Etablierung eines Koloproktitis-Krebsmodells bei Mäusen und Bewertung der therapeutischen Wirkung der chinesischen Medizin

Darmkrebs (CRC) ist eine häufige gastrointestinale Malignität, die dritthäufigste Malignität und die zweithäufigste Todesursache der Welt, die 10 % der weltweiten Krebsinzidenz und 9,4 % der gesamten krebsbedingten Todesfälle ausmacht ^1,2. Genetische Faktoren, chronische Entzündungen, fettreiche Ernährung, Diabetes und eine abnormale Darmflora sind Risikofaktoren für den Darmkrebs ^3,4. Unter ihnen ist eine entzündliche Darmerkrankung, insbesondere die Cololoproktitis ulcerosa (UC), ein klarer Risikofaktor für den Darmkrebs ^5,6. UC-assoziiertes CRC (UC-CRC) ist ein Übergangsprozess von Entzündungen, atypischer Hyperplasie und Krebs, der auf einer chronischen Entzündung des Dickdarms beruht und sich vom typischen Adenom-Adenokarzinom-Entwicklungsmodell des SFB ^7,8 unterscheidet. Im Vergleich zur Allgemeinbevölkerung ist das Risiko für Darmkrebs bei Patienten mit entzündlichen Darmerkrankungen etwa 10-40-mal höher⁹.

Derzeit ist eine Operation immer noch die Standardbehandlung für Darmkrebs, und je nach Ort und Stadium des Tumors sind eine Strahlentherapie, eine systemische medikamentöse Therapie oder eine Kombination aus beidem möglich¹⁰. Obwohl diese traditionellen Behandlungsmodalitäten aufgrund der hohen Heterogenität und Rezidivrate von Darmkrebs große Fortschritte gemacht haben, ist die Prognose schlecht und der Behandlungseffekt nicht ideal^11,12. Daher sind Früherkennung, Früherkennung und umfassende Behandlung der Schlüssel zur Verbesserung der Überlebensrate von Darmkrebspatienten, und es ist besonders wichtig, auf die Umwandlung von UC in Darmkrebs zu achten. Im Laufe der Jahre hat die Traditionelle Chinesische Medizin (TCM) aufgrund ihrer begrenzten Nebenwirkungen und ihrer signifikanten Wirksamkeit viel Aufmerksamkeit bei der Behandlung von UC-CRC oder chronischer Gastritis auf sich gezogen. Basierend auf der dialektischen Behandlung haben berühmte chinesische Mediziner verschiedener Generationen eine große Anzahl klassischer Rezepte erstellt, wie z. B. Huangqi Jianzhong Abkochung¹³, Sijunzi Abkochung¹⁴ und Sishen Pille¹⁵.

Der Liujunzi-Sud (LJZD) stammt aus den Werken von Yi Xue Zheng Zhuan, die in der Ming-Dynastie zusammengestellt wurden, und ist eine klassische Verschreibung in TCM¹⁶. Wie in Tabelle 1 gezeigt, besteht LJZD aus sechs traditionellen Kräutern, darunter Codonopsis pilosula (Franch.) Nannf. (Dangshen), Poria cocos (Schw.) Wolf (Fuling), Atractylodes macrocephala Koidz. (Baizhu), Glycyrrhiza uralensis Fisch. (Gancao), Citrus reticulata Blanco (Chenpi) und Pinellia ternata (Thunb.) Breit (Banxia), das die Wirkung hat, das Qi wieder aufzufüllen und die Milz zu stärken, Feuchtigkeit zu trocknen und Schleim aufzulösen. In der modernen klinischen Praxis wird es häufig zur Behandlung von chronischer Gastritis, Magengeschwüren und Zwölffingerdarmgeschwüren eingesetzt. Moderne pharmakologische Forschung hat gezeigt, dass LJZD und modifiziertes LJZD einen hohen Anwendungswert bei der adjuvanten Behandlung von UC und Krebs des Verdauungstrakts haben 17,18,19.

