Method Article

Engineering von humanen blutinduzierten Mikroglia-ähnlichen Zellen für die reverse-translationale Hirnforschung

DOI:

10.3791/66819

⸱

September 6th, 2024

 ,  ,  , 
1Department of Neuropsychiatry, Graduate School of Medical Sciences, Kyushu University, 2Department of Functional Anatomy and Neuroscience, Asahikawa Medical University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Studie beschreibt einen neuartigen Ansatz für die Etablierung von humanen Monozyten-abgeleiteten Mikroglia-ähnlichen (iMG) Zellen, die eine indirekte Beurteilung von Hirnentzündungen ermöglichen. Dies stellt ein zelluläres Modell dar, das für die Forschung nützlich sein könnte, die sich auf mögliche Entzündungen des Gehirns und damit verbundene neuropsychiatrische Erkrankungen konzentriert.

Abstract

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Neuere Untersuchungen mit Tiermodellen haben die Bedeutung von Mikroglia als wichtige immunologische Modulatoren bei verschiedenen neuropsychiatrischen und physikalischen Erkrankungen hervorgehoben. Die postmortale Hirnanalyse und die Positronen-Emissions-Tomographie sind repräsentative Forschungsmethoden, die die Aktivierung von Mikroglia bei menschlichen Patienten bewerten. Die Ergebnisse haben die Aktivierung von Mikroglia im Gehirn von Patienten mit verschiedenen neuropsychiatrischen Störungen und chronischen Schmerzen gezeigt. Nichtsdestotrotz erleichtert die oben genannte Technik lediglich die Beurteilung begrenzter Aspekte der Mikrogliaaktivierung.

Anstelle der Hirnbiopsie und der induzierten pluripotenten Stammzelltechnik entwickelten wir zunächst eine Technik, um direkt induzierte Mikroglia-ähnliche (iMG) Zellen aus frisch gewonnenen menschlichen peripheren Blutmonozyten zu erzeugen, indem wir sie 2 Wochen lang mit Granulozyten-Makrophagen-Kolonie-stimulierendem Faktor und Interleukin 34 ergänzten. Diese iMG-Zellen können verwendet werden, um dynamische morphologische und molekulare Analysen zur phagozytischen Kapazität und zur Zytokinfreisetzung nach zellulärer Stressstimulation durchzuführen. In jüngster Zeit wurde eine umfassende Transkriptomanalyse eingesetzt, um die Ähnlichkeit zwischen menschlichen iMG-Zellen und primären Mikroglia des Gehirns zu überprüfen.

Die von Patienten stammenden iMG-Zellen können als wichtige Surrogatmarker für die Vorhersage der Mikrogliaaktivierung im menschlichen Gehirn dienen und haben bei der Enthüllung der bisher unbekannten dynamischen Pathophysiologie von Mikroglia bei Patienten mit Nasu-Hakola-Krankheit, Fibromyalgie, bipolarer Störung und Moyamoya-Krankheit geholfen. Daher dient die iMG-basierte Technik als wertvolles reverse-translationales Werkzeug und bietet neue Einblicke in die Aufklärung der dynamischen Pathophysiologie von Mikroglia bei einer Vielzahl von psychischen und physischen Erkrankungen.

Introduction

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In den letzten Jahren wurde vermutet, dass Gehirnentzündungen eine zentrale Rolle in der Pathophysiologie verschiedener Gehirn- und neuropsychiatrischer Erkrankungen einnehmen; Die Mikroglia wurden durch postmortale Hirnanalysen beim Menschen und Positronen-Emissions-Tomographie (PET)-basierte Bioimaging-Verfahren als wichtige immunmodulatorische Zellen hervorgehoben 1,2,3,4. Postmortale Hirn- und PET-Bildgebungsanalysen zeigen signifikante Befunde; Dennoch sind diese Ansätze ineffizient, wenn es darum geht, die dynamischen molekularen Aktivitäten der menschlichen Mikroglia im Gehirn in ihrer Gesamtheit zu erfassen. Daher sind neuartige Strategien erforderlich, um eine umfassende Bewertung der menschlichen Mikrogliafunktionen und -dysfunktionen auf molekularer und zellulärer Ebene zu ermöglichen.

