Methodenartikel

Nagetier untere Vena Cava Venoplastik Ballonmodell

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DOI:

10.3791/66820

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24. Mai 2024

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1Section of Vascular Surgery, Department of Surgery, University of Michigan, 2Surmodics, Inc.

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Protokoll stellt ein Überlebensmodell für Nagetiere vor, um Venoplastik-Ballon-Eingriffe (VB) in nicht-thrombotischen, thrombotischen und postthrombotischen tiefen Venen zu testen.

Zusammenfassung

Die Ballonvenoplastik ist eine häufig verwendete klinische Technik zur Behandlung von tiefen Venenstenosen und -verschlüssen als Folge von Traumata, angeborenen anatomischen Anomalien, akuter tiefer Venenthrombose (TVT) oder Stents. Die chronische tiefe Venenobstruktion ist histopathologisch durch Thrombose, Fibrose oder beides gekennzeichnet. Derzeit gibt es keine direkte Behandlung, um diese pathologischen Prozesse zu bekämpfen. Daher ist ein zuverlässiges in vivo Tiermodell notwendig, um neuartige Interventionen zu testen. Das Venoplastik-Ballonmodell (VBM) für das Überleben der Vena cava inferior (IVC) von Nagetieren ermöglicht die Untersuchung der Ballonvenoplastik bei nicht-thrombotischen und postthrombotischen Zuständen über mehrere Zeitpunkte. Die lokale und systemische Wirkung von beschichteten und unbeschichteten Venoplastik-Ballons kann über Gewebe-, Thrombus- und Blutassays wie Echtzeit-Polymerase-Kettenreaktion (RT-PCR), Western Blot, Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA), Zymographie, Venenwand- und Thrombus-Zellanalyse, Vollblut- und Plasma-Assays und histologische Analyse quantifiziert werden. Das VBM ist reproduzierbar, repliziert chirurgische Eingriffe am Menschen, kann lokale Veränderungen des Venenwand-Thromben-Proteins identifizieren und ermöglicht mehrere Analysen aus derselben Probe, wodurch die Anzahl der benötigten Tiere pro Gruppe verringert wird.

Einleitung

Tiefvenenobstruktionen durch ungelöste Thromben sind eine häufige Folge der tiefen Venenthrombose (TVT) und eine der Ursachen für das postthrombotische Syndrom (PTS), das Milliarden von Dollar im Gesundheitswesen kostet und die Lebensqualität erheblich beeinträchtigt 1,2,3. PTS ist eine einzigartige entzündliche Pathologie mit einer daraus resultierenden Venenwandfibrose4, die in den TVT-Modellen von Kleintieren nicht vollständig erfasst wurde 5,6,7, und was noch wichtiger ist, frühere Modelle können das Ansprechen auf therapeutische Interventionen nicht bewerten. Thrombotische Venenobstruktionen werden häufig durch Stents und Ballonvenoplastik behandelt 8,9; Solche Eingriffe werden durch eine hohe Reinterventionsrate aufgrund von Restenose und Okklusion erschwert 10,11,12.

Trotz der Verfügbarkeit von medikamentenbeschichteten Ballons zur Behandlung arterieller Stenosen/Verschlüsse gibt es keine für tiefe Venen. Der molekulare Mechanismus hinter der Restenose ist in den Venen nur unzureichend verstanden und es gibt keine direkte Therapie4. Daher ist es unser Ziel, ein Tiermodell vorzustellen, das lokal verabreichte Therapeutika über Venoplastikballons testen kann, die postthrombotische Obstruktionen der tiefen Vene simulieren. Dieses Modell reproduziert den postthrombotischen Zustand und bewertet, wie sich verschiedene Arten von Venoplastikballons in vivo auf die Venenwand auswirken.