Gegenwärtig gibt es viele Möglichkeiten, UC-CRC-Mausmodelle zu konstruieren, aber das Azoxymethan (AOM)/Dextransulfat-Natrium (DSS)-induzierte Mausmodell ist das am weitesten verbreitete UC-CRC-Modell; Die klinischen Symptome, morphologischen und pathologischen Beobachtungen haben gezeigt, dass das Modell dem menschlichen UC-CRC sehr ähnlich^{ist 20,21}. Das Grundprinzip besteht darin, zunächst die Karzinogenese mit dem chemisch karzinogenen AOM zu induzieren und dann Mäuse kontinuierlich der entzündlichen Stimulationsumgebung von DSS auszusetzen, um die kontinuierliche Schädigung und Reparatur des Darmschleimhautepithels zu simulieren und so ein UC-CRC-Mausmodell^{zu konstruieren 22}. Ziel dieser Arbeit ist es, ein Mausmodell von UC-CRC durch intraperitoneale Injektion von AOM und zyklische Stimulation von DSS kurzfristig zu etablieren und die Wirkung des Medikaments und den molekularen Mechanismus von LJZD auf UC-CRC zu bewerten, um eine wissenschaftliche Grundlage für die Behandlung von UC-CRC zu schaffen.

Das Tierverfahren wurde von der Ethikkommission der Changchun University of Chinese Medicine genehmigt (Aktenzeichen: 2021214). Spezifische pathogenfreie C57BL/6J-Mäuse (8-10 Wochen, Gewicht 18-22 g), männlich und weiblich, wurden in unabhängig belüfteten Käfigen bei 22 °C und 65% relativer Luftfeuchtigkeit untergebracht. Die Mäuse begannen das Experiment nach 7 Tagen adaptiver Fütterung, während der sie freien Zugang zu Wasser und Nahrung hatten.

1. Arzneimittelvorbereitung

1. Vorbereitung von LJZD
   HINWEIS: Das verwendete chinesische Arzneimittel wurde vom angeschlossenen Krankenhaus der Changchun University of Chinese Medicine gekauft und als echte chinesische Medizin identifiziert (siehe Tabelle 1).
   1. Dangshen (12 g), Baizhu (12 g), Gancao (6 g), Chenpi (12 g), Jiangbanxia (9 g) in einen speziellen Keramiktopf geben (siehe Materialtabelle). 1000 ml destilliertes Wasser hinzufügen und 1 h bei Raumtemperatur einweichen (siehe Abbildung 1A).
   2. Pulver 12 g Mit einem Mahlwerk zu feinem Pulver verarbeiten und in 300 ml destilliertem Wasser in einem anderen Behälter 1 h bei Raumtemperatur einweichen.
   3. Mischen Sie die oben genannte chinesische Medizin in dem speziellen Keramiktopf. Kochen Sie die Mischung und halten Sie sie dann auf mittlerer Flamme, bis nur noch 300 ml Abkochung übrig sind. Verwenden Sie medizinische Gaze zum Filtern und bewahren Sie das Filtrat bei Raumtemperatur auf.
   4. Fügen Sie 1000 ml destilliertes Wasser hinzu und wiederholen Sie den obigen Abkochvorgang noch einmal. Filtern Sie erneut mit medizinischer Gaze. Kombinieren Sie das Filtrat und kochen Sie es, bis nur noch 150 ml übrig sind.
   5. Die konzentrierte Flüssigkeit wird 5 Minuten lang bei 10.000 x g zentrifugiert und der erhaltene Überstand bei mittlerer Hitze auf 30 ml weiter konzentriert. Das endgültige Konzentrat in eine Schüssel geben und mit einem elektrischen Trockenofen trocknen, bis nur noch der gelöste Stoff als Pulver übrig bleibt.
   6. Wiegen Sie den obigen Feststoff und lösen Sie ihn in sterilem destilliertem Wasser auf, um eine Lösung zu erhalten, die 22,85 mg Arzneimittel pro 0,2 ml (114,16 mg/ml) enthält, was der Tagesdosis von Mäusen entspricht.
2. Herstellung von 5-Amino-Salicylsäure
   HINWEIS: 5-Amino-Salicylsäure (5-ASA; siehe Materialtabelle) hat eine gute vorbeugende Wirkung auf UC-CRC und wurde in dieser Studie als positives Medikament verwendet²³.
   1. 64 mg 5-ASA-Pulver in 200 ml sterilem destilliertem Wasser auflösen, um 1,82 mg/ml 5-ASA-Lösung zu erhalten. Die Tagesdosis für eine einzelne Maus betrug 0,2 ml.
3. Herstellung der AOM-Injektionslösung
   1. 2,5 ml steriles destilliertes Wasser in 25 mg AOM-Pulver geben (siehe Materialtabelle) und mit einem Vortex-Mischer (siehe Materialtabelle) mischen, um 10 mg/ml AOM-Stammlösung herzustellen, bis zur Verwendung bei -20 °C lagern.
   2. Bereiten Sie die AOM-Injektionslösung vor, indem Sie die AOM-Stammlösung mit sterilem destilliertem Wasser bei 10:1 (1 mg/ml) verdünnen.