Im Jahr 2014 haben wir ursprünglich eine neuartige Technik zur Herstellung von direkt induzierten Mikroglia-ähnlichen (iMG) Zellen entwickelt 5,6, bevor 2016 die erste Veröffentlichung von human-induzierten pluripotenten Stammzellen (iPSC)-abgeleiteten Mikroglia-ähnlichen Zellen erfolgte7. In nur 2 Wochen haben wir erfolgreich humane periphere Blutmonozyten in iMG-Zellen umgewandelt, indem wir die Zytokine, den Granulozyten-Makrophagen-Kolonie-stimulierenden Faktor (GM-CSF) und Interleukin 34 (IL-34) optimiert haben. Als wir diese Technik entwickelten, begann sich die innovative Reprogrammierungsmethode der Induktion von neuronalen Zellen aus iPS-Zellen oder Fibroblasten in der Welt gerade durchzusetzen 8,9,10,11. Zu diesem Zeitpunkt war jedoch noch keine Methode zur Induktion von iPS-abgeleiteten Mikrogliazellen bekannt gewesen, und die Generierung eines aus menschlichen somatischen Zellen gewonnenen Mikrogliamodells wurde gewünscht. Da berichtet wurde, dass Zytokine wie GM-CSF und IL-34, Makrophagen-Kolonie-stimulierender Faktor, für die Entwicklung und Aufrechterhaltung von Mikroglia notwendig sind 12,13,14,15, stellten wir die Hypothese auf, dass eine Kombination dieser Zytokine direkt angewendet werden könnte, um ein Mikroglia-Zellmodell aus Blutmonozyten zu erzeugen. Schließlich ist es uns gelungen, durch die Kombination von GM-CSF und IL-345 ein Modell von Mikroglia zu entwickeln, die von Monozyten abgeleitet sind. Darüber hinaus werden einige dieser Kombinationen von Zytokinen auch zur Induktion von Mikroglia aus iPS-Zellen eingesetzt 7,16 und es wird angenommen, dass sie ein wichtiger Faktor bei der Erfassung von Mikroglia-Eigenschaften sind.

Im Gegensatz zu iPSC-Methoden benötigen iMG-Zellen keine genetische Veränderung und können durch einfache chemische Induktion in sehr kurzer Zeit erzeugt werden, was zu einem geringeren zeitlichen und finanziellen Aufwand führt. Darüber hinaus benötigen iMG-Zellen keine genetische Reprogrammierung, so dass wir glauben, dass iMG-Zellen potente Surrogatzellen sind, um nicht nur die Merkmale, sondern auch die Zustände menschlicher Mikroglia zu bewerten. In der ersten Arbeit über die iMG-Technik im Jahr 2014 haben wir bestätigt, dass iMG-Zellen einen Phänotyp menschlicher Mikroglia aufweisen, der sich von Monozyten und Makrophagen unterscheiden lässt. Zum Beispiel wiesen iMG-Zellen ein Überexpressionsverhältnis von CX3C-Chemokinrezeptor 1 (CX3CR1) und C-C-Chemokinrezeptor Typ 2 (CCR2) auf als Monozyten und typische Mikroglia-Marker, einschließlich des Transmembranproteins 119 (TMEM 119) und des purinergen Rezeptors P2RY12 5,17. Kürzlich haben wir validiert, dass iMG-Zellen aus peripherem Blut in ihrem Genexpressionsprofil bekannter Mikrogliamarker bei demselben Patienten, der sich einer Hirnoperation unterzogen hat, den Mikroglia des Gehirns ähneln18. Die iMG-Zellen können auf dynamische Funktionen auf molekularer Ebene, wie Phagozytose und Zytokinproduktion, analysiert werden und sollen die Nachteile der postmortalen Hirnforschung und PET-Studien kompensieren.

Wir haben bisher unbekannte dynamische pathophysiologische Mechanismen mit Beteiligung von Mikroglia bei Patienten entdeckt, bei denen die Nasu-Hakola-Krankheit5, die Fibromyalgie19, die bipolare Störung20,21 oder die Moyamoya-Krankheit22 diagnostiziert wurden. Darüber hinaus haben verschiedene Laboratorien auf der Grundlage unserer ursprünglichen Methodik die iMG-Zellen (bestimmte Laboratorien haben alternative Namen für diese Zellen festgelegt) als entscheidendes reverse-translationales Forschungsinstrument eingesetzt 23,24,25,26,27. Sellgren et al. erzeugten erfolgreich iMG-Zellen in Übereinstimmung mit unseren Empfehlungen und führten eine Microarray-Analyse durch, die zeigte, dass diese Zellen den Mikroglia des menschlichen Gehirns sehr ähnlichsind 23. Kürzlich haben wir die Ähnlichkeit zwischen humanen iMG-Zellen und primären Mikroglia des Gehirns mit Hilfe der RNA-Sequenzierungbestätigt 18.

Ziel dieser Studie war es, die Methodik zur Erzeugung von iMG-Zellen aus menschlichem peripherem Blut zu dokumentieren, um die reverse-translationale Forschung zu erleichtern, die sich auf neuropsychiatrische Erkrankungen konzentriert. Diese Technik bietet das Potenzial als vernünftiges Analysewerkzeug, mit dem Mikroglia-Zellmodelle in kurzer Zeit mühelos hergestellt werden können, selbst in schlecht ausgestatteten Laboratorien, in denen es an Gentransfergeräten oder kompetentem Personal mangelt.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Studienprotokoll wurde von der Ethikkommission der Universität Kyushu genehmigt und entsprach allen Bestimmungen der Deklaration von Helsinki. Von allen Teilnehmern, einschließlich gesunder Probanden und Patienten, wurde eine schriftliche Einverständniserklärung eingeholt, um ihr Blut zu analysieren und ihre Daten zu veröffentlichen. Materialien und Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt, und die Zusammensetzungen der Lösungen sind in Tabelle 1 aufgeführt.

1. Vorbereitung von Medien und Puffern für Versuche

  1. Bereiten Sie das Isolationsmedium vor, indem Sie RPMI-1640 mit 10 % hitzeinaktiviertem fötalem Rinderserum (56 °C, 30 min) und 1 % Penicillin-Streptomycin ergänzen.
  2. Bereiten Sie den Isolationspuffer vor, indem Sie die basische Pufferlösung mit 0,5 %iger Stammlösung aus Rinderserumalbumin (BSA) ergänzen und durch Filtration (0,22 μm) sterilisieren.