Protokoll

Das folgende Protokoll folgt den Richtlinien und Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Michigan (UMICH), den Grundsätzen der US-Regierung für die Nutzung und Pflege von Wirbeltieren, die in Tests, Forschung und Ausbildung verwendet werden, und den ANARRIVE-Richtlinien 2.0. Das UMICH Animal Welfare Assurance-Abkommen ist konform mit OLAW und USDA und ist vollständig von AAALAC International akkreditiert. Dieses Protokoll wurde mit der ID-Nummer PRO00010841 genehmigt. Es wurden männliche ausgezüchtete Sprague Dawley-Ratten aus den Charles River Laboratories mit einem Gewicht von 450 g und einem Alter von 15 Wochen verwendet.

1. Rattenanästhesie

  1. Nehmen Sie die Tiere aus ihrem Käfig und setzen Sie sie in eine präoperative Induktionsgaskammer mit 5 % Isofluran und 100 % Sauerstoff bei einer Durchflussrate von 0,8 bis 1 l/min (verdampfergesteuert), um eine Vollnarkose einzuleiten.
  2. Betäuben Sie Ratten in der Narkose-Induktionskammer, nehmen Sie sie aus der Kammer, wiegen Sie, schmieren Sie ihre Augen mit steriler Augensalbe und legen Sie sie dann in Rückenlage auf ein warmes Wasser-Zirkulationsgerät. Bestätigen Sie die ausreichende Anästhesietiefe mit dem Pedalreflex (festes Einklemmen der Zehen).
  3. Rasieren Sie den Bauchbauch mit einer elektrischen Schermaschine. Halten Sie die Vollnarkose bei 2,5 % Isofluran und 100 % Sauerstoff bei 0,8 bis 1 l/min mit einem nicht rückatmenden Kreislauf durch einen Nasenkonus.

2. Ultraschalluntersuchung von Ratten

  1. Überwachen Sie physiologische Beurteilungen, einschließlich Atemfrequenz, Herzfrequenz und Temperatur, während der Bildgebung.
  2. Für die abdominale Bildgebung der Vena cava inferior (IVC) tragen Sie leitendes Gel auf und richten Sie den Schallkopf in einer transversalen Position aus. Verwenden Sie bei der Voreinstellung der peripheren Gefäße den zweidimensionalen Bildgebungsmodus oder den B-Modus, senken Sie die lineare Sonde (10 MHz) in der Mitte des Bauches ab und stellen Sie die Tiefe mit Druck ein, bis die Bauchgefäße sichtbar werden.
  3. Unterscheidung der IVC von der abdominalen Aorta durch Beurteilung der Kompressibilität und durch Beurteilung der Strömung sowohl im Farb- als auch im Pulsed-Wave-Doppler-Modus mit einer hochfrequenten linearen Sonde (10 mHz).
    1. Wenn Sie eine Kompression mit der Ultraschallsonde anwenden, unterscheiden Sie die beiden, da die IVC kompressibel ist, während die Aorta ihre Form und Durchgängigkeit beibehält.
  4. Beurteilen Sie die Richtung und Geschwindigkeit des Blutflusses, indem Sie sowohl Farb- als auch Pulswellendoppler verwenden. Das farbige Dopplerfenster stellt die Strömung in Richtung der Sonde in Rot dar und fließt in Blau von der Sonde weg. Schalten Sie das Gerät in den Pulswellen-Doppler-Modus (Duplex-Modus), um die Richtung und Geschwindigkeit des Blutflusses im Laufe der Zeit zu beurteilen. Erfassen Sie die erforderlichen Strömungsbilder mit dem automatisierten Bilderfassungstool des Ultraschallgeräts (Die genauen Spezifikationen für die Bildaufnahme können je nach Ultraschallsystem variieren).
    1. Verwenden Sie die folgende Bewertungsmethode: Die Aorta hat einen Blutfluss zur Sonde und eine triphasische Wellenform, während die IVC einen spontanen Fluss von der Sonde weg mit einer viel geringeren Amplitude hat.
    2. Wenn die proximale IVC eine normale Wellenform aufweist, aber eine nichtphasische oder fehlende (flache) Wellenform distal detektiert wird, ist die Möglichkeit einer venösen Obstruktion zwischen diesen Untersuchungspunkten zu untersuchen.
  5. Sobald die IVC lokalisiert ist, identifizieren Sie den mittleren Abschnitt, der sich im mittleren Drittel befindet, unterhalb der Nierenvenen und oberhalb der IVC-Bifurkation, höchstwahrscheinlich dort, wo sich die Lendenvenen befinden.
  6. Messen Sie im mittleren Abschnitt IVC den Wand-zu-Wand-Durchmesser in der Queransicht mit dem Querschnittsbild im B-Modus, wobei der breiteste Durchmesser des Behälters aufgezeichnet wird. Die Bildaufnahme kann bei verschiedenen Ultraschallgeräten variieren. Speichern Sie Daten mit Compact Disks (CDs) in DICOM-Dateien.