2. Etablierung des UC-CRC-Modells

HINWEIS: Das Experiment wurde in 4 Gruppen unterteilt: Kontroll-, Modell-, LJZD- und 5-ASA-Gruppe, 10 Mäuse in jeder Gruppe. Mit Ausnahme der Kontrollgruppe wurden die anderen Gruppen mit AOM und DSS behandelt.

1. Intraperitoneale Injektion von AOM-Injektionslösung
   HINWEIS: Nach adaptiver Fütterung für 7 Tage erhielten die Mäuse AOM-Injektionslösung (1 mg/ml) durch intraperitoneale Injektion (siehe Abbildung 1B).
   1. Halten Sie die Maus mit dem Bauch nach oben und dem Kopf leicht nach unten. Fassen Sie die Rückenhaut an, um die Bauchhaut zu straffen, und stechen Sie die Haut etwa 1 cm rechts vom Schnittpunkt der Wurzellinie beider Oberschenkel auf der Mittelbauchlinie mit einer 1-ml-Spritze ein (siehe Materialtabelle).
   2. Drücken Sie die 1-ml-Spritzennadel in einem Abstand von 3-5 mm unter die Haut, halten Sie sie parallel zur Bauchmittellinie und führen Sie die Nadel 0,3-0,5 mm in einem Winkel von 45° in die Bauchhöhle ein.
   3. Nachdem die Spitze den Bauchmuskel passiert hat, spürt der Bediener einen plötzlichen Widerstandsverlust. Ziehen Sie anschließend die Spritze nach außen und hinten, um zu beobachten, ob Flüssigkeit austritt. Wenn nicht, drücken Sie die AOM-Injektionslösung langsam mit 0,1 ml/10 g in die Mäuse.
2. Zyklische Stimulation von 2% DSS-Lösung
   HINWEIS: Jede AOM-induzierte Maus erhielt in den Wochen 3, 6 und 9 500 ml DSS-Lösung, und die Mäuse tranken während dieses Zeitraums frei.
   1. Bereiten Sie eine 2%ige DSS-Lösung vor, indem Sie 500 ml steriles destilliertes Wasser zu 10 g DSS hinzufügen (siehe Materialtabelle). Mit einem Vortex-Mixer mischen und bis zur Verwendung bei 4 °C lagern.
   2. Jede AOM-induzierte Maus trinkt 500 ml 2%ige DSS-Lösung für 7 Tage in den Wochen 3, 6 und 9 nach der AOM-Induktion.

3. Medikamentöse Behandlung

HINWEIS: Erwachsene Menschen benötigen 63 g LJZD pro Tag. Nach der Umrechnungsformel der experimentellen Arzneimitteldosis für Mäuse und Menschen, äquivalente experimentelle Dosis für Mäuse (mg/kg) = menschliche Dosis (mg/kg)/Körpergewicht (60 kg) x 9,1, betrug die Tagesdosis von Mäusen etwa 9,6 g/kg.

