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Methodenartikel

Isolierung von mesenchymalen Stammzellen aus der Nabelschnur mit hoher Ausbeute und geringer Schädigung

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DOI:

10.3791/66835

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5. Juli 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Beijing University of Chinese Medicine, 2Department of Central Laboratory, Shenzhen Hospital, Beijing University of Chinese Medicine, 3Obstetrical Department, Longgang District Maternity & Child Healthcare Hospital of Shenzhen City, 4Longgang Maternity and Child Institute of Shantou University, Medical College

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Diese Studie stellt ein einzigartiges stumpfes Dissektionsverfahren vor, um die Integrität von Wharton-Gelee (WJ) zu erhalten, was zu weniger beschädigtem WJ und einer größeren Menge und Lebensfähigkeit der entnommenen mesenchymalen Stammzellen (MSCs) führt. Die Methode zeigt eine überlegene Ausbeute und Proliferationsfähigkeit im Vergleich zu herkömmlichen scharfen Dissektionsmethoden.

Zusammenfassung

Mesenchymale Stammzellen (MSCs) sind eine Population multipotenter Zellen mit bemerkenswerten regenerativen und immunmodulatorischen Eigenschaften. Wharton-Gelee (WJ) aus der Nabelschnur (UC) hat als herausragende Quelle für MSCs im biomedizinischen Bereich zunehmend an Interesse gewonnen. Es sind jedoch Herausforderungen wie das begrenzte Angebot und die mangelnde Standardisierung bestehender Methoden entstanden. In diesem Artikel wird eine neuartige Methode zur Verbesserung der MSC-Ausbeute vorgestellt, indem intaktes WJ aus der Nabelschnur präpariert wird. Bei der Methode wird die Epithelschicht durch stumpfe Dissektion entfernt, wodurch die Integrität des gesamten WJ erhalten bleibt und die Menge und Rentabilität der geernteten MSCs erhöht wird. Dieser Ansatz reduziert den WJ-Abfall im Vergleich zu herkömmlichen scharfen Dissektionsmethoden erheblich. Um die Reinheit der WJ-MSCs zu gewährleisten und den externen zellulären Einfluss zu minimieren, wurde ein Verfahren durchgeführt, bei dem die innere Spannung zum Abziehen des Endothels nach dem Umklappen des UC verwendet wird. Zusätzlich wurde die Petrischale während der Explantatkultur für kurze Zeit invertiert, um die Anheftung und das Zellwachstum zu verbessern. Vergleichende Analysen zeigten die Überlegenheit der vorgeschlagenen Methode und zeigten eine höhere Ausbeute an WJ und WJ-MSCs bei besserer Rentabilität als bei herkömmlichen Methoden. Die ähnliche Morphologie und das Expressionsmuster von Zelloberflächenmarkern bei beiden Methoden bestätigen ihre Charakterisierung und Reinheit für verschiedene Anwendungen. Diese Methode bietet einen Ansatz mit hoher Ausbeute und hoher Lebensfähigkeit für die WJ-MSC-Isolierung und zeigt ein großes Potenzial für die klinische Anwendung von MSCs.

Einleitung

Seit der ersten Isolierung von mesenchymalen Stammzellen (MSCs) aus Wharton-Gelee (WJ) im Jahr 1991 haben diese multipotenten Stammzellen aufgrund ihrer regenerativen Eigenschaften und ihrer Fähigkeit zur Differenzierung mehrerer Linien große Aufmerksamkeit bei Forschern auf sich gezogen1. MSCs können aus verschiedenen Quellen isoliert werden, darunter Knochenmark, peripheres Blut, Zahnpulpa, Fettgewebe, fetales Gewebe (Abtreibung beim Menschen) und geburtsbedingtes Gewebe2. Die Nabelschnur (UC) hat sich aufgrund ihrer nicht-invasiven Natur, ihrer reichlichen Zellausbeute und Differenzierungsfähigkeit als vielversprechendes Reservoir erwiesen und weist eine hohe Proliferationsrate, ein hohes Differenzierungspotenzial und Immunmodulationseigenschaften auf3. Fetale MSCs weisen eine starke Stamm- und Immunität auf, was sie zum Hauptaugenmerk klinischer Studien und der Grundlagenforschung macht, die in den letzten zwei Jahrzehnten durchgeführt wurden 2,4,5. UC-abgeleitete MSCs haben im Vergleich zu anderen MSC-Quellen, wie Knochenmark oder Fettgewebe, ein überlegenes therapeutisches Potenzial 6,7.