2. Isolierung von mononukleären Zellen aus Vollblut

  1. 15 mL des Dichtegradientenmediums in ein 50-ml-Dichtegradientenzentrifugationsröhrchen überführen und bei 1.000 × g für 1 min bei 20 °C zentrifugieren.
    HINWEIS: Isolieren Sie 15 ml Blut pro 50-ml-Dichtegradientenzentrifugationsröhrchen. Erhöhen Sie die Anzahl der Schläuche, wenn das Blutvolumen hoch ist.
  2. Homogenisieren Sie das in Heparinröhrchen gesammelte Blut durch Inversion und entfernen Sie den Deckel des Blutentnahmeröhrchens mit einer feuersterilisierten Pinzette.
  3. Geben Sie ein gleiches Volumen (10-15 ml) Blut in das Dichtegradienten-Zentrifugationsröhrchen in das Dichtegradienten-Zentrifugationsröhrchen.
  4. Stellen Sie die Verzögerungsstufe der Zentrifuge auf 1 von 4 Stufen ein und zentrifugieren Sie 10 Minuten lang bei Raumtemperatur (RT) bei 1.000 × g .
    HINWEIS: Bei dieser Verzögerung wird eine Drehzahl von 180 × g (1.000 U/min) in 3 min gestoppt.
  5. Bereiten Sie die gleiche Anzahl von 50-ml-Zentrifugenröhrchen wie die 50-ml-Dichtegradientenzentrifugationsröhrchen vor und füllen Sie jedes Röhrchen mit 10 mL PBS (-).
  6. Die oberste Plasmaschicht wird nach der Zentrifugation bis zu einem Durchmesser von ca. 1 cm über dem Buffy-Mantel entfernt.
    HINWEIS: Führen Sie eine Ansaugpipette senkrecht in das Röhrchen ein und saugen Sie vorsichtig von der Mitte der Flüssigkeitsoberfläche aus ab. Nicht übermäßig aspirieren, um das Buffy Coat nicht zu stören.
  7. Der gesamte verbleibende Überstand aus dem 50-ml-Dichtegradientenzentrifugationsröhrchen wird in ein Zentrifugenröhrchen umgefüllt, das 10 mL PBS (-) enthält.
  8. Die Verzögerungsstufe der Zentrifuge auf 3 von 4 Stufen zurücksetzen und bei 250 × g für 10 min bei RT zentrifugieren. Bereiten Sie in diesem Schritt ein 50-ml- und zwei 15-ml-Zentrifugenröhrchen sowie ein 100-μm-Zellsieb vor.
  9. Nach der Zentrifugation wird die Temperatur der Zentrifuge auf 4 °C eingestellt. Suchen Sie nach einem weißen Kügelchen mit rotem Rand am Boden des Zentrifugenröhrchens. Entfernen Sie den Überstand durch Aspiration und lösen Sie das Pellet vorsichtig durch Klopfen.
  10. Positionieren Sie ein 100-μm-Zellsieb mit einer feuersterilisierten Pinzette auf dem konischen 50-ml-Röhrchen.
  11. 13 ml Isolationsmedium in eines der Zentrifugenröhrchen geben und die Innenwand waschen, um die Zellen richtig zu sammeln. Nehmen Sie die Zellsuspension und waschen Sie die restlichen zentrifugierten Röhrchen nacheinander. Nachdem Sie die Zellen aus allen Röhrchen entnommen haben, filtrieren Sie die Zellsuspension durch ein Zellsieb in das konische 50-ml-Röhrchen.
    HINWEIS: Das Isolationsmedium muss während des gesamten Isolationsprozesses gekühlt werden (Schritte 2.11-2.16).
  12. Jedes Röhrchen erneut mit 13 mL Isoliermedium waschen, wie in Schritt 2.11 beschrieben. Entnehmen Sie insgesamt 26 ml Zellsuspension.
  13. Geben Sie gleiche Mengen in zwei konische 15-ml-Röhrchen, zählen Sie die Zellen auf und berechnen Sie die geeignete Konzentration des Isolationspuffers (60 μl Puffer pro 107 Zellen insgesamt) für Schritt 2.16.
    HINWEIS: Das konische 15-ml-Röhrchen ist besser zu verarbeiten, da das Flüssigkeitsvolumen klein ist und die Flüssigkeit beim Pipettieren in Schritt 2.16 leicht Blasen wirft.
  14. Bei 250 × g 10 min bei 4 °C zentrifugieren.
  15. Desinfizieren Sie während der Zentrifugation den Magnetständer (insbesondere den Teil, der mit der Säule in Berührung kommt) gründlich mit 70% Ethanol und legen Sie ihn zum Trocknen an der Luft auf die Bank. Bewahren Sie den Isolationspuffer auf Eis auf.
  16. Entfernen Sie den Überstand durch Aspiration (suchen Sie in diesem Stadium aufgrund des Vorhandenseins roter Blutkörperchen nach roten Pellets mit einer Dicke von ~1 mm), fügen Sie die entsprechende Menge Isolationspuffer hinzu und lösen Sie das Pellet vorsichtig durch ~20x Pipettieren.