3. Mikrochirurgie und Genesung von Ratten

  1. Reinigen Sie den Bauch 3x mit in Mull getränktem Chlorhexidin-Peeling und Chlorhexidinlösung, um einen aseptischen chirurgischen Zustand zu gewährleisten.
  2. Legen Sie sterilisierte Frischhaltefolie als chirurgische Hülle auf, um den Thorax und den Bauchbereich der Ratte, die Mikroskopknöpfe (Vergrößerung und Fokussierung) und das Okular abzudecken.
  3. Machen Sie mit einer Irisschere durch die Haut und die Bauchdecke einen ventralen Mittellinienschnitt (3 cm) etwa 2 cm unterhalb des Processus xiphoideus, wobei der Bauchinhalt freigelegt wird. Verwenden Sie sterile, mit Kochsalzlösung getränkte 2 Zoll x 2 Zoll große Gaze, um den Darm auf die rechte Seite des Tieres zu reflektieren.
  4. Für die IVC-Exposition führen Sie eine stumpfe Dissektion mit einem sterilen Applikator mit Wattespitze durch. Platzieren Sie ein Drahtspekulum in der Inzision, um die IVC-Visualisierung zu ermöglichen.
  5. Verätzen Sie alle IVC-Lendenläste mit einem Niedertemperatur-Kauter mit feiner Spitze, von den Nierenvenen bis zur Beckenbifurkation, und ligieren Sie die Seitenäste mit 7-0 nicht resorbierbaren Polypropylen-Nähten.
  6. Platzieren Sie einen proximalen gekrümmten vaskulären Mikroclip auf der IVC, der von der Aorta getrennt und knapp unterhalb der Nierenvenen ist. Platzieren Sie einen geraden Mikroclip auf der distalen IVC, die von der Aorta getrennt und oberhalb der IVC-Bifurkation ist.
  7. Platzieren Sie einen 8-0 Nylon-U-Stich, Naht kaudal zur linken Nierenvene, zentriert auf der vorderen Oberfläche der IVC.
  8. Führen Sie einen 0,014 mm geschärften Führungsdraht mit dem Venoplastik-Ballon nach hinten ein, retrograd zum Blutfluss in die infrarenale IVC, kaudal zum gekrümmten Mikroclip.
  9. Schieben Sie den Ballon mit der Seldinger-Technik in die mittlere IVC. Entfernen Sie den geschärften Führungsdraht und blasen Sie den Venoplastikballon 3 Minuten lang mit einer IVC-Überdehnung von 10 % bis 15 % auf, indem Sie eine 20-ml-Aufblasspritze verwenden, um einen Überdruck über einen Bereich von 0-30 Atm zu erzeugen. Spülen Sie alle Systeme vor der IVC-Kanulation mit steriler Kochsalzlösung, um eine Luftembolie zu vermeiden.
    HINWEIS: Eine IVC von 2,8 mm würde einer Venoplastik auf 3,22 mm (15 % Überdehnung) unterzogen werden. Der erforderliche Aufblasdruck, um die gewünschte Überdehnung zu erreichen, wird durch die Eigenschaften des Ballons bestimmt und ist auf der Verpackung des Herstellers angegeben.
