 (2020).
  16. Lotz, J. C. Animal models of intervertebral disc degeneration: lessons learned. Spine (Phila Pa 1976). 29 (23), 2742-2750 (2004).
  17. Lei, T., et al. A novel approach for the annulus needle puncture model of intervertebral disc degeneration in rabbits. American Journal of Translational Research. 9 (3), 900-909 (2017).
  18. Moss, I. L., et al. Retroperitoneal approach to the intervertebral disc for the annular puncture model of intervertebral disc degeneration in the rabbit. The Spine Journal. 13 (3), 229-234 (2013).
  19. Zhang, Y., et al. Allogeneic articular chondrocyte transplantation downregulates interleukin 8 gene expression in the degenerating rabbit intervertebral disk in vivo. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 94 (7), 530-538 (2015).
  20. Inglis, S., Strunk, A. Rabbit anesthesia. Lab Animal (NY). 38 (3), 84-85 (2009).
  21. Greenfield, E. A. Administering anesthesia to rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2018 (9), (2018).
  22. Yang, K., et al. Comparisons between needle puncture and chondroitinase ABC to induce intervertebral disc degeneration in rabbits. European Spine Journal. 31 (10), 2788-2800 (2022).
  23. Hoogendoorn, R. J., Wuisman, P. I., Smit, T. H., Everts, V. E., Helder, M. N. Experimental intervertebral disc degeneration induced by chondroitinase ABC in the goat. Spine (Phila Pa 1976). 32 (17), 1816-1825 (2007).
  24. Pfirrmann, C. W., Metzdorf, A., Zanetti, M., Hodler, J., Boos, N. Magnetic resonance classification of lumbar intervertebral disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 26 (17), 1873-1878 (2001).
  25. Masuda, K., et al. A novel rabbit model of mild, reproducible disc degeneration by an anulus needle puncture: correlation between the degree of disc injury and radiological and histological appearances of disc degeneration. Spine. (Phila Pa 1976). 30 (1), 5-14 (2005).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Degeneration der BandscheibenKaninchenmodellNadelpunktionunterer R ckenschmerzTiermodellhistologische Analyseradiologische Beurteilungchirurgisches Protokoll
Video demnächst verfügbar

Verwandte Artikel