3. Isolierung von Monozyten mit CD11b-Mikrokügelchen

  1. Vortex humanes FcR-Blockierungsreagenz für 10 s vor der Anwendung. Die erforderliche Menge an Reagenz (20 μl FcR-Blockierungsreagenz pro 107 Zellen insgesamt) einarbeiten und in einer Kammer bei 4 °C für 5 min inkubieren.
  2. Vortex die CD11b-Mikrokügelchen 10 s vor dem Auftragen. Die erforderliche Menge an Reagenz (20 μl CD11b-Mikrokügelchen pro 107 Zellen insgesamt) einarbeiten und 20 Minuten lang in einer 4 °C-Kammer inkubieren, dabei alle 5 Minuten von Hand rühren.
  3. Nach der Inkubation 10 ml Isolationspuffer zugeben, durch sanftes Pipettieren suspendieren und 10 Minuten lang bei 4 °C bei 300 × g zentrifugieren.
  4. Stellen Sie während der Zentrifugation die Magnetsäule auf das Magnetstativ und spülen Sie sie mit 3 mL Isolationspuffer aus.
    HINWEIS: Berühren Sie nicht den magnetischen Teil der Säule und positionieren Sie die Säule richtig. Wenn Blasen in die Säule gelangen, entfernen Sie diese mit einer Pipette. Es ist vorgeschrieben, dass der Isolationspuffer während des gesamten Isolationsprozesses gekühlt wird (Schritte 3.4-3.9).
  5. Den Überstand nach der Zentrifugation durch Aspiration entfernen, 1 ml Isolationspuffer einarbeiten, durch leichtes Pipettieren mischen und die Suspension auf die Säule auftragen.
  6. Waschen Sie die Säule 3x, indem Sie jedes Mal, wenn das Säulenreservoir leer ist, 3 ml Isolationspuffer hinzufügen.
  7. Legen Sie die Säule in ein konisches 15-ml-Röhrchen, ohne den magnetischen Teil zu berühren. 5 ml Isolationspuffer in die Säule einbauen und die Flüssigkeit mit einem in das Röhrchen eingeführten Kolben durch die Säule herausdrücken.
  8. Die im Röhrchen gesammelte Zellsuspension bei 300 × g wird 10 min lang bei 4 °C zentrifugiert.
  9. Aspirieren Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen in einem Isolationsmedium. Da ~5-10% der in Schritt 2.13 gezählten Zellzahl wiederhergestellt werden, passen Sie das Suspensionsvolumen entsprechend der Anzahl der Zellen an.
    HINWEIS: Isolationsmedium sollte bei RT verwendet und nicht erwärmt werden, um einen schnellen Temperaturwechsel von 4 °C zu vermeiden.
  10. Die Zellen werden aufgezählt und 500 μl Zellsuspension in jede Vertiefung der 24-Well-Platten in einer Konzentration von 40 × 104 Zellen/ml aliquotiert und über Nacht inkubiert.
    HINWEIS: Die Zellsuspensionen sollten entsprechend dem angepassten Aussaatvolumen, das für die verschiedenen Platten erforderlich ist, ordnungsgemäß pipettiert werden. Beispiel: 1 ml für eine Vertiefung in einer 12-Well-Platte und 250 μl für eine Vertiefung in einem 8-Well-Objektträger.
  11. Entsorgen oder desinfizieren Sie schließlich die kontaminierten Geräte in Übereinstimmung mit den von der Einrichtung festgelegten Richtlinien für den Umgang mit infektiösen Abfällen.

4. Induktion von iMG-Zellen aus Monozyten

  1. Bereiten Sie das Induktionsmedium vor, indem Sie das basale Induktionsmedium mit 1 % antibiotisch-antimykotischer Lösung, 10 ng/ml rekombinantem humanem GM-CSF und 100 ng/ml rekombinantem humanem IL-34 ergänzen.
  2. Ersetzen Sie das Isolationsmedium aus der Aussaat des Vortages durch ein Induktionsmedium. Kippen Sie die Platte nach vorne und saugen Sie das erschöpfte Medium sofort mit einer Pasteur-Pipette von der Vorderkante des Vertiefungsbodens an. Ersetzen Sie das Medium mit einer Geschwindigkeit von maximal 1 Platte (= 24 Wells) auf einmal und arbeiten Sie sofort 500 μl Induktionsmedium vorsichtig ein.
    HINWEIS: In diesem Schritt sollten anhaftende Monozyten ausgewählt werden.
  3. Inkubieren Sie die Zellen 14 Tage lang, um die Induktion abzuschließen.
  4. Ersetzen Sie das Medium nach 14 Tagen wieder durch 500 μl Induktionsmedium. Ersetzen Sie anschließend für die Wartung der Zellen nach der Induktion das Induktionsmedium jede Woche durch 500 μl frisches Induktionsmedium.