  10. Ziehen Sie den U-Stich bei der Venoplastik, der Ballonentleerung und -entfernung fest. Entfernen Sie die Mikroclips.
  11. Schließen Sie die Laparotomiestelle in zwei Schichten. Verwenden Sie ein 5-0 Polyglactin resorbierbares synthetisches Naht in einem kontinuierlichen Muster, um sowohl die Bauchdecke als auch die Haut zu schließen.
  12. Verabreichen Sie Buprenorphin in einer injizierbaren Suspension mit verlängerter Freisetzung, 0,65 mg/kg subkutan (SC) postoperativ als Analgetikum bei Ratten, da es die Biomarker-Panels von Entzündungsmolekülen für die Proteinanalyse nicht beeinträchtigt.
  13. Erholen Sie die Ratten in einem einzelnen Käfig, beobachten Sie sie postoperativ (30 min) unter einer Heizlampe (Mindestabstand - 24 Zoll vom Käfig) und kehren Sie dann in ihre ursprünglichen Haltungseinheiten zurück.
  14. Bei Scheintieren aus jeder Versuchsgruppe wird nur die Dissektion durchgeführt, ohne die Ligatur der IVC-Äste, die Kauterisation und die Kanülierung.
  15. Bei postthrombotischen Zuständen platzieren Sie einen proximalen geraden vaskulären Mikroclip für 24 Stunden auf der IVC, die von der Aorta getrennt ist, knapp unterhalb der Nierenvenen. Verwenden Sie die gleichen Präparier- und Schließtechniken.
    1. Überprüfen Sie auf die Ultraschallzeichen eines IVC-Verschlusses, zu denen die Visualisierung des IVC-Clips, die Bestätigung der distalen IVC ohne Fluss und die Erweiterung der Vena iliaca communis gehören. Die Nachbeobachtungszeitpunkte können an die Spezifikationen der Studie angepasst werden.
    2. Um die physiologischen Veränderungen zu beobachten, die modelliert werden, wählen Sie Zeitpunkte in den ersten 72 Stunden für die frühe Thrombenbildung und zwischen 3 und 7 Tagen nach dem Eingriff für eine spätere Thrombenauflösung. Spätere Zeitpunkte, die in diesem Modell getestet wurden, umfassen 7 bis 28 Tage 5,13.
  16. Verwenden Sie die Techniken in den Schritten 3.5-3.9 für die postthrombotische Ballonvenoplastik mit den folgenden Einschränkungen: Möglicherweise ist ein höherer Insufflatordruck erforderlich, um die gewünschte Überdehnung zu erreichen, da der IVC-Durchmesser bei postthrombotischen Zuständen zunimmt.
  17. Führen Sie die Euthanasie gemäß den Empfehlungen der aktuellen Richtlinien der American Veterinary Medical Association zur Euthanasie für Nagetiere durch, indem Sie zwei Bestätigungsmethoden (Blutentnahme und Entfernung lebenswichtiger Organe) durchführen, um sicherzustellen, dass das Tier nicht wiederbelebt wird.

