Dieses Protokoll ermöglicht die In-vivo-Quantifizierung der venösen Compliance und Dehnbarkeit mittels Katheterisierung und 3D-Angiographie als Überlebensverfahren, was eine Vielzahl potenzieller Anwendungen ermöglicht.
Methodenartikel
Quantifizierung der Compliance und Dehnbarkeit der unteren Hohlvene in einem In-vivo-Schafmodell mittels 3D-Angiographie
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In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Synthetische Gefäßtransplantate überwinden einige Herausforderungen von Allotransplantaten, Autotransplantaten und Xenotransplantaten, sind aber oft steifer und weniger nachgiebig als das native Gefäß, in das sie implantiert werden. Die Übereinstimmung mit der Compliance mit dem nativen Gefäß entwickelt sich zu einer Schlüsseleigenschaft für den Erfolg der Transplantation. Der derzeitige Goldstandard für die Bewertung der Konformität von Schiffen umfasst die Exzision des Schiffes und biaxiale mechanische Ex-vivo-Tests . Wir haben eine in vivo Methode zur Beurteilung der venösen Compliance und Dehnbarkeit entwickelt, die die natürliche Physiologie besser widerspiegelt und die Auswirkungen einer Druckänderung, die durch fließendes Blut und durch vorhandene morphologische Veränderungen verursacht wird, berücksichtigt.
Diese Methode ist als Überlebensverfahren konzipiert, das Längsschnittstudien erleichtert und gleichzeitig den Bedarf an Tierversuchen reduziert. Unsere Methode beinhaltet die Injektion eines Bolus mit Kochsalzlösung von 20 ml/kg in das venöse Gefäßsystem, gefolgt von der Aufnahme von 3D-Angiogrammen vor und nach dem Bolus, um die durch den Bolus induzierten Veränderungen zu beobachten, gleichzeitig mit intravaskulären Druckmessungen in den Zielregionen. Wir sind dann in der Lage, den Umfang und die Querschnittsfläche des Gefäßes vor und nach dem Bolus zu messen.
Mit diesen Daten und dem intravaskulären Druck sind wir in der Lage, die Compliance und Dehnbarkeit mit spezifischen Gleichungen zu berechnen. Diese Methode wurde verwendet, um die Nachgiebigkeit und Dehnbarkeit der unteren Hohlvene bei einheimischen, nicht operierten Schafen mit der Leitung von Schafen zu vergleichen, denen ein langfristiges Transplantat aus expandiertem Polytetrafluorethylen (PTFE) implantiert wurde. Es wurde festgestellt, dass das native Gefäß an allen gemessenen Stellen nachgiebiger und dehnbarer ist als das PTFE-Transplantat. Wir kommen zu dem Schluss, dass diese Methode sicher in vivo Messungen der Adernachgiebigkeit und Dehnbarkeit ermöglicht.
Einleitung
Patienten mit kritischen Herzanomalien benötigen eine rekonstruktive Operation. Die meisten rekonstruktiven Operationen erfordern die Verwendung von Prothesenmaterialien, einschließlich Gefäßtransplantaten. Mögliche Kanäle, um diesen Raum zu überbrücken, sind synthetische oder biologische Materialien. Ursprünglich wurden Homotransplantate als Fontan-Conduit verwendet, wurden aber seitdem aufgrund einer hohen Inzidenz von Verkalkungen und akuten Phasenereignissen aufgegeben1. Derzeit werden synthetische Gefäßtransplantate verwendet, die aus anorganischen Polymeren gewonnen werden. Es bleibt die Herausforderung, dass diese Transplantate weniger nachgiebig sind als das native Gefäß, in das sie implantiert werden, und Langzeitkomplikationen wie Stenosen, Okklusion und Verkalkung aufweisen 1,2,3,4,5.
Die Struktur synthetischer Gefäßtransplantate eignet sich für eine mechanische Zugfestigkeit, was dazu führt, dass sie im Vergleich zu nativem Gewebe ausnahmslos weniger nachgiebigsind 2. Die vaskuläre Compliance, die die Volumenänderung des Gefäßes gegenüber einer Druckänderung definiert, dient als Indikator für die Reaktionsfähigkeit eines Gefäßes auf mechanische Belastungen. Der Unterschied zwischen dem Transplantatmaterial und den nativen Gefäßeigenschaften führt zu einer Compliance-Diskrepanz, die nachweislich die Blutflussmuster stört, was zu Bereichen der Rezirkulation und Strömungstrennung führt 2,6,7,8,9. Dieses Phänomen verändert die Scherspannung auf die Endothelwand und induziert eine Intimahyperplasie 2,7,8,9. Solche Reaktionen können zu transplantatbedingten Komplikationen führen, die einen Transplantatwechsel oder eine erneute Intervention erforderlich machen6.
Da die vaskuläre Compliance eine Schlüsselrolle bei der Bestimmung der Transplantatergebnisse spielt, ist die genaue Messung dieser Eigenschaft unerlässlich. Der derzeitige Goldstandard für die Messung der vaskulären Compliance ist die mechanische Ex-vivo-Prüfung von biaxialen Rohren. Bei dieser Methode wird ein Transplantat oder Gefäß von Interesse herausgeschnitten, mit Latexschläuchen verbunden und unter Druck gesetzt, um das Umfangsspannungs-Dehnungsverhalten bei verschiedenen Drücken zu beurteilen. Die Nachgiebigkeit wird durch den Vergleich des Drucks mit einer Messung des Innendurchmessers10 bestimmt. Ex-vivo-Methoden haben jedoch einige Nachteile. Bei der Beurteilung der Funktionalität von implantierten Transplantaten mit der ex vivo-Methode sind die Opferung der Tiere und die Explantation der Transplantate erforderlich, was eine langwierige Untersuchung unmöglich macht. Aus diesem Grund haben wir ein In-vivo-Protokoll zur Compliance-Messung entwickelt.