1. Behandeln Sie die LJZD- und 5-ASA-Gruppe mit 0,1 ml/10 g der vorbereiteten LJZD- und 5-ASA-Lösung durch Magensonde in Woche 7 bzw. Woche 15.
   1. Führen Sie für die intragastrische Verabreichung bei Mäusen das folgende Verfahren durch. Halten Sie die Maus in der linken Hand und in der rechten Hand das Magenperfusionsgerät. Führen Sie die Spritzennadel in den Mund ein und schieben Sie sie an der Rückwand des Rachens der Mäuse hinunter. Gleiten Sie den Rachen hinunter, während die Mäuse schlucken, und bewegen Sie sich weiter vorwärts. Wenn ein Gefühl des Widerstands vorhanden war und die Spritze in den Rachen geschoben werden konnte, ziehen Sie die Nadel heraus und beenden Sie die Injektion.
2. Behandeln Sie die Kontroll- und Modellgruppe mit der gleichen Menge Kochsalzlösung (siehe Materialtabelle).
3. Behandeln Sie die Mäuse in jeder Gruppe während des Verabreichungszeitraums einmal täglich zur gleichen Zeit mit einem geeigneten Medikament.

4. Bewertung des UC-CRC-Modells und Wirksamkeit von LJZD

1. Krankheitsaktivitätsindex-Score
   HINWEIS: Gemäß Tabelle 2 wurde der Krankheitsaktivitätsindex (DAI) durch Kombination von Gewichtsverlust, Stuhlviskosität und Stuhlblutung der Mäuse bewertet.
   1. Zeichnen Sie das Gewicht der Mäuse täglich vom Beginn der adaptiven Fütterung bis zum Ende der medikamentösen Behandlung auf.
   2. Beobachten Sie die Kotkonsistenz jeder Versuchsmaus sorgfältig und notieren Sie den Stuhlgang als eine der drei Bedingungen: normaler, lockerer Stuhl und wässriger Durchfall.
   3. Zeichnen Sie die Kotblutungen von Versuchstieren als eine der drei Bedingungen auf: keine Blutung, geringe Blutung und sichtbares Blut im Stuhl.
2. Nachweis des IL-6-Spiegels im Serum
   1. Behandeln Sie Mäuse 9 Wochen lang mit LJZD oder 5-ASS. Fixieren Sie die Mäuse, indem Sie mit der linken Hand die Halshaut der Maus greifen und leicht auf den Experimentiertisch drücken, um die seitliche Dekubitusposition einzunehmen. Schneiden Sie die Schnurrhaare der Mäuse mit einer Schere ab. Schneiden Sie die Schnurrhaare der Mäuse vorsichtig mit einer Schere ab (siehe Materialtabelle), um eine Blutkontamination zu vermeiden.
      HINWEIS: Mäuse, die nicht frei wackeln konnten, wurden als ordnungsgemäß fixiert angesehen. Geschieht dies nicht, sollten die Mäuse fixiert werden.
   2. Betäuben Sie die Maus durch Inhalation von 2% Isofluran. Sterilisieren Sie die Haut um den Augapfel mit Ethanol (siehe Materialtabelle). Drücken Sie die Augenhaut sanft auf die Seite, um den Augapfel zu verstopfen und hervorzustehen.
   3. Klemmen Sie den Augapfel mit einer Ellbogenpinzette fest und entfernen Sie die Augäpfel genau und schnell. Lassen Sie das Blut in das Zentrifugalröhrchen tropfen (siehe Materialtabelle). Tippen Sie dabei auf das Herz der Maus, um die Blutentnahme zu beschleunigen.
   4. Das gesammelte Blut 30 min bei Raumtemperatur aufbewahren und 10 min bei 3.500 x g zentrifugieren. Sammeln Sie den Überstand und erkennen Sie den IL-6-Füllstand gemäß den Anweisungen des IL-6-Inhaltserkennungskits (siehe Materialtabelle).
3. Trennung von kolorektalem Gewebe
   1. Euthanasieren Sie die Mäuse nach der Blutentnahme durch Einatmen von 5% überdosiertem Isofluran und Gebärmutterhalsluxation (siehe Materialtabelle) in Übereinstimmung mit der Tierethik.
   2. Halten Sie die Mäuse in einer kryogenen anatomischen Umgebung. Immobilisieren Sie die Mäuse in Rückenlage. Schneiden Sie die Unterbauchhaare mit einer Schere ab und sterilisieren Sie sie mit Ethanol.