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Abbildung 1: Verteilung der transabdominalen Duplexmaße des transversalen IVC-Durchmessers (mittlerer infrarenierender Abschnitt). Die Messung erfolgte anhand des Tiergewichts. Es wurde keine signifikante Korrelation zwischen dem Gewicht und dem IVC-Durchmesser gefunden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

4. Vorbereitung der Probe

  1. Führen Sie einen konfirmatorischen Gewebetransfer von medikamentenbeschichteten Venoplastikballons mit der Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC)-Assay-Technik durch.
  2. Präparieren Sie die IVC und die Aorta und entfernen Sie sie en bloc für die formalinfixierte Paraffineinbettung und histologische Analyse.
  3. Für die Proteinanalyse ist RIPA-Puffer in einer Verdünnungskonzentration von 60.000 μg/g Probe zu verwenden, mit einem Gewebehomogenisator in einem Niedertemperaturraum bei 4 °C zu verarbeiten und nach der Verarbeitung bei -80 °C zu lagern.

Ergebnisse

Das VBM ist ein Modell, das die Wirkung von Venoplastikballons bei der vollständigen Blutstillungskontrolle bewertet. Zunächst quantifizierten wir den IVC-Durchmesser (mittlerer infrarenaler Schnitt), wie in Abbildung 1 gezeigt, für die korrekte Ballongröße. Zweitens ist die entwickelte mikrochirurgische Schritt-für-Schritt-Technik in Abbildung 2 dargestellt, und wir zeigen auch Beispiele für die kritischen Schritte in Abbildung 3. Beachten Sie den retrograden Ansatz, der für die IVC-Kanülierung mit dem geschärften Führungsdraht verwendet wird.

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Abbildung 2: Mikrochirurgische Technik zur Untersuchung von Venoplastik-Ballons bei Ratten. Die verwendete Technik wird hier beschrieben. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 3: In-vivo-Bilder der Einsatztechnik. (A) Hämostatische Kontrolle. (B) U-Stich auf infrarenale IVC. (C) Einführen des Drahtes durch U-Stich mit 3 mm Sirolimus-beschichtetem Ballon. (D) Retrograder Einsatz der Ballonvenoplastik (Sirolimus-beschichtet). Abkürzungen: IVC = Vena cava inferior; AO = Aorta; CBV = Beschichtete Ballonvenoplastik. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Andere normale venöse Gefäßmessungen und die Unterscheidung zwischen der IVC und der Aorta sind in Abbildung 4 hervorgehoben. Die Befunde des thrombotischen Ultraschalls sind in Abbildung 5 dargestellt. Schließlich ist in Abbildung 6 ein Vergleich zwischen dem Durchmesser des präoperativen Ultraschalls und der postthrombotischen Messungen zu sehen. Die durchschnittliche gepulste Doppler-Strömungsgeschwindigkeit (mm/s) in der Vena cava inferior vor und nach der Platzierung des Clips des Gefäßes ist in Abbildung 7 dargestellt.

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Abbildung 4: Repräsentative transabdominale Duplexbilder mit Beispielen für eine Berechnung des transversalen IVC-Durchmessers. (A) Proximale IVC. (B) Mittelinfrarenale IVC. (C) Distale IVC. Farbdoppler-Analyse von (D) mittlerer infrarenierender IVC und (E) abdominaler Aorta. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 5. Bilder mit Bildern vor und nach dem Clip. (A) Ultraschallbefunde nach der Clip-Platzierung, die den IVC-Verschluss bestätigen. (B) Proximaler und distaler Aortenfluss. (C) Proximaler IVC-Fluss. (D) Vena iliaca communis. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 6. Ultraschallbilder. Der Ultraschall ändert sich vor und nach 15 Minuten, 30 Minuten und 45 Minuten, was den IVC-Verschluss bestätigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 7: Durchschnittliche gepulste Doppler-Strömungsgeschwindigkeit. Mittlere Strömungsgeschwindigkeit (mm/s) in der unteren Hohlvene vor und nach der Clipplatzierung (**: P ≤ 0,01, Mann-Whitney-Test durchgeführt). Fehlerbalken zeigen den Standardfehler an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Um das Ergebnis verschiedener Venoplastiken mit neuartigen Beschichtungen zu analysieren, empfehlen wir die Messung wirksamer Proteine, die die On-Target-Wirkung des interessierenden Medikaments nachweisen können. Für den hier verwendeten Sirolimus-beschichteten Venoplastikballon haben wir die phosphorylierten AKT (p-AKT)-Proteinspiegel von IVC-Lysaten von Ratten gemessen, was die Hemmung des mTOR-Signalwegs bestätigt, da p-AKT ein nachgeschaltetes Protein ist, das als Reaktion auf Sirolimus abnimmt14,15. In Abbildung 8 können wir beobachten, wie nach der beschichteten Ballonvenoplastik (CBV) die p-AKT im Vergleich zur Scheingruppe signifikant verringert ist.