5. Immunzytochemie

  1. Das Medium aus dem in Schritt 3.10 mit Zellen besiedelten 8-Well-Objektträger durch Aspiration entfernen und mit PBS (-) spülen.
  2. Fixieren Sie die Zellen für 20 min bei RT mit 4% Paraformaldehyd.
  3. Entfernen Sie das Fixierreagenz und spülen Sie die Zellen 3 x 5 min lang mit PBS (-).
  4. Permeabilisieren Sie die Zellen mit PBS (-), das 0,1 % Triton X-100 bei RT enthält.
  5. Die permeabilisierten Zellen werden 1 h lang bei RT mit einer Blockierungslösung (3 % BSA/PBS (-)) inkubiert.
  6. Inkubieren Sie die Zellen über Nacht mit Primärantikörpern (Table of Materials) bei 4 °C.
    HINWEIS: Alle Antikörper werden in einer Blockierungslösung verdünnt.
  7. Spülen Sie die Zellen 3 x 5 min lang mit PBS (−) für jeweils 5 min.
  8. Inkubieren Sie die gespülten Zellen mit den entsprechenden fluoreszenzmarkierten Sekundärantikörpern für 1 h bei RT (Table of Materials).
  9. Spülen Sie die Zellen 3 x 5 min lang mit PBS (-), um die Sekundärantikörper zu entfernen.
  10. Inkubieren Sie die Zellen mit DAPI (1:10.000) Lösung, verdünnt mit PBS (-) für 5 min bei RT.
  11. Spülen Sie die Zellen 3 x 5 min lang mit PBS (−).
  12. Montieren Sie die Vertiefung mit dem Eindeckmedium und visualisieren Sie die Zellen unter einem Fluoreszenzmikroskop.

Results

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Wichtig ist, dass es eine große Heterogenität auf Personen- und Zeitebene in den Merkmalen von iMG-Zellen gibt, einschließlich Morphologien und Genexpressionen. Die iMG-Zellen nehmen bei einigen Individuen ein zahlreiches verzweigtes Aussehen an (Abbildung 1A), während sie bei anderen kugelförmig bleiben (Abbildung 1B). Die iMG-Eigenschaften können sich sogar innerhalb eines einzelnen Individuums unterscheiden, was iMG-Zellen zu einem zentralen Werkzeug zum Nachweis von Biomarkern für den Krankheitszustand macht. Umgekehrt rechtfertigt die Prüfung solcher interindividuellen Unterschiede die Verringerung technischer Fehler. Die iMG-Zellen sind definiert als Monozyten, die mit GM-CSF und IL-34 für mindestens 14 Tage induziert werden. Um technische Fehler zu minimieren, wird empfohlen, die Einarbeitungszeit zu standardisieren, die gleichen Mengen an Reagenzien zu verwenden und auf die Verwendung abgelaufener Reagenzien zu verzichten.

Die Validierung der Immunfärbung bestätigt auch, dass iMG-Zellen Mikrogliamarker exprimieren, einschließlich P2RY12 und TMEM119 (Abbildung 2). Frühere Forschungen haben gezeigt, dass die morphologischen und Genexpressionsmerkmale von iMG-Zellen mit der Pathophysiologie der bipolaren Störung verbunden sind20,21. Die frühesten verzweigten Zellen wurden am Tag 3 nach der Behandlung mit GM-CSF und IL-34 beobachtet, und iMG-Zellen in optimalem Zustand können mehr als 1 Monat überleben, wenn einmal pro Woche ein Mediumwechsel durchgeführt wird. Die iMG-Zellen können für die Genexpressionsanalyse verwendet werden. So veränderten iMG-Zellen unter Stimulation mit Interferon-gamma oder IL-4 das Genexpressionsmuster, das für die funktionelle Bewertung von M1- und M2-polarisierten Mikroglia verwendet werden kann 5,22. Darüber hinaus lösen FITC-Kügelchen amöbenähnliche morphologische Modifikationen aus und regulieren die Expression von TNFα und anderen Genen hoch5. Weiterhin kann die Phagozytose durch Messung der Fluoreszenzintensität der Kügelchen beurteilt werden 5,22. Da es sich bei iMG-Zellen um lebensfähige Zellen handelt, können ihre tatsächliche Bewegung und morphologischen Veränderungen durch die Aufnahme von Zellbildern (Abbildung 3) oder durch Zeitrafferfotografie (Video 1) beobachtet werden.

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Abbildung 1: Morphologie der iMG-Zellen. (A) Typische verzweigte iMG wiesen winzige Somakörper und zahlreiche verzweigte Kollateralen auf. (B) Bestimmte Proben variierten im Aussehen, wie z. B. der Amöbentyp. Maßstabsleiste, 50 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 2: Immunzytofärbung von iMG-Zellen. iMG-Zellen exprimieren typische Mikroglia-Marker: (A) TMEM 119, (B) P2RY12. Die Zellkerne wurden mit DAPI (blau) gefärbt. Maßstabsleiste = 10 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 3: Morphologische Modifikationen in iMG-Zellen, die ihre Morphologie während des Induktionsprozesses verändern. Zellvorsprünge treten (A) um Tag 3 herum auf und verlängern sich an den Tagen (B) 7 und (C) 14, wenn die Induktion fortschreitet. Maßstabsleiste = 50 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Video 1: Zeitrafferfotografie von iMG-Zellen. Die verzweigte iMG-Zelle in der Mitte schien Kontakt mit den umgebenden Zellen aufzunehmen, während sie deren Fortsätze ausdehnte und zusammenzog. Darüber hinaus führte die Zelle eine Phagozytose der geschädigten Zellen durch. Die Bildaufnahmeintervalle betrugen 46 Sekunden und die Aufnahmezeit ca. 14 Stunden. Bitte klicken Sie hier, um dieses Video herunterzuladen.