   3. Drücken Sie den Schnittpunkt zwischen den beiden Oberschenkelwurzeln und der Bauchmittellinie mit einer Augenlidzange zusammen (siehe Materialtabelle). Schneiden Sie mit einer Schere einen Querschnitt von ca. 1-1,5 cm.
   4. Schneiden Sie einen Längsschnitt entlang der Mittellinie des Abdomens vom Mittelpunkt des Querschnitts in Richtung des Processus xiphoideus.
   5. Entfernen Sie das perikolorektale Gewebe in Richtung des Anus, um das Kolorektum vom umgebenden Gewebe zu trennen. Achten Sie darauf, den Darm nicht zu beschädigen.
   6. Drücken Sie die Haut des Bauches zur Seite, um den Darm vollständig freizulegen. Entfernen Sie den Darm mit einer Augenlidzange aus der Bauchhöhle und schneiden Sie die Segmente vom Anus bis zum Blinddarm ab (ausgenommen). Die Gesamtlänge beträgt ca. 10 cm. Lagern Sie das erhaltene kolorektale Gewebe in Kochsalzlösung bei 4 °C.
4. Beurteilung der Länge und des Gewichts des Enddarms
   1. Extrahieren Sie die Kochsalzlösung bei 4 °C mit einer 5-ml-Nadel (siehe Materialtabelle), um das Innere des Darms zu spülen. Legen Sie dann den Darm auf saugfähiges Papier, um die Feuchtigkeit des Gewebes aufzunehmen.
   2. Wiegen Sie die kolorektalen Gewebe und legen Sie sie dann auf A4-Papier, um ihre Länge zu messen.
5. Messen Sie die Anzahl der Tumoren im Darm
   1. Schneiden Sie den Darm der Länge nach ab, um ihn vollständig zu entfalten, und beobachten Sie die Anzahl und Größe der Tumoren im Darm.
6. Pathologische Analyse des Kolorektums
   1. Fixieren Sie das Colorectum 24 h lang in 4% Paraformaldehyd. Das fixierte rektale Gewebe in geschmolzenes Paraffin einbetten und kontinuierlich mit einer Dicke von 5 μm durch ein Gewebegefriermikrotom schneiden.
   2. Nach dem Verfahren von Hou et ^al.24 werden die Abschnitte in Xylol entwachst und dann mit seriellen Ethanolkonzentrationen dehydriert. Spülen Sie die Abschnitte nach 5 Minuten Färbung mit Hämatoxylinlösung mit reinem Wasser ab. Danach 1 Minute lang mit 0,5% iger Eosinlösung färben (siehe Materialtabelle).
   3. Führen Sie erneut eine Gradientendehydrierung und eine transparente Xylolbehandlung durch. Versiegeln Sie die Schnitte und betrachten Sie sie unter dem Lichtmikroskop (siehe Materialtabelle) und fotografieren Sie, wie von Xie et ^al.25 beschrieben.
7. Immunhistochemische Analyse des Kolorektums
   1. Entwachse und dehydriere die Schnitte nach der obigen Methode. Reparieren Sie das Antigen in den Schnitten mit thermischer Hochdruckreparaturtechnik, wie von Gök et al. ^{beschrieben26}.
   2. Die Schnitte 15 min bei Raumtemperatur in endogenen Peroxidaseblockern einweichen. Versiegeln Sie die Abschnitte mit Ziegenserum (siehe Materialtabelle).
   3. Die primären Antikörper ZO-1 (1:1000), Occludin (1:1000) und KI67 (1:500; siehe Materialtabelle) werden in die Schnitte gegeben und über Nacht bei 4 °C inkubiert. Spülen Sie die Schnitte mit PBS-Puffer (siehe Materialtabelle), fügen Sie Allzweck-Sekundärantikörper (1:5000; siehe Materialtabelle) hinzu und inkubieren Sie 30 Minuten lang bei 37 °C.
   4. Fügen Sie die DAB-Lösung (siehe Materialtabelle) zu den Abschnitten für die Farbentwicklung hinzu. Färben Sie die Abschnitte mit Hämatoxylinlösung.
   5. Entwässern, transparentisieren und versiegeln Sie die Abschnitte erneut. Beobachten Sie die Expression von Proteinen mit dem Lichtmikroskop.