Unsere Gruppe konzentriert sich auf die Entwicklung von Tissue-Engineering-Gefäßtransplantaten (TEVGs) für den Einsatz in der Fontan-Chirurgie zur Verbesserung des hypoplastischen Linksherzsyndroms (HLHS) des angeborenen Herzfehlers. Jüngste Entwicklungen auf dem Gebiet der angeborenen Herzchirurgie haben die postoperativen Ergebnisse verbessert, was zu einer längeren Lebenserwartung führt. Daher werden die langfristigen Eigenschaften und der Erfolg des implantierten Gefäßkanals immer wichtiger. Derzeit gibt es kein Tiermodell für HLHS, daher evaluieren wir unsere Transplantate in einem beschleunigten Interpositionstransplantatmodell für die untere Vena cava (IVC) bei Großtieren. Obwohl dieses Modell nicht versucht, den Fluss der Fontan-Zirkulation zu erzeugen, rekapituliert es effektiv die einzigartigen hämodynamischen Bedingungen. Unsere jüngste Anwendung dieses In-vivo-Protokolls zeigte signifikante Unterschiede in der Transplantat-Compliance zwischen unseren TEVG- und herkömmlichen Transplantaten aus expandiertem Polytetrafluorethylen (PTFE)11. Da sich diese vorherige Studie nicht auf die Methodik konzentrierte, haben wir zusätzliche Experimente durchgeführt, die diese neuartige in vivo-Methode detailliert beschreiben.
Wir implantierten das synthetische Transplantat, das derzeit als Behandlungsstandard dient und aus expandiertem Polytetrafluorethylen (PTFE) besteht, bei Studientieren von Dorset-Schafen und verglichen es mit der nativen IVC bei chirurgisch naiven Kontrolltieren. Dieses Protokoll wurde an der PTFE-Gruppe 5-7 Jahre nach der Implantation eines PTFE-Schlauchs und an nicht operierten Kontrolltieren unterschiedlichen Alters durchgeführt. Daher werden wir in den nachfolgenden Abschnitten, in denen das Protokoll und die repräsentativen Ergebnisse beschrieben werden, gelegentlich auf die interessierende Region verweisen, z. B. als die Mitte des Transplantatbereichs (Midgraft) des IVC-Interpositionstransplantats.
Dieses Protokoll ermöglicht es uns, die In-vivo-Konformität des PTFE-Rohrs, von dem bekannt ist, dass es zu einem langfristigen Zeitpunkt nicht konform ist, mit dem nativen Erzgang zu analysieren. Wir haben uns entschieden, das klinische Standardmaterial PTFE mit der nativen, nicht operierten Vene zu vergleichen. Wir haben einen langfristigen Zeitpunkt gewählt, da der PTFE-Schlauch bekanntermaßen nicht konform bleibt und anfällig für Verkalkung ist, was seine Nachgiebigkeit weiter verringert11. Wir haben uns dafür entschieden, alle Vergleiche in vivo durchzuführen, da systemische hämodynamische Veränderungen in den mit in vivo-Methoden erhaltenen Messungen genau widergespiegelt werden. Aus diesem Vergleich haben wir festgestellt, dass dieses Protokoll in der Lage ist, die Nicht-Compliance von PTFE zu bestätigen und Messungen der venösen Compliance in vivo auf sichere und reproduzierbare Weise zu erhalten. Diese Methode wurde in einer veröffentlichten Studie erfolgreich eingesetzt, um statistisch signifikante Unterschiede zwischen PTFE-Schläuchen und Tissue-Engineering-Gefäßtransplantaten (TEVGs) in vivo zu demonstrieren 11.
Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, die Compliance und Dehnbarkeit der thorakalen IVC in einem Großtiermodell an Schafen unter Verwendung von in vivo-Messungen aus einem Überlebensverfahren zu berechnen. Zu diesem Zweck haben wir die Veränderungen des Umfangs und der Querschnittsfläche der thorakalen IVC zu einem flüssigen Bolus sichtbar gemacht und gemessen. Gleichzeitig haben wir die intravaskuläre Druckänderung gemessen und diese Messungen zur Berechnung der Compliance und Dehnbarkeit verwendet. Die Verwendung der 3D-Angiographie-Bildgebung bietet uns mehrere Vorteile, darunter die Möglichkeit, die Ansicht des Bildes nach der Aufnahme anzupassen, um sicherzustellen, dass unsere Messungen aus einem Querschnitt der Vene durchgeführt werden, sowie die Messung mehrerer Stellen entlang des Gefäßes. Die drei interessierenden Bereiche in dieser Studie waren die mittlere Transplantatregion sowie die beiden benachbarten Anastomosenstellen des PTFE-Transplantats und die vergleichbaren Bereiche in der nativen IVC. Durch die Durchführung von Experimenten in vivo ergeben sich Vorteile bei der Bewertung der Funktionalität von Transplantaten innerhalb des tatsächlichen Blutflusses und umgeben von Geweben und Organen. Es wird angenommen, dass die mit dieser Methode erhaltenen Messungen die tatsächliche Funktionalität der Transplantate in einem lebenden Organismus widerspiegeln.
Das Protokoll ist in sechs Hauptabschnitte unterteilt, darunter die Vorbereitung der Schafe vor dem Eingriff, die Katheterisierung, die Erhebung von Ausgangsdaten vor dem Bolus, die Sammlung von Studiendaten, die Wiederherstellung der Tiere und die Datenanalyse. Im Abschnitt Tiervorbereitung besprechen wir die Sedierung, die Einleitung der Anästhesie und die Platzierung von Überwachungsgeräten, die während des Katheterisierungsverfahrens verwendet werden. Im zweiten Abschnitt erklären wir den Prozess des Platzierens der beiden Katheterschleusen, die für die Datenerfassung benötigt werden. Für dieses Protokoll werden beide Schleusen in die rechte Vena jugularis interna (IJV) gelegt, damit zwei mehrspurige Katheter in das Gefäß eingeführt werden können. Einer wird in der interessierenden Region positioniert, um die Druckänderung aufzuzeichnen, und der andere wird für die Kontrastmittelinjektion tiefer in der Vene platziert. Sobald die Katheter platziert sind, wird zum Vergleich ein 3D-Angiograph vor dem Bolus erstellt. Die Erfassung der Studiendaten beginnt mit der Vorbereitung des Kochsalzlösungsbolus in einem Druckbeutelsystem für die Verabreichung, der Bereitstellung des Kochsalzlösungsbolus zur Aufzeichnung des intravaskulären Drucks und der Entnahme des 3D-Angiographen nach dem Bolus. Anschließend beschreiben wir den Prozess, um die Genesung der Schafe nach dem Protokoll zu erleichtern. Abschließend besprechen wir die Methode, um die richtigen Bilder und Querschnittsmessungen für die Analyse und den statistischen Vergleich zu erhalten.