Das UC besteht aus Amnionepithel, drei Gefäßen (zwei Arterien und einer Vene) und der gallertartigen Substanz WJ3. Interessanterweise stellt die UC ein einfaches Gefäßsystem dar, das nur aus dem Endothel und dem Mesothel, nicht aber aus der Tunica adventitia besteht; der WJ enthält keine Lymphe oder Nerven8. Der UC stellt eine einzigartige Struktur dar, die sich ideal für die Segmenttrennung eignet. UC-MSCs befinden sich hauptsächlich im WJ. MSCs konnten aus verschiedenen Kompartimenten des WJ isoliert werden, einschließlich Amnion, Subamnion (das Amnion und Subamnion, das auch als Nabelschnurauskleidungsregion bezeichnet wird) und dem perivaskulären Bereich des WJ8. Jede Region des WJ hat ihre eigene Struktur, immunhistochemische Eigenschaften und Funktion 3,6.

MSCs, die aus dem WJ der UC isoliert wurden, gelten weithin als überlegener klinischer Nutzen im Vergleich zu denen aus anderen Regionen3. WJ-MSCs wurden aufgrund ihres Mehrlinien-Differenzierungspotenzials, ihrer immunmodulatorischen Eigenschaften, ihrer parakrinen Wirkungen, ihrer entzündungshemmenden Wirkung und ihrer immunprivilegierten Eigenschaften in präklinischen und klinischen Umgebungen ausgiebig für die Behandlung verschiedener Krankheiten untersucht 2,3. WJ-MSCs haben sich bei der Behandlung einer Reihe von Krankheiten als vielversprechend erwiesen, darunter die Graft-versus-Host-Reaktion (GvHD), die Abstoßung von Transplantaten, Morbus Crohn, Autoimmunerkrankungen und Herz-Kreislauf-Erkrankungen 9,10,11,12,13,14. Da die klinische Nachfrage nach WJ-MSCs weiter steigt, ist das knappe Angebot an Nabelschnüren derzeit ein Hindernis für ihre weit verbreiteten Anwendungen.

Die Ausbeute an WJ-MSCs hängt von der Methode ab, die für die Zellextraktionverwendet wird 15. Während WJ-MSCs durch Explantatkultur oder Enzymverdau isoliert werden können, hat die letztere Methode eine längere Laufzeit, die das Risiko von Zellschäden erhöhen und die Lebensfähigkeit der Zellen verringern kann16. Zahlreiche Studien haben jedoch gezeigt, dass die Explantatkulturmethode die Zellausbeute und -lebensfähigkeit erhöht und dass parakrine Faktoren, die aus Explantatgeweben freigesetzt werden, auch die Zellproliferation fördern17,18.

In dieser Studie wurde ein einzigartiger Dissektionsansatz angewendet, um den gesamten WJ zu erhalten, der MSCs mit verbesserter Proliferationskapazität, Lebensfähigkeit und Menge lieferte und gleichzeitig die Schädigung des WJ minimierte. Diese innovative Methode bietet eine optimierte Strategie zur Isolierung von WJ-MSCs, die kritische Anforderungen in MSC-Anwendungen erfüllt.