Die Abkochung von LJZD wurde gemäß dem Zusammensetzungsverhältnis der Arzneimittel in Tabelle 1 und der Abkochmethode der TCM in Abbildung 1A hergestellt. Gemäß dem in Abbildung 1B angegebenen Zeitpunkt wurden Mäusen am 7. Tag intraperitoneal 1 mg/ml AOM injiziert, und Mäuse erhielten in der 3., 6. und 9. Woche freien Zugang zu Trinkwasser mit 2% DSS. Das UC-CRC-Mausmodell wurde in der 15. Woche erfolgreich etabliert. In der Zwischenzeit wurden Mäuse von Woche 7 bis Woche 15 mit LJZD durch Sonde behandelt. Die Daten zeigten, dass die UC-CRC-Modellgruppe im Vergleich zur Kontrollgruppe einen signifikanten Gewichtsverlust aufwies, der durch die LJZD-Behandlung gelindert wurde (Abbildung 2A, P < 0,01). Am Ende der Studie verbesserte die LJZD-Behandlung den DAI-Score im Vergleich zur UC-CRC-Modellgruppe (Abbildung 2B). Im Vergleich zur Kontrollgruppe hatte die UC-CRC-Modellgruppe eine kürzere kolorektale Länge, die durch die LJZD-Behandlung erhöht wurde (Abbildung 2C, D, P < 0,01). Das Verhältnis von kolorektalem Gewicht zu Körpergewicht spiegelt die Entwicklung von Darmkrebs bei Mäusen wider, und ein höheres Verhältnis weist auf eine akute Tumorentwicklunghin 27. Im Vergleich zur Kontrollgruppe war der kolorektale Organindex der Modellgruppe signifikant erhöht, und die LJZD-Behandlung reduzierte den kolorektalen Organindex stark (Abbildung 2E, P < 0,05). Darüber hinaus hemmte die LJZD-Behandlung auch die Bildung von kolorektalen Tumoren (Abbildung 2F, P < 0,01) und den Spiegel des proinflammatorischen Faktors IL-628 im Serum (Abbildung 2G, P < 0,05).

Pathologische Ergebnisse bestätigten, dass die Mäuse in der UC-CRC-Modellgruppe im Vergleich zur Kontrollgruppe größere kolorektale Tumoren aufwiesen und ein Adenokarzinom gebildet hatten, während die LJZD-Behandlung die Größe und den Grad der Tumoren reduzierte (Abbildung 3). Immunhistochemische Daten zeigten, dass die LJZD-Behandlung die kolorektale Barrierefunktion in UC-CRC-Modellmäusen verbesserte, was durch eine erhöhte Proteinexpression von ZO-1 und Occludin29 angezeigt wurde (Abbildung 4). Parallel dazu unterdrückte die LJZD-Behandlung die Proteinexpressionsniveaus des Krebsmarkers KI6730 (Abbildung 4).