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Abbildung 8: Protein-p-AKT-Spiegel. Die Proteinspiegel von Ratten-IVC-Lysaten der Schein- vs. Mantelballon-Venoplastik (CBV) unter normalen Bedingungen bestätigen die Zielwirkung bei der Hemmung des mTOR-Signalwegs unter Verwendung von Sirolimus-Venoplastik-beschichteten Ballons. (**: P ≤ 0,01, Mann-Whitney-Test durchgeführt). Fehlerbalken zeigen den Standardfehler an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Die VBM kann an Ratten ≥ 250 g mit Ballons im Bereich von 2,5 bis 3,5 mm durchgeführt werden. Bei Ratten mit einem Gewicht von mehr als 750 g ist die Technik durch eine höhere Menge an Fettgewebe in der Bauchhöhle und die Organgröße begrenzt und nicht durch Veränderungen des IVC-Durchmessers. Aus unserer Erfahrung haben wir festgestellt, dass 10 oder mehr Tiere pro Gruppe erforderlich sind, um eine statistische Signifikanz zwischen den Gruppen für die Analyse von Venenwandproteinen oder Aktivitätsassays und die Histologie zu erhalten. Eine regelmäßige Temperaturkontrolle und Überwachung der Atemfrequenz während chirurgischer Eingriffe sind sehr wichtig, um den Erfolg des Eingriffs zu gewährleisten, ebenso wie ein sorgfältiges postoperatives Management.

VBM ist sicher (91,2% Überlebensrate, 83/91 durchgeführte Eingriffe) und reproduzierbar mit einer durchschnittlichen Eingriffszeit von 30 Minuten. Die verfahrensbedingte Morbidität umfasst anästhetische Komplikationen (1%, 1/91), Opioid-Nebenwirkungen (1%, 1/91), Blutungen (2,1%, 2/91) und Thrombosen (4,3%, 4/91). Die IVC-Blutung wurde während der Modellentwicklung signifikant reduziert, indem ein retrograder IVC-Kanulationsansatz verwendet wurde, bei dem der Einführpunkt neben der infrarenalen IVC lag, was einen breiteren Winkel für die Drahteinführung mit weniger Eingriffen durch die Bauchorgane bietet. Auch während der Einführ- und Insufflationsphase empfehlen wir eine chirurgische Assistentin, um den korrekt verabreichten Druck, die Aufblaszeit und den geschärften Rückzug des Führungsdrahtes zu gewährleisten. Nach der Entleerung muss eine korrekte Entnahme des Venoplastik-Ballons sichergestellt werden, um zu verhindern, dass die IVC-Wand an der Einführstelle gerissen wird. Druckmessungen werden vom Hersteller befolgt, um ein Aufblasen und Platzen des Ballons zu vermeiden. Diese Messungen tragen insgesamt zu einem stabileren Ansatz bei, verringern Blutungskomplikationen und verbessern das Überleben der Tiere.

IVC-Blutungen können auch mit den folgenden Vorsichtsmaßnahmen gemildert werden. Überprüfen Sie zunächst die vollständige Verätzung der hinteren Äste und die Ligatur der Seitenäste. Dies garantiert auch die Reproduzierbarkeit der Befunde auf der Grundlage früherer IVC-Ligatur-Stasis-Analysenvon Nagetieren 5,16,17. Zweitens überprüfen Sie die korrekte Okklusion mit den proximalen und distalen Clips, um eine vollständige hämostatische Kontrolle zu gewährleisten. Überprüfen Sie abschließend den vollständigen Verschluss der U-Naht bei der Ballonentfernung, bevor Sie die IVC-Clips entfernen. Wenn Blutungen vorhanden sind, wird die Blutung in der Regel durch sanften Druck auf die IVC mit einem Applikator mit Wattespitze gestoppt, bis eine hämostatische Kontrolle erreicht ist. Zusätzliche hämostatische Bekämpfungsmittel, wie z. B. resorbierbares Gelatinepulver, können bei Blutungen verwendet werden.