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Protokoll

Die Proben wurden von den einwilligenden, gesunden Spendern des Shenzhen Longgang District Maternity and Child Healthcare Hospital in Guangdong, China, entnommen. Die Verwendung von Humanproben für die Studie wurde von der Ethikkommission des Shenzhen Hospital, der Beijing University of Chinese Medicine (SZLDH2020LSYM-095) und der Medical Ethics Committee des Shenzhen Longgang District Maternity and Child Healthcare Hospital (LGFYYXLLS-2020-005) genehmigt. Alle Versuche wurden nach den genehmigten Richtlinien durchgeführt. Die Details zu den Reagenzien und den verwendeten Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Entnahme der menschlichen Nabelschnur

  1. Entnahme von humanen Nabelschnurproben aus dem Kooperationskrankenhaus unter sterilen Bedingungen.
    HINWEIS: Wählen Sie einen Spender unter 35 Jahren, vorzugsweise einen Primipara, ohne Vorgeschichte von Hepatitis, sexuell übertragbaren Krankheiten oder genetischen Störungen. Die Ergebnisse der Aufnahmeuntersuchung für das Hepatitis-B-Virus, das Hepatitis-C-Virus und das Cytomegalievirus müssen negativ sein. Wählen Sie als Entbindungsart einen Kaiserschnitt.
  2. Wählen Sie ein gerades und intaktes Stück UC von ca. 10-15 cm Länge.
  3. Verschließen Sie beide Enden mit einer hämostatischen Pinzette und ligieren Sie mit chirurgischen Knoten am inneren Ende zwischen den Pinzetten direkt nach der Entbindung eines reif geborenen Neugeborenen per Kaiserschnitt. (gesammelte UC, wie in Abbildung 1, Schritt 1 gezeigt).
    HINWEIS: Die Operation des Kaiserschnitts stellt sicher, dass die Entnahme steril ist. Verwenden Sie chirurgische Knoten der Nahtgröße 0 oder 2-0 für eine bessere Zugfestigkeit.
  4. Schneiden Sie die gebundene Nabelschnur zwischen Pinzette und Knoten mit einer chirurgischen Schere ab (Abbildung 1, Schritt 1).
  5. Spülen Sie es mit Kochsalzlösung aus, um alle kontaminierenden Blutgerinnsel auf der Oberfläche zu entfernen, und geben Sie es umgehend in ein steriles 50-ml-Kunststoffröhrchen mit 20 ml steriler phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS).
    HINWEIS: Während des Transfers wurde kein Antibiotikum verwendet.
  6. Verschließen Sie das Rohr. Legen Sie es auf Eis in eine Styroporbox und lagern Sie es bei 4 °C, bevor Sie es ins Labor transportieren.
    HINWEIS: Sezieren Sie das Kabel innerhalb von 4 Stunden nach der Entnahme.