Tabelle 1: Zusammensetzung der Lösungen Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Analysetechniken, die iMG-Zellen verwenden, können als wirksame reverse-translationale Forschungsinstrumente dienen 5,6. Um ausreichende Mengen an menschlichen iMG-Zellen zu erzeugen, sollten die Experimentatoren ihre Studien unter Berücksichtigung bestimmter Aspekte konzipieren. Blutproben, die von Menschen stammen, sind äußerst empfindlich; Folglich rechtfertigen die erhaltenen Proben eine schnelle Verarbeitung und eine sorgfältige Handhabung, um eine Kontamination zu vermeiden. Insbesondere sollten Blutproben unmittelbar nach der Entnahme getrennt und nicht über längere Zeiträume unbeaufsichtigt gelassen werden. Die Versuche werden in der Regel innerhalb von 3 Stunden nach der Blutentnahme begonnen, um ihre Gültigkeit zu bestätigen. Es ist jedoch möglich, Blutproben länger als 3 Stunden bei 4 °C zu lagern und sie vor Beginn der Trennprotokolle auf Raumtemperatur zu bringen.

Um stabile Ergebnisse zu gewährleisten, wird empfohlen, Reagenzien wie Nährmedien innerhalb eines Monats nach dem Entsiegeln zu verwenden und nach Ablauf zu verwerfen. Bei der Trennung von mononukleären Zellen des peripheren Blutes mittels Dichtegradientenzentrifugation kann in bestimmten Proben eine Zellaggregation beobachtet werden. In solchen Fällen muss die Vollblutprobe mit PBS (-) verdünnt werden, um eine Aggregation zu verhindern. Bei der Induktion der Differenzierung in Mikroglia wird das Kulturmedium 14 Tage lang nicht gewechselt, um eine unnötige Stimulation der Zellen zu vermeiden. Nach Abschluss der Differenzierungsinduktion kann ein Ersatz des Mediums durch frisches Medium die geschwächten Zellen wiederherstellen und die Lebensfähigkeit für eine Weile aufrechterhalten.

Die in dieser Studie etablierte iMG-Technik stellt eine Einschränkung dar; Die experimentell induzierten "Mikroglia-ähnlichen Zellen" sind vergleichbar, aber nicht vollständig identisch mit den tatsächlichen Mikrogliazellen im menschlichen Gehirn. Darüber hinaus haben frühere Forschungen die Methodik für die Induktion von humanen Monozyten-abgeleiteten Mikroglia-ähnlichen Zellen dokumentiert, und verschiedene Forschungsgruppen haben ihre eigenen Protokolle und Namen vorgeschlagen, die auf den ursprünglichen iMG-Methoden beruhen28. Zum Beispiel verwenden bestimmte Protokolle M-CSF 29,30,31,32 oder TGF-β 33, von denen berichtet wird, dass sie einen Mikroglia-ähnlichen Phänotyp in iPSC-abgeleiteten Mikrogliakulturen oder auf Beschichtungen wie Geltrex24,34 fördern; Diese Faktoren könnten sich als wirksam erweisen, um Mikroglia-ähnliche Zellen zu induzieren.

Die ursprüngliche iMG-Technologie ist vorteilhaft aufgrund ihres einfachen und leicht zu reproduzierenden Protokolls mit nur zwei Zytokinen und ohne Beschichtungen, das eine Vielzahl von reverse-translationalen Experimenten mit menschlichem Blut ermöglicht. Umgekehrt haben technologische Fortschritte die Entwicklung vieler Produkte erleichtert. Zu den magnetischen Trennmethoden gehören die säulenbasierte Positivselektion, ähnlich wie bei unserem Protokoll, sowie die Negativselektion und die säulenfreie Methode. Darüber hinaus kann anstelle der magnetischen Trennung ein alternatives Trennverfahren unter Verwendung der plastischen Adhäsion in Betracht gezogen werden. Die säulenbasierte Positivselektion gewährleistet die Reinheit, aber die Technik ist zeitaufwändig, und die Stimulation durch magnetische Kügelchen wirkt sich erheblich auf die Zellenaus 35. Im Gegensatz dazu können negative Selektion und plastische Adhäsion für die Zellen weniger schädlich sein; Dennoch können diese Ansätze weniger rein sein 35,36. Möglicherweise sind in Zukunft weitere Modifikationen erforderlich, die auf anderen Protokollen basieren.