Protokoll
Das Studienprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee des Nationwide Children's Hospital Abigail Wexner Research Institute (AR22-0004) genehmigt. Alle Tiere erhielten eine humane Pflege in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren, der von den National Institutes of Health veröffentlicht wurde.
1. Vorbereitung der Tiere
- Lassen Sie das Schaf 1 Woche vor der Katheterisierung von einem Tierarztteam untersuchen, einschließlich einer körperlichen Untersuchung und einer Analyse der Vitalparameter, um sicherzustellen, dass das Tier sicher anästhesiert werden kann.
- Fasten Sie das Tier über Nacht oder bis zu 12 Stunden vor dem Eingriff, um das Risiko einer Aspiration von Mageninhalt bei Einleitung der Anästhesie zu begrenzen.
- Drücken Sie die Ein-Taste auf dem Bedienfeld , um den C-Bogen und das 3D-Angiographiesystem einzuschalten (Abbildung 1A). Warten Sie, bis das System vollständig geladen ist.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Fluoroskopie pausiert ist, bis sie für die Aufnahme bereit ist, und dass das gesamte Personal Schutzkabel trägt. - Bereiten Sie heparinisierte Kochsalzlösung für das Verfahren vor, indem Sie 1 ml Heparin (1.000 USP-Einheiten/ml-Konzentration) zu 1.000 ml 0,9%iger Kochsalzlösung hinzufügen.
- Rasieren Sie die linke Seite des Halses und schrubben Sie sie mit Alkohol. Verabreichen Sie eine Sedierung, indem Sie eine Kombination aus Ketamin (4 mg/kg), Butorphanol (0,1 mg/kg) und Diazepam (0,5 mg/kg) in die linke Halsvene injizieren.
- Legen Sie das sedierte Schaf auf ein Krankenhausbett und positionieren Sie es für die Intubation in sternaler Liege. Intubieren Sie mit einem 9-14 mm Endotrachealtubus (ET), basierend auf der Größe des Schafs, indem Sie die Zunge und den Epiglottis mit einem Laryngoskop niederdrücken und den ET-Schlauch in die Luftröhre einführen.
- Positionieren Sie das Schaf in einer rechten Seitenposition. Befestigen Sie den ET-Schlauch an einem Beatmungsgerät und beatmen Sie mechanisch mit 100 % Sauerstoff bei 1-3 l/min.
- Halten Sie die Anästhesie mit 1-3% inhaliertem Isofluran aufrecht. Stellen Sie die Atemfrequenz auf 15-30 Atemzüge/min und das End-Atemzugvolumen auf 8-10 ml/kg ein.
- Platzieren Sie Standard-Überwachungsgeräte, einschließlich einer Blutdruckmanschette am rechten Vorderbein, einem Ohrclip zur Überwachung der Sauerstoffsättigung am rechten Ohr, einer Temperatursonde in der Speiseröhre und einem CO2 -Monitor für die Endtidalität an der ET-Sonde. Rasieren Sie die Wolle von der kaudalen Seite jedes Hufes zwischen den Afterkrallen und der Ferse. Platzieren Sie Elektrokardiogramm (EKG)-Knoten und sichern Sie die EKG-Knoten mit Klebeband.
- Schmieren Sie beide Augen, indem Sie eine Augensalbe auftragen und eine Magensonde einführen, um die Gas- und Lebensmittelableitung zu gewährleisten.
- Richten Sie einen IV-Zugang im linken IJV ein, um die Verabreichung von Propofol-Constant-Rate-Infusion (CRI) (20-40 mg∙kg-1∙h-1), Erhaltungsflüssigkeiten (10 ml∙kg-1∙h-1) und dem Kochsalzlösungsbolus zu ermöglichen.
- Positionieren Sie das Schaf in der linken Seitenlage. Rasieren Sie die rechte Seite des Halses, um Zugang zur Katheterstelle zu erhalten (Abbildung 2A). Tupfen Sie die Stelle mit Chlorhexidin-Peeling und Alkohol ab.
- Trennen Sie das Überwachungsgerät und das Beatmungsgerät von der Kamera und bringen Sie das Schaf auf den Katheterlabortisch. Bringen Sie das Tier wieder in eine linke seitliche Liegeposition (Abbildung 3A).
- Schließen Sie das Beatmungsgerät und die Überwachungsgeräte (EKG-Ableitungen, Temperatursonde, Blutdruckmanschette, Pulsoximeter) wieder an.
- Halten Sie die Anästhesie während des Eingriffs aufrecht, indem Sie inhalatives Isofluran 1-3% mit 100% O2 und/oder Propofol CRI (20-40 mg∙kg-1∙h-1) verabreichen.
HINWEIS: Beurteilen Sie die Anästhesieebene, indem Sie die Tierbewegungen, die Reaktion auf schmerzhafte Reize, die Atemfrequenz, die Pulsfrequenz und den Blutdruck messen. Nehmen Sie gegebenenfalls Anpassungen in der Sedierung vor, z. B. durch die Verwendung eines 5-10 ml Bolus Propofol, um eine tiefere Anästhesieebene einzuleiten. - Messen Sie die Breite des Schafs im Bereich des Herzens mit großen Messschiebern. Teilen Sie die Breite durch 2, um den Druckmessumformer einzustellen.
- Reinigen Sie die Operationsstelle aseptisch und legen Sie sie steril ab (Abbildung 2B,C).