2. Isolierung von Wharton-Gelee aus der Nabelschnur

  1. Verarbeiten Sie die Nabelschnur mit den folgenden Schritten:
    1. Bereiten Sie ein sterilisiertes Tablett mit chirurgischen Instrumenten, aseptisch verpackten 90-mm-Schalen, 1000-μl-Pipetten, sterilem PBS, 75%iger Ethanollösung und xenofreiem humanem MSC-Kulturmedium vor.
      HINWEIS: Die gezahnte Pinzette und die Moskitoklemmen ermöglichen eine effiziente Behandlung der glitschigen Nabelschnur.
    2. Dekontaminieren Sie die erforderlichen Gegenstände und den Arbeitsbereich an der Oberfläche, bevor Sie sie in die Biosicherheitswerkbank legen.
      HINWEIS: Lassen Sie die Luft im Arbeitsbereich einige Minuten lang entweichen, bevor Sie mit der Arbeit beginnen.
    3. Desinfizieren Sie die Oberfläche des Röhrchens und entnehmen Sie die Probe in eine Petrischale in der Biosicherheitswerkbank. Tauchen Sie die Probe mit den Knoten 30 s lang in 75%iges Ethanol und spülen Sie sie dann mehrmals mit sterilem PBS in einer neuen Petrischale.
      HINWEIS: Das Kabel muss vor dem Eintauchen in 75%iges Ethanol ligiert werden, und die Zeit des Eintauchens sollte auf 30 s bis 1 min begrenzt werden, um das Kabel vollständig und ohne Beschädigung zu desinfizieren.
    4. Schneiden Sie die Knoten ab und schneiden Sie die Schnur zwischen zwei Knoten quer mit einer chirurgischen Schere und Pinzette in kurze Stücke von ca. 2 cm Länge.
      HINWEIS: Die Enden der Schnur mit Knoten sollten entsorgt werden. Die Länge des UC sollte nicht zu lang oder zu kurz sein; Beide Bedingungen können die Schwierigkeit der Operation erhöhen.
    5. Die Vene (größeres Gefäß) wird mit 1000 μl Pipetten mit PBS perfundiert, bis die Flüssigkeit, die am anderen Ende des Rückenmarks austritt, vollständig transparent wird19.
  2. Präpariere die Nabelschnur.
    1. Übertragen Sie eines der bereits geschnittenen Stücke in eine neue Petrischale.
      HINWEIS: Zwei Arterien und eine Vene sollten im Querschnitt8 sichtbar freigelegt werden (Abbildung 2B).
    2. Fügen Sie die entsprechende Menge PBS hinzu, um das Kabel während des gesamten Vorgangs feucht zu halten.
    3. Fassen Sie die Nabelschnur mit einer Pinzette und ziehen Sie die Arterien entlang der Längsachse mit Hilfe von Mückenklemmen heraus.
      HINWEIS: Versuchen Sie, vom anderen Ende des Rückenmarks zu ziehen, wenn die Arterie abgerissen wurde, da die Arterienwand eine große Elastizität aufweist.
    4. Fixieren Sie die Nabelschnur waagerecht mit der dickeren Seite nach oben, indem Sie eine Klinge der Pinzette in die Nabelvene einführen und dann fest klemmen, um sicherzustellen, dass die Pinzette auf der dickeren Seite klemmt.
    5. Machen Sie mit einem Skalpell einen linearen Schnitt in der Schicht des Amnionepithels von einem Ende zum anderen entlang der Kante der anderen Klinge der Pinzette (Abbildung 3).
      HINWEIS: Bewahren Sie die Unversehrtheit des Wharton-Gelees, indem Sie so wenig WJ wie möglich schneiden.
    6. Beginnen Sie an einer Ecke des Schnittspalts. Heben Sie die Ecke des Amnionepithels mit Zahnklammern an und schneiden Sie mit einer Hornhautschere weiter horizontal etwas weiter entlang der Innenfläche des Epithels.
      1. Trennen Sie das Wharton-Gelee und das Amnionepithel mit Klammern und dehnen Sie sich allmählich auf den gesamten Kreis eines Endes der UC aus. Ziehen Sie die Epithelschicht in Längsrichtung ab (Abbildung 3).
        HINWEIS: Das Wharton-Gelee ist ein schleimiges Bindegewebe, das vom dichten Amnionepithel8 umschlossen wird. Der gesamte Vorgang sollte reibungslos verlaufen, aber Moskitoklemmen können für eine stumpfe Dissektion verwendet werden, wenn man beim Schälen auf Schwierigkeiten stößt.
    7. Führen Sie beide Klingen der Pinzette in die Vene ein, klemmen Sie einen Teil von WJ ein und drehen Sie ihn dann auf links, um das Epithel der Nabelvene freizulegen (Abbildung 3).
    8. Ziehen Sie das Epithel der Vene leicht ab, da die innere Spannung eine Trennung zwischen dem Epithel der Vene und dem perivaskulären WJ schafft (Abbildung 3).
  3. Präparieren Sie das UC mit der herkömmlichen Methode zum Vergleich20.
    1. Wählen Sie eine andere, bereits geschnittene Probe mit fast demselben Gewicht wie die vorherige Schnur und übertragen Sie sie in eine neue Petrischale.
    2. Schneiden Sie mit einer Schere entlang der Nabelvene in Längsrichtung und spreizen Sie die UC, um die Gefäße und WJ freizulegen.
    3. Entfernen Sie die Nabelvene und zwei Arterien und entfernen Sie den WJ mit Schere und Skalpell von der Endothelschicht.