Abbildung 1: Vorbereitung von LJZD und Etablierung eines Mausmodells für Koloproktitis-Krebs.( A) Die Mischung aus Dangshen (12 g), Baizhu (12 g), Gancao (6 g), Chenpi (12 g) und Ingwer verarbeitetem Ban Xia (9 g) wurde 1 h lang bei Raumtemperatur in 1000 ml destilliertes Wasser getaucht. Das 12 g Fuling-Pulver wurde 1 h lang in 300 ml destilliertem Wasser bei Raumtemperatur eingeweicht. Die Mischung der oben genannten sechs Kräuter wurde bei 100 °C für 40 Minuten abgekocht. (B) An Tag 7 wurden C57BL/6J-Mäusen intraperitoneal 1 mg/ml AOM injiziert. Mäuse erhielten in der 3., 6. und 9. Woche Wasser mit 2% DSS ad libitum. Von 7 bis 15 Wochen erhielten Mäuse LJZD per Sonde. Abkürzungen: AOM, Azomethan; DAI, Krankheitsaktivitätsindex; DSS, Dextransulfat-Natrium; LJZD, Liujunzi Abkochung; w, Woche. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Bewertung des UC-CRC-Modells und der Wirksamkeit von LJZD. (A) LJZD verbesserte das Körpergewicht in UC-CRC-Modellmäusen. (B) LJZD milderte die DAI-Werte in UC-CRC-Modellmäusen. (C, D) LJZD vergrößerte die Länge des Kolorektums in UC-CRC-Modellmäusen. (E) LJZD reduzierte den Organindex des Kolorektums in UC-CRC-Modellmäusen. (F) LJZD hemmte die kolorektale Tumorgenese in Koloproktitis-Krebsmodellmäusen. (G) LJZD unterdrückte den Serum-IL-6-Spiegel in UC-CRC-Modellmäusen. #P< 0,05 und ##P< 0,01 im Vergleich zur Kontrollgruppe; *P < 0,05 und **P< 0,01 im Vergleich zur Modellgruppe. Die Daten wurden als Mittelwert ± Standardabweichungen (n = 10) ausgedrückt und durch eine Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) analysiert, gefolgt von Tukeys Test. P < 0,05 zeigte einen statistisch signifikanten Unterschied an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Bewertung der pathologischen Eigenschaften von kolorektalen Geweben bei Mäusen durch Hämatoxylin-Eosin-Färbung. In der Kontrollgruppe gab es keine pathologischen Schäden. Das Tumorgewebe der UC-CRC-Modellgruppe war groß und hatte Adenokarzinome und hochgradige Neoplasien gebildet, während die LJZD-Behandlungsgruppe reduziertes Tumorgewebe aufwies, begleitet von einer geringen Menge an lokalem Adenom und niedriggradiger Neoplasie. Der schwarze Pfeil stellt die präkanzeröse dysplastische Tumordrüse dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Wirkung von LJZD auf die kolorektale Barrierefunktion und den Krebsmarker in UC-CRC-Modellmäusen. (A) Immunhistochemische Bilder von ZO-1, Occludin und KI67. (B) Statistische Ergebnisse der Proteinexpression von ZO-1, Occludin und KI67. Die LJZD-Behandlung erhöhte die Expression der kolorektalen Barrierefunktionsproteine ZO-1 und Occludin, während der Spiegel des Krebsmarkers KI67 in UC-CRC-Modellmäusen gesenkt wurde. ## P < 0,01 im Vergleich zur Kontrollgruppe; ** P < 0,01 im Vergleich zur Modellgruppe. Die Daten wurden als Mittelwert ± Standardabweichungen (n = 10) ausgedrückt und durch eine Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) analysiert, gefolgt von Tukeys Test. P < 0,05 zeigte einen statistisch signifikanten Unterschied an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Tabelle 1: Zusammensetzung und Anteil der Drogen in LJZD.

Tabelle 2: Krankheitsaktivitätsindex-Score für das UC-CRC-Modell bei Mäusen.

Die Autoren haben nichts offenzulegen.