Thrombotische Komplikationen sollten minimal sein, wenn die Zeit für das Aufblasen des Ballons, die Deflation und die Schließzeit der U-Naht-Naht weniger als 5 Minuten beträgt. Bei Bedarf kann eine Antikoagulation verabreicht werden. Bisher gibt es kein vollständig perkutanes Verfahren, um die minimal-invasiven Ballonvenoplastiken, die derzeit beim Menschen durchgeführt werden, nachzuahmen. Die Größe des Zugangsgefäßes (Vena femoralis der Ratte) ist deutlich kleiner (durchschnittlich 0,81 mm)18 als der Außendurchmesser der kleinsten kommerziell erhältlichen 4F-Schleuse (1,61 mm), die für einen vollständig endovaskulären Eingriff erforderlich wäre. Zu den Einschränkungen gehören der Bedarf an qualifizierten Mikrochirurgen und der Bedarf an Spezialgeräten.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das VBM-Modell das klinische Szenario einer tiefen venösen Venoplastik nach TVT genau simuliert. Es ist ein wertvolles Instrument, um die endovaskuläre Wirkung von Venoplastikballons auf die IVC mit verschiedenen Medikamentenalternativen zu mehreren Zeitpunkten zu untersuchen. Zu den zukünftigen Anwendungen dieser Technik gehören die präklinische Prüfung anderer medizinischer Geräte, darunter Stents, Thrombektomiekatheter, Ballonbeschichtungen und neuartige pharmakologische Therapeutika.

Offenlegungen

Es wurden keine Interessenkonflikte erklärt.

Danksagungen

Diese Studie wird durch das American Venous Forum (AVF) 2023 Basic Science Research Grant und Surmodics, Inc. unterstützt.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
3-0 DemeCRYLDemeTechG183019F4P12 pro Karton
5-0 DemeCRYLDemeTechG285017B0P12 pro Karton
7-0 DemeLENEDemeTechPM197011F13M12 pro Karton
8-0 DemeLONDemeTechNL868007C7P12 pro Karton
Abgewinkelter Clip-ApplierSCANLAN3795-01A7-1/4″ (18,5 cm)
Baxter 0,9% Natriumchlorid BewässerungsflascheBaxterSKU: 195-71241000mL Flasche
Bovie Cautery Low Temperature Fine TipSymmetry Surgical IncAA0010/bx
BuprenorphinFidelis Animal HealthSKU- 0991141,3mg/mL, 3mL
CD (Sprague Dawley) RattenCharles RiverStamm Code 001Männlich, 400 g
Clip-It Rückverfolgbarer TimerRÜCKVERFOLGBARE PRODUKTEKat. Nr. 5046
Watte-Applikator 3"Dukal Corporation922-00037BX1001000/BOX
Enzymatisches chirurgisches Instrumentenwaschmittel und PresoakMedlineMDS88000B91 Gal
AugenschmiermittelOptixcareSKU-06544120gm 
Gaymar T/Pump Stryker Lokalisiertes Wärme-/KühltherapiesystemStrykerTP700
Heifetz Mikroclips 12 mm x 2,25 mmSCANLAN3795-20Gerade
Heifetz Mikroclips 12 mm x 2,25 mmSCANLAN3795-28Gebogene
Heifetz Mikroclips 8 mm x 1,75 mmSCANLAN3795-14Gerade
Heifetz Mikroclips 8mmx1.75mm SCANLAN3795-18Gebogene
Aufblasvorrichtung Merit MedicalIN4130BasixCOMPAK mit Analoganzeige
IsofluranMFR VETONESKU-501017 100mL, Flüssigkeit zur Inhalation
Mikrochirurgie-Kit mit Pinzette und PinzetteKundenspezifischer
Sauerstoff, E-TankMedlineMDM1630
Geschärfter FührungsdrahtKundenspezifisch
Steril Glad Press-n-SealGladSKU # PSS-140ETO freiliegende
sterile Vlies-Mullschwämme 2s 4ply 4x4 MedlineSKU PRM21444H100Ct
Operationsmikroskop ZeissS100 / OPMI pico
OP-Peeling & HandwäscheVetoquinolNDC: 17030-003-1616 oz
UltraschallgelMedlineCTR0013058,5 oz, 12/CS
UltraschallsystemSiemensACUSON Antares3-D, Farbe, Dauerstrich (CW), gepulste Welle (PW), Power CW / CW Spektraler
Venoplastik-Ballonkundenspezifisch

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