Die oben genannten Ergebnisse untermauern, dass der überwiegende Vorteil dieser iMG-Technologie die kurze Lebensdauer, die kostengünstige Methodik und die Fähigkeit ist, eine große Anzahl von Proben für Hochdurchsatzstudien zu verarbeiten. Daher kann diese Technologie eingesetzt werden, um Wissen aus menschlichen Proben zu gewinnen und dann weitere Validierungsstudien mit verschiedenen Tiermodellen durchzuführen. Darüber hinaus können die Erkenntnisse aus Untersuchungen an Zell- und Tiermodellen unter Anwendung der iMG-Technik von Vorteil sein. Auf diese Weise kann unsere iMG-Technik in der bidirektionalen translationalen Forschung von Bedside-to-Bench und Bench-to-Bedside angewendet werden.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde teilweise durch die folgenden Zuschüsse für wissenschaftliche Forschung unterstützt: (1) Die Japanische Gesellschaft zur Förderung der Wissenschaft (KAKENHI; JP18H04042, JP19K21591, JP20H01773 und JP22H00494 an TAK, JP22H03000 an M.O.); (2) Die Japanische Agentur für medizinische Forschung und Entwicklung (AMED; JP21wm0425010 bis TAK, JP22dk0207065 bis M.O.) und (3) die japanische Wissenschafts- und Technologieagentur CREST (JPMJCR22N5 an TAK). Die Fördergeber übernahmen keine Rolle beim Studiendesign, bei der Datenerhebung und -analyse, bei der Entscheidung über die Veröffentlichung oder bei der Erstellung des Manuskripts. Wir bedanken uns bei Editage (www.editage.jp) für das Lektorat in englischer Sprache.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0,1% Triton X-100Sigma-Aldrich30-5140-5
4% ParaformaldehydNacalai Tesque09154-14
Antibiotikum-Antimykotikum (100x)gibco15240-062beschrieben als "Antibiotisch-antimykotische Lösung"
autoMACS SpüllösungMiltenyi Biotec130-091-222beschrieben als "basische Pufferlösung" und verwendet für "Isolationspuffer"
CD11b MicroBeadsMiltenyi Biotec130– 049-601
DAPI-LösungDOJINDO28718-90-3
Dulbecco's Phosphate BufferedSaline Nacalai Tesque14249-24beschrieben als "PBS (−)"
Fötales RinderserumbiowestS1760-500
humanes FcR-BlockierungsreagenzMiltenyi Biotec130– 059-901
LeucosepGreiner Bio-One227290beschrieben als "Dichtegradienten-Zentrifugationsröhrchen"
MACS LS SäulenMiltenyi Biotec130-042-401beschrieben als "magnetische Säule"
MACS BSA StammlösungMiltenyi Biotec130-091-376beschrieben als "Rinderserumalbumin (BSA) Stammlösung"
MACS MultiStandMiltenyi Biotec130-042-303beschrieben als "magnetisches Stativ"
Penicillin-StreptomycinNacalai Tesque26253– 84
ProLong Gold Antifade EindeckmittelInvitrogenP10144beschrieben als "Eindeckmittel"
rekombinante humane GM-CSFR& D Systems215-GM
rekombinante humane IL-34F& Technik D Systems5265-IL
RPMI 1640 Medium + GlutaMAX Supplement (vorergänztes Medium)Thermo Fisher Scientific61870036beschrieben als "basales Induktionsmedium
"RPMI-1640Nacalai Tesque30264-56
Antikörper
anti-P2RY12 AntikörperSigma-AldrichHPA014518Primärer Antikörper, Kaninchen, 1:100
Anti-TMEM119-AntikörperSigma-AldrichHPA051870Primärantikörper, Kaninchen, 1:100
Ziege Anti-Kaninchen-IgG (H+L) Kreuzadsorbierter Sekundärantikörper, Alexa Fluor 568InvitrogenA-11011Sekundärantikörper, Kaninchen, 1:1000
,