2. Katheterisierung
- Bewegen Sie den C-Bogen aus der Parkposition zur Brust des Schafs und heben Sie den Tisch bei Bedarf an. Drücken Sie die Tasten 7 und 3 auf dem Bedienfeld und halten Sie dann die Starttaste gedrückt, um die vorprogrammierten Einstellungen zur automatischen Positionierung des Tisches und des C-Bogens auf der linken Seite des Tisches zu verwenden (Abbildung 1A).
- Greifen Sie mit einer 21-G-Mikropunktionsnadel und einer 10-cm³-Luer-Slip-Spritze auf das richtige IJV zu. Greifen Sie auf das IJV in kranialer/kaudaler Richtung durch die Haut zu, während Sie den Spritzenkolben zurückziehen. Stellen Sie sicher, dass Blut aspiriert wird, um zu bestätigen, dass sich die Nadel im Gefäß befindet (Abbildung 2A, B).
- Trennen Sie die Spritze vorsichtig, während Sie die Nadel ruhig halten.
- Führen Sie eine 0,018 Zoll große Drahtführung aus Edelstahl (SS) etwa zur Hälfte durch die Nadel in das Gefäß ein. Entfernen Sie die Nadel über dem SS-Draht.
- Platzieren Sie einen 5-French-Dilatator (Fr) über dem SS-Draht und in das Gefäß. Entfernen Sie das Innenstück des Dilatators und des SS-Kabels. Führen Sie einen 0,038 Zoll langen Führungsdraht etwa zur Hälfte durch den Dilatator in das Gefäß und entfernen Sie den Dilatator.
- Schneide mit einem Skalpell mit 11 Klingen die Haut über der Vene, in die der Draht eintritt. Führen Sie eine 9-Fr-Schleuse über den Führungsdraht in das Gefäß ein. Entfernen Sie den inneren Mantelteil und den Führungsdraht.
- Bestätigen Sie die richtige Platzierung der Hülle, indem Sie Blut aspirieren und dann die Hülle mit heparinisierter Kochsalzlösung spülen.
- Wiederholen Sie die Schritte 2.2-2.7, so dass sich im rechten IJV zwei 9-Fr-Hüllen befinden.
- Verabreichen Sie 150 U/kg Heparin über die Infusion, um die Gerinnung zu verhindern.
- Verwenden Sie das Fußpedal, um die Fluoroskopie zu starten (Abbildung 1B). Führen Sie einen Judkins-Rechts-Katheter (JR) durch die Schleuse ein und folgen Sie der thorakalen IVC über das Zwerchfell in die abdominale IVC.
- Führen Sie einen Rosendraht durch den JR-Katheter, bis er die abdominale IVC erreicht und die Spitze aus dem JR-Katheter austritt. Während Sie den Rosen-Draht an Ort und Stelle halten, entfernen Sie vorsichtig den JR-Katheter.
- Wiederholen Sie die Schritte 2.10-2.11 mit der zweiten Scheide.
- Führen Sie einen 7-Fr Multitrack-Katheter über jeden Rosen-Draht ein.
- Legen Sie unter Kontrolle der Durchleuchtung einen mehrspurigen angiographischen Katheter zur Kontrastmittelinjektion in die abdominale IVC.
- Platzieren Sie mittels Fluoroskopie einen weiteren mehrspurigen angiographischen Katheter zur Druckmessung in der spezifischen Region von Interesse (z. B. in der Mitte des Transplantats) (Abbildung 2C).
Abbildung 1: Systemsteuerung. (A) Bedienfeld für das 3D-Angiographie-System (B) Fluoroskopie-Fußpedale Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Katheterisierung bei Tieren. (A) Die wichtigste Operationsstelle, die für die Katheterisierung vorbereitet wurde. (B) Technik zur Visualisierung der rechten Vena jugularis interna (schwarze Pfeile). (C) Zwei mehrspurige angiographische Katheter werden durch die rechte Vena jugularis interna gelegt (blauer Pfeil: Druckmessung im Transplantat; roter Pfeil: Kontrastmittelinjektion in die abdominale IVC; weißer Pfeil: steife Drähte). Abkürzung: IVC = Vena cava inferior Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
3. Sammeln der Vorabdaten
- Verbinden Sie die Mehrspur, die im interessierenden Bereich zentriert ist, mit einem Dreiwege-Absperrhahn an den Druckmessumformer. Ziehen Sie den Absperrhahn mit einer 10-ml-Spritze zur Mehrspur hin zurück, bis die Luftblasen entfernt sind und Blut zu sehen ist.
- Wenn die 10-ml-Spritze auf den Kopf gestellt ist, geben Sie das Blut an das Schaf zurück und achten Sie darauf, dass keine Luft in die Mehrspur zurückgedrückt wird. Spülen Sie die Mehrspur mit heparinisierter Kochsalzlösung.
- Klappen Sie die Aus-Stellung des Absperrhahns zur Spritze, so dass der Druckmessumformer und die Mehrspur zueinander offen sind.
- Bereiten Sie den Kontrastmittelinjektor vor, indem Sie ein Kontrastmittel hinzufügen. Das minimale Volumen für ein 3D-Angiogramm beträgt 60 ml und der Gesamtkontrast darf 5 ml/kg oder 250 ml nicht überschreiten.
- Verbinden Sie den Kontrastmittelinjektor mit der Mehrspur, die in der abdominalen IVC zentriert ist. Drehen Sie den Knopf mit dem Kontrastinjektor langsam gegen den Uhrzeigersinn, um Luftblasen von der Mehrspur zu ziehen, bis Blut zu sehen ist. Drehen Sie den Regler im Uhrzeigersinn, um den Kontrast langsam in die Multispur zu schieben.
- Verwenden Sie die Fluoroskopie, um zu bestätigen, wann der Kontrast die Spitze der Multispur erreicht hat.
- Nehmen Sie den Gesamtkontrast, der für das 3D-Angiogramm verwendet wird, und dividieren Sie ihn durch 5, um mL/s zu erhalten. Legen Sie den Ratenanstieg auf 0 und 600 psi fest.