3. Isolation und Kultur von UC-MSCs

  1. Legen Sie den gesammelten WJ in eine vorbeschriftete 90 mm Petrischale und schneiden Sie ihn mit Schere und Pinzette in 1-3 mm große Stücke.
  2. Drehen Sie die Schale mit dem Deckel auf dem Boden um und stellen Sie sie für 30 min in einen 5%igen CO2 -Inkubator bei 37 °C, um die Befestigung zwischen den Teilen und der Kunststoffoberfläche zu verstärken.
  3. Drehen Sie die Schale um und fügen Sie vorsichtig eine angemessene Menge humanes MSC-Nährmedium für die weitere Kultur hinzu.
    HINWEIS: Verwenden Sie die niedrigste Geschwindigkeit, um sicherzustellen, dass die Teile noch befestigt sind.
  4. Wechseln Sie das humane MSC-Kulturmedium alle 3 Tage. Tauschen Sie zwei Drittel des Mediums aus und beobachten Sie in den ersten 7 Tagen alle 2 Tage das Auftreten des Auswachsens von fibrösen Zellen, wechseln Sie das volle Medium und beobachten Sie es danach täglich.
    HINWEIS: Vermeiden Sie es, die Petrischale in den ersten 7 Tagen zu bewegen. Das ausgeprägte Auswachsen von Fibroblasten-ähnlichen Zellen wurde nach etwa 4 Tagen beobachtet.
  5. Subkultur, bis der Zusammenfluss 80% erreicht.
    HINWEIS: Dieser Schritt dauert 7-10 Tage.
    1. Das PBS, 0,25 % Trypsin und xenofreies humanes MSC-Kulturmedium in einem Wasserbad auf 37 °C vorwärmen.
    2. Spülen Sie mit PBS, nachdem Sie den Überstand mit Pipetten abgesaugt haben, und lösen Sie die Zellen mit vorgewärmtem 0,25 % Trypsin, bis die Zellen durch Klopfen auf die Petrischale entfernt werden können.
    3. Inaktivieren Sie das Trypsin, indem Sie vorgewärmtes MSC-Kulturmedium im Verhältnis 4:1 mischen, die Zellsuspension auffangen und bei 300 x g für 5 min bei 4 °C zentrifugieren.
      HINWEIS: Diese Zellen werden als Durchgang 0 (P0) betrachtet.
    4. Entsorgen Sie den Überstand mit einer Pipette, resuspendieren Sie die Zellen im humanen MSC-Kulturmedium und inokulieren Sie in neue Petrischalen mit einer Aussaatdichte von 1x104 Zellen/cm2 für die Vermehrung.
  6. Zählen Sie mit einem Hämozytometer die Gesamtzellzahl der beiden Methoden nach der Amplifikation bei erster, zweiter und dritter Passage. Bestimmen Sie die Zellmorphologie unter dem Mikroskop in der ersten, dritten und fünften Passage.
    HINWEIS: Die Morphologie dieser Zellen sollte ähnlich wie bei den P0-Zellen sein.
  7. Verwenden Sie Zellen an der fünften Passage für Durchflusszytometrie und andere Experimente.