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Steiner, J., et al. Immunological aspects in the neurobiology of suicide: elevated microglial density in schizophrenia and depression is associated with suicide. J Psychiatr Res. 42 (2), 151-157 (2008).
  2. Setiawan, E., et al. Association of translocator protein total distribution volume with duration of untreated major depressive disorder: a cross-sectional study. Lancet Psychiatry. 5 (4), 339-347 (2018).
  3. Holmes, S. E., et al. Elevated translocator protein in anterior cingulate in major depression and a role for inflammation in suicidal thinking: a positron emission tomography study. Biol Psychiatry. 83 (1), 61-69 (2018).
  4. Meyer, J. H., et al. Neuroinflammation in psychiatric disorders: PET imaging and promising new targets. Lancet Psychiatry. 7 (12), 1064-1074 (2020).
  5. Ohgidani, M., et al. Direct induction of ramified microglia-like cells from human monocytes: dynamic microglial dysfunction in Nasu-Hakola disease. Sci Rep. 4, 4957(2014).
  6. Method of producing microglial cells. France patent EP. , 3 092 305 B1 (2023).
  7. Muffat, J., et al. Efficient derivation of microglia-like cells from human pluripotent stem cells. Nat Med. 22 (11), 1358-1367 (2016).
  8. Mattis, V. B., Svendsen, C. N. Induced pluripotent stem cells: a new revolution for clinical neurology. Lancet Neurol. 10 (4), 383-394 (2011).
  9. Dimos, J. T., et al. Induced pluripotent stem cells generated from patients with ALS can be differentiated into motor neurons. Science. 321 (5893), 1218-1221 (2008).
  10. Pfisterer, U., et al. Direct conversion of human fibroblasts to dopaminergic neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (25), 10343-10348 (2011).
  11. Pang, Z. P., et al. Induction of human neuronal cells by defined transcription factors. Nature. 476 (7359), 220-223 (2011).
  12. Wang, Y., et al. IL-34 is a tissue-restricted ligand of CSF1R required for the development of Langerhans cells and microglia. Nat Immunol. 13 (8), 753-760 (2012).
  13. Aloisi, F., De Simone, R., Columba-Cabezas, S., Penna, G., Adorini, L. Functional maturation of adult mouse resting microglia into an APC is promoted by granulocyte-macrophage colony-stimulating factor and interaction with Th1 cells. J Immunol. 164 (4), 1705-1712 (2000).
  14. Erblich, B., Zhu, L., Etgen, A. M., Dobrenis, K., Pollard, J. W. Absence of colony stimulation factor-1 receptor results in loss of microglia, disrupted brain development and olfactory deficits. PLoS One. 6 (10), e26317(2011).
  15. Nandi, S., et al. The CSF-1 receptor ligands IL-34 and CSF-1 exhibit distinct developmental brain expression patterns and regulate neural progenitor cell maintenance and maturation. Dev Biol. 367 (2), 100-113 (2012).
  16. Douvaras, P., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells to microglia. Stem Cell Rep. 8 (6), 1516-1524 (2017).
  17. Yonemoto, K., et al. Heterogeneity and mitochondrial vulnerability configurate the divergent immunoreactivity of human induced microglia-like cells. Clin Immunol. 255, 109756(2023).
  18. Tanaka, S., et al. CD206 expression in induced microglia-like cells from peripheral blood as a surrogate biomarker for the specific immune microenvironment of neurosurgical diseases including glioma. Front Immunol. 12, 2424-2424 (2021).
  19. Ohgidani, M., et al. Fibromyalgia and microglial TNF-alpha: Translational research using human blood induced microglia-like cells. Sci Rep. 7 (1), 11882(2017).
  20. Ohgidani, M., et al. Microglial CD206 gene has potential as a state marker of bipolar disorder. Front Immunol. 7, 676(2016).
  21. Ohgidani, M., et al. A case of bipolar disorder with AIF1 (coding gene of Iba-1) deletion: A pilot in vitro analysis using blood-derived microglia-like cells. Psychiatry Clin Neurosci. 77 (2), 128-130 (2023).
  22. Shirozu, N., et al. Angiogenic and inflammatory responses in human induced microglia-like (iMG) cells from patients with Moyamoya disease. Sci Rep. 13 (1), 14842(2023).
  23. Sellgren, C. M., et al. Patient-specific models of microglia-mediated engulfment of synapses and neural progenitors. Mol Psychiatry. 22 (2), 170-177 (2017).
  24. Sellgren, C. M., et al. Increased synapse elimination by microglia in schizophrenia patient-derived models of synaptic pruning. Nat Neurosci. 22 (3), 374-385 (2019).
  25. Banerjee, A., et al. Validation of induced microglia-like cells (iMG Cells) for future studies of brain diseases. Front Cell Neurosci. 15, 629279(2021).
  26. You, M. J., et al. A molecular characterization and clinical relevance of microglia-like cells derived from patients with panic disorder. Transl Psychiatry. 13 (1), 48(2023).
  27. Rocha, N. P., et al. Microglia activation in basal ganglia is a late event in Huntington disease pathophysiology. Neurol Neuroimmunol Neuroinflamm. 8 (3), e984(2021).
  28. Sargeant, T. J., Fourrier, C. Human monocyte-derived microglia-like cell models: A review of the benefits, limitations and recommendations. Brain Behav Immun. 107, 98-109 (2023).
  29. Lannes, N., et al. Interactions of human microglia cells with Japanese encephalitis virus. Virol J. 14 (1), 8(2017).
  30. Ryan, K. J., et al. A human microglia-like cellular model for assessing the effects of neurodegenerative disease gene variants. Sci Transl Med. 9 (421), 7635(2017).
  31. Etemad, S., Zamin, R. M., Ruitenberg, M. J., Filgueira, L. A novel in vitro human microglia model: characterization of human monocyte-derived microglia. J Neurosci Methods. 209 (1), 79-89 (2012).
  32. Bortolotti, D., Gentili, V., Rotola, A., Caselli, E., Rizzo, R. HHV-6A infection induces amyloid-beta expression and activation of microglial cells. Alzheimers Res Ther. 11 (1), 104(2019).
  33. Ormel, P. R., et al. A characterization of the molecular phenotype and inflammatory response of schizophrenia patient-derived microglia-like cells. Brain Behav Immun. 90, 196-207 (2020).
  34. Akiyama, H., et al. Expression of HIV-1 intron-containing RNA in microglia induces inflammatory responses. J Virol. 95 (5), e01386-e01420 (2021).
  35. Nielsen, M. C., Andersen, M. N., Moller, H. J. Monocyte isolation techniques significantly impact the phenotype of both isolated monocytes and derived macrophages in vitro. Immunology. 159 (1), 63-74 (2020).
  36. Kelly, A., Grabiec, A. M., Travis, M. A. Culture of human monocyte-derived macrophages. Methods Mol Biol. 1784, 1-11 (2018).

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