- Stellen Sie den C-Bogen in den vorprogrammierten Modus, indem Sie auf die Schaltfläche Programm rechts oben auf dem Bildschirm und auf die Taste 3D DSA 110 8'' klicken (3D-Angiographie mit einer SID von 110 cm und Field View bei 8 Zoll).
- Bewegen Sie alle Gegenstände und Personen von der Vorderseite oder den Seiten des Tisches weg. Starten Sie das C-Bogen-Programm, indem Sie auf die Schaltfläche mit der Nummer 3 auf dem Bedienfeld klicken. Positionieren Sie die Zielregion (z. B. das Mitteltransplantat) in der Mitte der x-y-Ebene (Abbildung 3A-C).
- Wechseln Sie zum zweiten Programm, indem Sie auf die Schaltfläche mit der Nummer 4 auf dem Bedienfeld klicken. Passen Sie die Höhe der Tabelle entsprechend an, um den Interessenbereich zu zentrieren.
- Drücken Sie die Taste mit der Nummer 5 und nehmen Sie das Testbild auf.
- Testen Sie den Bewegungsbereich des C-Bogens vorab, indem Sie auf die Schaltfläche Bedingungen bestätigen klicken | Start (Abbildung 3D,E).
- Bitten Sie den Anästhesisten, die Beatmung aufzuhalten und ein 3D-Rotationsangiogramm mit Kontrastmittelinjektion zu machen, indem Sie das Programm mit dem mittleren Akquisitionspedal starten. Gleichzeitig wird der mittlere Druck der Zielregion gemessen und aufgezeichnet.
Abbildung 3: Positionierung und Bewegungsumfang des C-Bogens. (A) Positionierung des Schafs zu Beginn des Eingriffs (B) Erste Position für das 3D-Angiogramm-Programm (C) C-Bogen in der xy-Achse bewegt (D) C-Bogen in der z-Achse bewegt (E) C-Bogen schließt Testdrehung mit vollem Bewegungsumfang ab. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
4. Verabreichung des Kochsalzbolus und Datenerfassung
- Bereiten Sie 20 ml/kg 0,9% Kochsalzlösung vor.
- Um den Bolus-Druckbeutel vorzubereiten, geben Sie einen 1.000-ml-Beutel mit 0,9 % Kochsalzlösung in eine Druckbeuteleinheit. Verwenden Sie bei Bedarf ein zweites Gerät, um das zu verabreichende Gesamtvolumen zu erreichen.
- Drücken Sie den Aufblaskolben zusammen, bis das Manometer in den grünen Bereich steigt, unmittelbar vor der roten Linie (Druck 250-300 mmHg). Spülen Sie Kochsalzlösung durch die Leitung und entfernen Sie Luftblasen.
- Verbinden Sie den unter Druck stehenden Kochsalzbeutel mit einer 9-Fr-Schleuse und halten Sie 250-300 mmHg aufrecht, um eine konstante Geschwindigkeit des Bolus aufrechtzuerhalten. Lassen Sie es fließen, bis das Schaf einen Bolus erhalten hat, der 20 mL/kg entspricht oder der mittlere Druck 15 mmHg erreicht.
- Während der Bolus fließt, erfassen Sie jede Minute den intravaskulären Druck der Zielregion.
- Halten Sie den C-Bogen für eine zweite 3D-Rotationsangiographie bereit, indem Sie die Schritte 3.9-3.12 wiederholen. Sobald der Bolus endet, bevor der Druck zu sinken beginnt, führen Sie die zweite 3D-Angiographie und die gleichzeitige intravaskuläre Druckmessung durch, indem Sie wie in Schritt 3.13 beschrieben beginnen.
5. Wiederherstellung
- Bringen Sie den C-Bogen nach Abschluss der Bildgebung wieder in die vorprogrammierte Parkposition, indem Sie die Nummer 77 eingeben und die Starttaste gedrückt halten, bis sich der C-Bogen selbst positioniert.
- Entfernen Sie die mehrspurigen Angiographie-Katheter und Rosen-Drähte.
- Entfernen Sie beide Schleusen, während Sie mindestens 7 Minuten lang direkten Druck auf die Einstichstellen mit einem Blutstillungspflaster ausüben, um die Blutung zu stoppen.
- Wickeln Sie eine sterile Rolle Gaze um die Pflaster und den Hals, so dass der Wickel sicher ist, um den Druck aufrechtzuerhalten, aber nicht zu fest, um die Durchblutung zu unterbrechen oder die Atmung zu verhindern.
- Schalten Sie die Anästhetika (Isofluran und/oder Propofol CRI) aus.
- Halten Sie die Schafe mit 100 % O2 am Beatmungsgerät, bis sie gleichmäßig von selbst atmen.
HINWEIS: Anzeichen dafür, dass das Schaf aufwacht, sind Bewegungen, Blinzeln, Reaktionen auf schmerzhafte Reize, Kiefertonus oder Kauversuche sowie Atmen ohne Hilfe eines Beatmungsgeräts. - Sobald das Schaf in der Lage ist, selbstständig zu atmen, extubieren Sie (entfernen Sie die ET-Sonde) und entfernen Sie die Magensonde.
- Entfernen Sie alle Überwachungsgeräte und bringen Sie das Schaf in ein Krankenhausbett. Bringen Sie es zurück in den Gehäuseraum.
- Helfen Sie dem Schaf, in sternaler Liege zu bleiben oder zu stehen, bis das Schaf in der Lage ist, das Gleichgewicht von selbst zu halten. Verhindern Sie, dass sie gegen Wände laufen.
- Sobald sie wach genug erscheinen, geben Sie kleine Mengen Heu oder Getreide.
6. Analyse der Daten
- Exportieren Sie die ursprünglichen 3D-Angiographie-Rohdaten aus der Angiographie-Bildgebungssoftware im DICOM-Dateiformat.
- Starten Sie die DICOM-Viewer-Software. Ziehen Sie die 3D-Angiographiedatei per Drag & Drop in den Viewer, um sie zu öffnen (Abbildung 4A).