4. Expression von Zelloberflächenmarkern durch Durchflusszytometrie

  1. Passage 5 (P5)-Zellen mit 0,25 % Trypsin ablösen, die Zellen mit Zellfärbepuffer waschen und bei 300 x g für 5 min bei 4 °C zentrifugieren. Resuspendieren Sie die Pellets mit Zellfärbepuffer auf jeweils 100 μl.
  2. Markieren Sie jedes Röhrchen und fügen Sie die entsprechenden Mengen an Antikörpern hinzu, die mit Allophycocyanin (APC), Fluorescein-Isothiocyanat (FITC) oder Phycoerythrin (PE) konjugiert wurden: CD44-APC, CD73-APC, CD90-FIFC, CD105-FIFC, CD11B-PE, CD19-PE, CD43-PE, HLA-DR-PE gemäß den Anweisungen des Herstellers21. 15-20 min im Dunkeln bei Raumtemperatur inkubieren.
  3. Die gefärbten Zellen werden bei 300 x g für 5 min bei 4 °C zentrifugiert, der Überstand mit einer Pipette abgesaugt und einmal mit Zellfärbepuffer gewaschen.
  4. Wiederholen Sie die Zentrifugation und Resuspension der Zellen mit 300 μl des Zellfärbepuffers.
  5. Lassen Sie die Zellen durch das Durchflusszytometer laufen und analysieren Sie die antikörpergefärbten Zellen gemäß den Anweisungen des Herstellers.

5. Bestimmung der Zellwachstumskurve durch die Zellzählmethode

  1. Bereiten Sie eine einzellige Suspension von P5-Zellen mit zwei Methoden vor, indem Sie sie in einem humanen MSC-Kulturmedium verdünnen.
  2. Keimen Sie 8.000 Zellen pro Well in einer 24-Well-Platte, wobei von jeder Methode insgesamt 21 Wells ausgesät werden.
    HINWEIS: Mischen Sie die Zellen vorsichtig, indem Sie sie vor der Aussaat mit Pipetten blasen und absaugen.
  3. Ernten Sie Zellen aus drei Vertiefungen nach 24 Stunden Aussaat. Führen Sie eine Zellzählung mit einem Hämozytometer durch, um den Mittelwert zu berechnen.
    HINWEIS: Schütteln Sie die Platte vor der Zellzählung. Die Dauer des Schüttelns kann verlängert werden, um die Bildung von Zellaggregaten zu verhindern.
  4. Wiederholen Sie die Zellzählung alle 24 Stunden für eine Gesamtdauer von 7 Tagen. Zeichnen Sie eine Wachstumskurve mit der Zeit (d) auf der X-Achse und der Zellzahl (x104/ml) auf der Y-Achse.

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Ergebnisse

Die Verfahren zur Erhebung und Kultivierung von UC-MSCs sowie deren anschließende Analyse sind in Abbildung 1 zusammengefasst. Die UC wurde mit der einzigartigen Methode sauber in mehrere Abschnitte zerlegt; Das spezifische Operationsdiagramm der wichtigsten Verfahren ist in Abbildung 2 dargestellt. Das Auswachsen von Zellen aus Explantatkulturen wurde routinemäßig überwacht und aufgezeichnet. Anhaftende spindelförmige Zellen wurden etwa 4 Tage nach der Kultivie...

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Diskussion

MSCs stellen ein dynamisches Forschungsgebiet mit tiefgreifenden Auswirkungen auf die regenerative Medizindar 22. Ihre einzigartigen Eigenschaften machen sie zu einem zentralen Punkt für wissenschaftliche Untersuchungen und bergen das Potenzial, die Behandlung einer Vielzahl von Krankheiten und Verletzungen zu revolutionieren7. WJ-MSCs sind eine eigenständige Untergruppe der MSCs, die aus dem gallertartigen Bindegewebe innerhalb der UC gewonnen werden können, das sich zwisc...