- Wählen Sie in der DICOM-Viewer-Software das 3D-MPR-Werkzeug (Multi-Planar Reconstruction) aus, um eine rekonstruierte 3D-Ansicht der Angiographiedaten zu erstellen. Dies zeigt drei verschiedene 2D-Ansichten aus drei verschiedenen Blickwinkeln: axiale, sagittale (Abbildung 4B) und koronale (Abbildung 4C) Ebenen.
- Passen Sie die Platzierung und Ausrichtung der Zielregion in der sagittalen und koronalen Ebene an, um die gewünschte vertikale Position zu erreichen, indem Sie die Zielregion in der Mitte platzieren und die Richtung der Referenzlinien auf jeder Ebene mit einem Handwerkzeug drehen (Abbildung 4D).
- Verwenden Sie das Bleistiftwerkzeug im DICOM-Viewer, um die Behälterwand in der axialen Ansicht des Zielbereichs zu umreißen (Abbildung 4E). Die Software berechnet automatisch sowohl die Fläche als auch den Umfang (Umfang) des Bereichs in der Mitte der axialen Ansicht und zeigt ihn an.
- Verwenden Sie Gleichung (1), um die Nachgiebigkeit zu berechnen, wobei A die Querschnittsfläche (cm2) und P der Druck (mmHg) ist:
(1) - Verwenden Sie Gleichung (2), um die Dehnbarkeit zu berechnen, wobei C der Umfang (cm) und P der Druck (mmHg) ist:
(2)
Abbildung 4: Datenanalyse im DICOM-Viewer. (A) Rohdaten des 3D-Angiogramms, die in den DICOM-Viewer geladen wurden. (B) Der sagittale Abschnitt des Transplantats. (C) Der koronale Abschnitt. (D) Ein echter Querschnitt wird nach Anpassung des Winkels an den sagittalen und koronalen Schnitten visualisiert. (E) Das Bleistiftwerkzeug wird verwendet, um das Zielgefäß zu umreißen und Messungen des Umfangs und der Querschnittsfläche durchzuführen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Ergebnisse
Wir haben dieses Verfahren mit über 25 Schafen erfolgreich durchgeführt. Wichtig ist, dass es keine Fälle von Morbidität und Mortalität im Zusammenhang mit diesem Verfahren gab. Alle Schafe zeigten eine unkomplizierte Erholung. Diese repräsentativen Ergebnisse wurden von drei Schafen entnommen, denen PTFE-Transplantate implantiert wurden, und drei nicht operierten einheimischen Schafen. Abbildung 5 zeigt die intravaskulären Druckmessungen, die während des Protokolls von beiden Gruppen von Versuchstieren durchgeführt wurden. Diese Werte sind wichtig für die Berechnung der Compliance und Dehnbarkeit, aber auch um die Sicherheit dieses Protokolls zu demonstrieren, da wir die Änderung des intravaskulären Drucks unter 15 mmHg halten.
Abbildung 5: Intravaskuläre Drücke für Compliance- und Dehnbarkeitsgleichungen. (A) Grafische Darstellung der absoluten intravaskulären Druckmessungen, die im Verlauf der Bolusverabreichung im mittleren Transplantatbereich oder im entsprechenden Bereich des nativen Gefäßes durchgeführt wurden. (B) Zusammenfassende Tabelle der intravaskulären Druckänderungen für jedes Versuchstier. Diese Werte wurden in Compliance- und Dehnbarkeitsberechnungen verwendet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6A,B sind repräsentative Bilder der DICOM-Viewer-Messungen in der nativen und der PTFE-Gruppe. Die Abbildung zeigt die Veränderung des Umfangs, die bei den einheimischen Schafen als Reaktion auf den Bolus beobachtet wurde, die in der PTFE-Gruppe nicht zu sehen ist. Aus den Messungen berechneten wir die Nachgiebigkeit und Dehnbarkeit, die in Abbildung 6C dargestellt sind. Diese Werte wurden dann grafisch dargestellt und statistisch ausgewertet. Der Vergleich der Nachgiebigkeit und Dehnbarkeit zwischen einheimischen Schafen und PTFE-Schafen zeigt, dass einheimische Schafgefäße nachgiebiger und dehnbarer sind als PTFE-Transplantate. Die beobachteten Unterschiede tendierten alle in Richtung statistischer Signifikanz, wobei nur die Vergleiche der distalen Compliance und der proximalen Compliance statistisch signifikant waren (p < 0,05).
Abbildung 6: Repräsentative Ergebnisse. (A) Repräsentative Bilder des Umfangs des nativen Gefäßes, gemessen im DICOM-Viewer vor und nach dem Bolus. Ein umlaufender Umriss (grün) wurde im DICOM-Viewer nachgezeichnet. Die Werte für den Umfang und die Querschnittsfläche (grüner Text) wurden dann automatisch vom DICOM-Viewer generiert. (B) Repräsentative Bilder des Umfangs des PTFE-Transplantats, gemessen im DICOM-Viewer vor und nach dem Bolus. Ein umlaufender Umriss (grün) wurde im DICOM-Viewer nachgezeichnet. Die Werte für den Umfang und die Querschnittsfläche (grüner Text) wurden dann automatisch vom DICOM-Viewer generiert. (C) Tabelle der berechneten Compliance und Dehnbarkeit für jedes Versuchstier an jedem Gefäßstandort. Negative Nachgiebigkeits- und Dehnbarkeitswerte wurden auf Null angepasst. (D) Darstellung von Compliance- und Dehnbarkeitsdaten. Die Datennormalität wurde vor allen statistischen Vergleichen getestet. Die Compliance- und Dehnbarkeitswerte wurden mit einem ungepaarten Student's t-Test analysiert, wobei die Welch-Korrektur auf alle Messungen mit Ausnahme der distalen Compliance angewendet wurde. Die distalen und proximalen Compliance-Werte waren in der nativen Gruppe signifikant höher als in der PTFE-Gruppe (distal: p = 0,0485, proximal: p = 0,0247). Die Midtransplantat-Compliance war zwischen den Gruppen statistisch nicht signifikant, dennoch war die native Midgraft-Compliance immer höher als die PTFE-Compliance. Abkürzung: PTFE = Polytetrafluorethylen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Diskussion
Compliance und Dehnbarkeit sind Schlüsseleigenschaften für die Funktion der Blutgefäße und dienen als Indikatoren für mögliche Komplikationen und Eingriffe. Die genaue Quantifizierung und der Vergleich von Veränderungen dieser Parameter ist wichtig, um die Wirksamkeit des Transplantats zu beurteilen. Unsere in vivo-Methode überwindet die Grenzen der ex vivo-Analyse und sorgt für vergleichbare Ergebnisse. Vergleicht man unsere in vivo-Daten mit den ex vivo-Daten , die von Blum et al. vorgestellt wurden, so zeigen beide Methoden deutliche Unterschiede zwischen dem synthetischen Transplantatmaterial von Interesse und der nativen Vene10. Unsere statistische Signifikanz war durch die geringe Stichprobengröße begrenzt. Trotz ihres Fokus auf einen anderen Transplantatkanal finden wir, dass die Protokolle in Bezug auf die Datenausgaben wissenschaftlich vergleichbar sind, wobei die in vivo-Methode aus den zuvor genannten Gründen vorzuziehen ist.
Mehrere kritische Schritte in diesem Verfahren erfordern besondere Aufmerksamkeit, insbesondere beim Einführen des Katheters und der Bolusverabreichung. Wenn sich der Zugang zur Vene als schwierig erweist, kann die Anpassung des Kopfwinkels des Schafs oder die Verwendung von Lagerungshilfen von Vorteil sein. Das Platzieren des JR-Katheters genau im interessierenden Bereich kann durch die Verwendung eines Gleitdrahtes erleichtert werden. Ein weiterer kritischer Schritt kann beim Wechsel von Kochsalzbeuteln aufgrund eines großen Bolusbedarfs auftreten. Ein schneller Wechsel ist unerlässlich, um signifikante intravaskuläre Druckschwankungen zu vermeiden. Um dieses Problem zu vermeiden, haben wir beide Kochsalzbeutel genau auf das benötigte Volumen abgestimmt und beide mit einem Absperrhahn mit der Schleuse verbunden. Vor der Initiierung des Bolus haben wir beide Beutel unter Druck gesetzt, um die Zeit zu reduzieren, die für den Flussübergang von einem Beutel in den anderen benötigt wird. Es ist von entscheidender Bedeutung, einen zeiteffizienten Ansatz beizubehalten, da sich längere Narkosezeiten negativ auf die Genesung der Schafe auswirken können.
Es ist wichtig, die Reichweite des C-Bogens zu testen, bevor das Protokoll gestartet wird. Achten Sie beim Testen des C-Bogens darauf, dass er den interessierenden Bereich genau zentriert. Die richtige Positionierung des C-Bogens garantiert eine vollständige Visualisierung des interessierenden Bereichs im endgültigen Bild. Das Timing ist entscheidend, um den Bolus effektiv abzubilden. Starten Sie die Bildgebungssequenz, sobald der Druckbeutel geleert ist. Die Sicherstellung, dass die Testdrehung des C-Bogens vor der Verabreichung von Flüssigkeit durchgeführt wird, kann helfen, diesen kritischen Moment zu erfassen.
Zu beachten ist, dass die 2D-Angiographie-Bildgebung kein geeigneter Ersatz für die 3D-Angiographie ist. Die Compliance- und Dehnbarkeitsgleichungen erfordern präzise Querschnittsflächen- und Umfangswerte, die die 2D-Bildgebung aufgrund natürlicher Gefäßwinkel und Variationen in der Morphologie nicht liefern kann. Intravaskulärer Ultraschall wird zwar berücksichtigt, ist aber technisch anspruchsvoll und kann nicht nach der Erfassung angepasst werden.
Diese Methode ist derzeit auf venöse Gefäße anwendbar und muss modifiziert werden, bevor sie auf den arteriellen Kreislauf angewendet werden kann. Zu den möglichen Anwendungen dieser Methode gehören der Vergleich von transplantiertem oder transplantiertem Material im Venensystem sowie die Bewertung von Compliance-Veränderungen im Zusammenhang mit der Alterung in Längsrichtung. Vor der Verabreichung eines Flüssigkeitsbolus eliminierte die derzeitige Methode mit 3D-Angiographie den Effekt der IVC-Pulsatilität aus dem Herzschlag nicht.
Offenlegungen
Diese Studie wurde zum Teil von Gunze Ltd. gesponsert.