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Offenlegungen

Die Autoren berichten von keinen Interessenkonflikten.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde finanziell unterstützt von der National Natural Science Foundation of China (82172107), der Natural Science Foundation of Guangdong Province, China (2021A1515011927, 2021A1515010918, 2020A1515110347), Shenzhen Medical Research Fund (SMRF. D2301015), das Shenzhen Municipal Science and Technology Innovation Committee (JCYJ20210324135014040, JCYJ20220530172807016, JCYJ20230807150908018, JCYJ20230807150915031) und der Longgang District Special Fund for Economic and Technological Development (LGKCYLWS2022007).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
APC anti-humaner CD44 Antikörper Biolegende 
24-Well-ZellkulturplattenThermo Scientific142475
APC Anti-Human-CD73 (Ecto-5'-Nukleotidase) Antikörper Biolegende 
APC Mouse IgG1, κ Isotyp Ctrl (FC) AntikörperBiolegend 
AutoklavHIRAYAMAHVE-50
Automatischer ZellzählerCountstarFL-CD
BAMBANKER KryokonservierungslösungWako302-14681
ZellfärbepufferBiolegende 
ZentrifugalmaschineEppendorf5424R
Clean BenchShanghai ZhiChengC1112B
CO2 InkubatorThermo ScientificHERAcell 150i
D-PBSSolarbioD1040
Elektrothermostatischer HochofenShanghai JingHongDHG-9423A
FITC Anti-Human-CD105 Antikörper Biolegende 
FITC Anti-Human-CD90 (Thy1)-Antikörper Biolegende 
FITC Maus IgG1, κ Isotyp Ctrl (FC) AntikörperBiolegend 400110
DurchflusszytometrieBeckmanCytoFLEX
HämozytometerSuperior Marienfeld640410
Intrazelluläre Färbung Permeabilisierung Waschpuffer (10&fach;) Biolegende 
Inverses Biologisches MikroskopZEISSAxio Vert. A1
Flüssigstickstoff-LagertankThermo ScientificCY50935-70
Normale Kochsalzlösung (NS)MeilunbioMA0083
PBSSolarbioP1032
PE Anti-Human-CD11b AntikörperBiolegend 
PE anti-humaner CD19 Antikörper Biolegende 
PE Anti-Human-CD34-AntikörperBiolegend 
PE Anti-Human-CD45-AntikörperBiolegend 368510
PE Anti-Human-HLA-DR-Antikörper Biolegende 
PE Maus IgG1, κ Isotyp Ctrl (FC) AntikörperBiolegend 
PE Maus IgG2a, κ Isotyp Ctrl (FC) AntikörperBiolegend 
PräzisionswaageSatoriusPRACTUM313-1CN
Schneeflocken-EismaschineZIEGRAZBE 30-10
sterilisiert 50 mL KunststoffrohrGreniner227270
Thermostatisches WasserbadShanghai YiHengHWS12
Trypsin 1:250SolarbioT8150
UltraGRO-AdvancedHelios 
Reinst- und Reinstwasser-ReinigungssystemMilli-QMilli-Q Referenz
Xenofreies humanes MSC-KulturmediumFUKOKU
338806344006400122420201323204328108421002393112392506343606307606400114400214HPCFDCGL50T2011301