Danksagungen
Diese Arbeit wurde unterstützt durch R01 HL163065 und W81XWH1810518. Wir danken den engagierten Mitarbeiterinnen und Mitarbeitern des Animal Research Core. Wir möchten auch Carmen Arsuaga unseren Dank für ihre unschätzbare Expertise und ihre wachsame Betreuung während der gesamten Studie aussprechen.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 0,035" x 260 cm Rosen Gebogene Drahtführung | Cook Medical | G01253 | Führung zum Halten von Platzierungswechselkathetern (Multi-Track, IVUS, etc) |
| 0,035"x 150 cm Gleitdraht | Terumo | GR3507 | Führung für JR-Katheter |
| 0,9% Natriumchlorid Kochsalzlösung | Baxter Healthcare Corporation | NCH Apotheke | Zum Verdünnen von Noradrenalin, Drucküberwachung |
| 10,0 Endotrachealtubus | Coviden | 86117 | Zur Sicherung der Atemwege |
| 16 G IV Katheter | BD | 382259 | Zur Verabreichung von Flüssigkeiten und Anästhetika |
| 22 G IV Katheter | BD | 381423 | Für invasiven Blutdruck |
| 5Fr x .35" JR2.5 | Cook Medical | G05035 | Leitfaden für Rosendraht |
| 70% Isopropylalkohol | Aspen Vet 11795782 | Topische Reinigungslösung | |
| 7Fr x 100 cm Mehrspurig | B. Braun | 615001 | Sammeln von Druck, Verabreichen von Kontrastmitteln an eine bestimmte intravaskuläre Lokalisation |
| 9Fr Einführschleuse | Terumo | RSS901 | Zugang zum Katheter durch die Haut in das Gefäß, damit die Drähte durch die |
| ACT-Kartusche geführt werden können | Abbot Diagnostics | 03P86-25 | Aktivierte Gerinnungszeit |
| Angiographische Spritze mit Füllspieß | Guerbet | 900103S | Für Kontrastinjektor |
| Beuteldekanter | Advance Medical Designs, LLC | 10-102 | Einstiche Kochsalzbeutel zum Gießen und Befüllen einer sterilen Schüssel mit Kochsalzlösung |
| Butorphanol | Zoetis | NCH Apotheke | Sedierungsmedikament: Konzentration 10 mg/ml, Dosierung 0,1 mg/kg |
| Cath Research Pack | Cardinal Health | SAN33RTCH6 | Cath Pack mit verschiedenen Verbrauchsmaterialien |
| Cetacaine | Cetylite | 220 | Topisches Anästhesiespray |
| Chloraprep | BD | 930825 | Topische Reinigungslösung |
| Chlorhexidin 2% Lösung | Vedco INC | VINV-CLOR-SOLN | Topische Reinigungslösung |
| Conform Stretch Bandage | Coviden | 2232 | Halswickel zur Vermeidung von Blutungen |
| Verbindungsschlauch | Deroyal | 77-301713 | Verbindet den T-Port mit Flüssigkeits-/Medikamentenleitungen |
| Diazepam | Hospira Pharmaceuticals | NCH Apotheke | Sedierungsmedikament: Konzentration 5 mg/ml, Dosierung 0,5 mg/kg |
| EKG-Überwachungspunkte | 3M | 2570 | |
| Flüssigkeitsverabreichungsset | Alaris | 2420-0007 | |
| Flüssigkeitserwärmungsset | Carefusion | 50056 | |
| Hemcon Patch | Tricol Biomedical | 1102 | Pflaster für Blutstillung |
| Heparin | Hospira, Inc | NCH Apotheke | Angicoagulans: 1.000 USP-Einheiten/ml |
| Infinix-i INFX-8000C | Toshiba Medical Systems | 2B308-124EN*E | Interventionelles Angiographie-System |
| Invasiver | DruckwandlerMedline | 23DBB538 | Für invasiven Blutdruck |
| Isofluran | Baxter Healthcare Corporation | NCH Apotheke | Anästhetikum im Vorbereitungsraum Ketamin |
| Hospira Pharmaceuticals | NCH Apotheke | Sedierungsmedikament: Konzentration 100 mg/ml, Dosierung 4 mg/kg | |
| Schmiergelee | MedLine | MDS0322273Z | ET Tube |
| Gleitmittel Mikropunktur Einführset | Cook Medical | G47945 | Zugang durch die Haut in das Gefäß |
| Nadel & | Spritzen Cardinal Health | 309604 | Zur Sedierung |
| Norepinpherin Bitartrat Injektion, USP | Baxter Healthcare Corporation | NCH Apotheke | 1 mg/mL |
| Optiray 320 | Liebel-Flarsheim Company, LLC | NCH Apotheke | Kontrast |
| Optixcare | Aventix | OPX-4252 | Hornhautgleitmittel |
| OsiriX MD | Pixmeo SARL-DICOM | Viewer und Analysesoftware | |
| Druckinfusorbeutel | Carefusion | 64-10029 | Zur Aufrechterhaltung des invasiven Blutdrucks |
| Propofol | Fresenius Kabi | NCH Apotheke | Anästhetikum: Konzentration 10 mg/ml, Dosierung 20-45 mg· kg-1· h-1 |
| Seidennaht 3-0 | Ethicon | C013D | Zur Sicherung von IV-Kathetern |
| SoftCarry Stretcher | Four Flags Over Aspen | SSTR-4 | |
| Magensonde | Jorgensen Lab, INC | J0348R | Zur Freisetzung von Magensäften und Blähungen und zur Vorbeugung von Blähungen |
| T-Port | Medline | DYNDTN0001 | Anschluss an IV-Katheter |
| Urindrainagebeutel | Coviden | 3512 | Anschluss an Magensonde zum Sammeln von Magensäften |
| Wärmedecke | Jorgensen Lab, INC | J1034B |
Referenzen
- Hagler, D. J., et al. Fate of the Fontan connection: Mechanisms of stenosis and management. Congenit Heart Dis. 14 (4), 571-581 (2019).
- Nezerati, R. M., Eifert, M. B., Dempsey, D. K., Cosgriff-Hernandez, E. Electrospun vascular grafts with improved compliance matching to native vessels. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 103 (2), 313-323 (2015).
- Bates, O., Semple, T., Krupickova, S., Bautisa-Rodriguez, C. Case report of a Gore-Tex TCPC conduit dissection causing severe stenosis. Eur Heart J Case Rep. 5 (11), 1-6 (2021).
- Sathananthan, G., et al. Clinical importance of Fontan Circuit thrombus in the adult population: Significant association with increased risk of cardiovascular events. Can J Cardiol. 35 (12), 1807-1814 (2019).
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- Weston, M. W., Rhee, K., Tarbell, J. M. Compliance and diameter mismatch affect the wall shear rate distribution near an end-to-end anastomosis. J Biomech. 29 (2), 187-198 (1996).
- Ballyk, P. D., Walsh, C., Butany, J., Ojha, M. Compliance mismatch may promote graft-artery intimal hyperplasia by altering suture-line stress. J Biomech. 31 (3), 229-237 (1997).
- Lemson, M. S., Tordoir, J. H. M., Daemen, M. J. A. P., Kitslaar, P. J. E. H. M. Intimal hyperplasia in vascular grafts. Eur J Vasc Endovasc Surg. 19 (4), 336-350 (2000).
- Blum, K. M., et al. Tissue engineered vascular grafts transform into autologous neovessels capable of native function and growth. Commun Med. 2, 3(2022).
- Turner, M. E., et al. Tissue engineered vascular grafts are resistant to the formation of dystrophic calcification. Nat Commun. 15, 2187(2024).
Nachdrucke und Genehmigungen