Referenzen

  1. Abbaszadeh, H., et al. Regenerative potential of Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells: A new horizon of stem cell therapy. J Cell Physiol. 235 (12), 9230-9240 (2020).
  2. Liau, L. L., Ruszymah, B. H. I., Ng, M. H., Law, J. X. Characteristics and clinical applications of Wharton's jelly-derived mesenchymal stromal cells. Curr Res Transl Med. 68 (1), 5-16 (2020).
  3. Kim, D. -W., et al. Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells: Phenotypic characterization and optimizing their therapeutic potential for clinical applications. Int J Mol Sci. 14 (6), 11692-11712 (2013).
  4. Drobiova, H., et al. Wharton's jelly mesenchymal stem cells: A concise review of their secretome and prospective clinical applications. Front Cell Dev Biol. 11, 1211217(2023).
  5. Joerger-Messerli, M. S., et al. Mesenchymal stem cells from Wharton's jelly and amniotic fluid. Best Pract Res Cl Ob. 31, 30-44 (2016).
  6. Pera, M., Subramanian, A., Fong, C. -Y., Biswas, A., Bongso, A. Comparative characterization of cells from the various compartments of the human umbilical cord shows that the Wharton's jelly compartment provides the best source of clinically utilizable mesenchymal stem cells. Plos One. 10 (6), 0127992(2015).
  7. Petrenko, Y., et al. A comparative analysis of multipotent mesenchymal stromal cells derived from different sources, with a focus on neuroregenerative potential. Sci Rep. 10 (1), 4290(2020).
  8. Davies, J. E., Walker, J. T., Keating, A. Concise review: Wharton's jelly: The rich, but enigmatic, source of mesenchymal stromal cells. Stem Cells Transl Med. 6 (7), 1620-1630 (2017).
  9. Pan, Y., Wu, W., Jiang, X., Liu, Y. Mesenchymal stem cell-derived exosomes in cardiovascular and cerebrovascular diseases: From mechanisms to therapy. Biomed Pharmacother. 163, 114817(2023).
  10. Elshaer, S. L., Bahram, S. H., Rajashekar, P., Gangaraju, R., El-Remessy, A. B. Modulation of mesenchymal stem cells for enhanced therapeutic utility in ischemic vascular diseases. Int J Mol Sci. 23 (1), 249(2021).
  11. Wang, R., et al. Stem cell therapy for Crohn's disease: Systematic review and meta-analysis of preclinical and clinical studies. Stem Cell Res Ther. 12 (1), 463(2021).
  12. Shi, Y., et al. Immunoregulatory mechanisms of mesenchymal stem and stromal cells in inflammatory diseases. Nat Rev Nephrol. 14 (8), 493-507 (2018).
  13. Kassem, D. H., Kamal, M. M. Wharton's jelly MSCs: Potential weapon to sharpen for our battle against DM. Trends Endocrinol Metab. 31 (4), 271-273 (2020).
  14. Saleh, M., Fotook Kiaei, S. Z., Kavianpour, M. Application of Wharton jelly-derived mesenchymal stem cells in patients with pulmonary fibrosis. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 71(2022).
  15. Varaa, N., Azandeh, S., Khodabandeh, Z., Gharravi, A. M. Wharton's jelly mesenchymal stem cell: Various protocols for isolation and differentiation of hepatocyte-like cells; narrative review. Iran J Med Sci. 44 (6), 437-448 (2019).
  16. Hassan, G., Kasem, I., Soukkarieh, C., Aljamali, M. A simple method to isolate and expand human umbilical cord derived mesenchymal stem cells: Using explant method and umbilical cord blood serum. Int J Stem Cells. 10 (2), 184-192 (2017).
  17. Naeem, A., et al. A comparison of isolation and culture protocols for human amniotic mesenchymal stem cells. Cell Cycle. 21 (15), 1543-1556 (2022).
  18. Yoon, J. H., et al. Comparison of explant-derived and enzymatic digestion-derived MSCs and the growth factors from Wharton's jelly. Biomed Res Int. 2013, 428726(2013).
  19. Reinisch, A., Strunk, D. Isolation and animal serum free expansion of human umbilical cord derived mesenchymal stromal cells (MSCs) and endothelial colony forming progenitor cells (CFCs). J Vis Exp. (32), e1525(2009).
  20. Beeravolu, N., et al. Isolation and characterization of mesenchymal stromal cells from human umbilical cord and fetal placenta. J Vis Exp. (122), e55224(2017).
  21. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  22. Samsonraj, R. M., et al. Concise review: Multifaceted characterization of human mesenchymal stem cells for use in regenerative medicine. Stem Cells Transl Med. 6 (12), 2173-2185 (2017).
  23. Sypecka, M., Bzinkowska, A., Sulejczak, D., Dabrowski, F., Sarnowska, A. Evaluation of the optimal manufacturing protocols and therapeutic properties of mesenchymal stem/stromal cells derived from Wharton's jelly. Int J Mol Sci. 24 (1), 652(2022).
  24. Binato, R., et al. Stability of human mesenchymal stem cells during in vitro culture: Considerations for cell therapy. Cell Prolif. 46 (1), 10-22 (2012).
  25. Mushahary, D., Spittler, A., Kasper, C., Weber, V., Charwat, V. Isolation, cultivation, and characterization of human mesenchymal stem cells. Cytometry A. 93 (1), 19-31 (2018).
  26. Hendijani, F. Explant culture: An advantageous method for isolation of mesenchymal stem cells from human tissues. Cell Prolif. 50 (2), 12334(2017).

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