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3D-Cine-Magnetresonanztomographie der Atembewegung bei mechanisch beatmeten Mäusen und Ratten

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DOI:

10.3791/67474

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19. September 2025

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1Department of Radiology and Nuclear Medicine, Amsterdam University Medical Center, 2Department of Intensive Care, Erasmus Medical Center, 3Department of Physiology, Amsterdam University Medical Center, 4Department of Biomedical Engineering & Physics, Amsterdam University Medical Center, 5MR Solutions, 6Department of Intensive Care, Radboud University Medical Center, 7BioMedical Engineering and Imaging Institute, Icahn School of Medicine at Mount Sinai

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Der vorgeschlagene Aufbau ermöglicht eine kontrollierte mechanische Beatmung und Magnetresonanztomographie der 3D-Thoraxbewegung bei Mäusen und Ratten. Wir haben diesen Aufbau verwendet, um die Pathophysiologie zu untersuchen, die der durch mechanische Beatmung induzierten Atemmuskeldysfunktion zugrunde liegt.

Zusammenfassung

Die Pathophysiologie der Zwerchfelldysfunktion bei mechanisch beatmeten Patienten muss noch vollständig verstanden werden, und geeignete Tiermodelle sind erforderlich, um weitere Forschungen zu ermöglichen. Einstellungen für die maschinelle Beatmung, wie z. B. die Höhe des positiven endexspiratorischen Drucks (PEEP), spielen eine entscheidende Rolle. Ziel war es, eine Methode zur Abbildung der 3D-Thoraxbewegung während der mechanischen Beatmung von Mäusen und Ratten bei unterschiedlichen Atemdruckeinstellungen zu entwickeln. Ratten (Wistar) und Mäuse (C57BL/6) wurden mit einer Mischung aus Ketamin, Atropin und Dexmedetomidin anästhesiert. Die Anästhesie wurde durch kontinuierliche Infusion durch einen Peritonealkatheter aufrechterhalten. Anschließend wurde eine Tracheotomie durchgeführt, um eine mechanische Beatmung der Tiere zu ermöglichen. Die Tiere wurden in ein 7T-MRT-System gelegt, während sie mit einem MR-kompatiblen Beatmungsgerät beatmet wurden. Die 3D-Cine-Bildgebung des Thorax wurde unter Verwendung einer 3D-Gradientenechosequenz mit pseudospiralförmiger k-Raum-Füllung durchgeführt. Bei jedem TR wurde ein Navigatorsignal aufgezeichnet, das durch den Gradienten des Aufwicklers der Schichtauswahl erzeugt wurde. Das retrospektive Binning und die Rekonstruktion der Daten in 12 respiratorischen Filmzeiträumen wurde mit einer eigens entwickelten Software durchgeführt. Es ist uns gelungen, die Thoraxbewegung bei beiden Spezies während der mechanischen Beatmung in 3D zu visualisieren, was die Untersuchung von Veränderungen der Thoraxgeometrie während des gesamten Atemzyklus bei unterschiedlichen PEEP-Werten ermöglicht. Wir fanden heraus, dass das retrospektive Binning von Atemschutzrahmen durch die feste Atemfrequenz stark erleichtert wurde. Das hier vorgestellte Protokoll kann verwendet werden, um die Geometrie und Bewegung von Herz und Thorax bei mechanisch beatmeten Mäusen und Ratten zu untersuchen.

Einleitung

Die maschinelle Beatmung ist der Eckpfeiler der Behandlung von akutem Atemversagen auf der Intensivstation. Leider kann es auch zu Verletzungen kommen. Beatmungsinduzierte Lungenschädigung, beatmungsassoziierte Hirnschädigung und beatmungsinduzierte Zwerchfelldysfunktion sind Beispiele für iatrogene Komplikationen im Zusammenhang mit akuter mechanischer Beatmung 1,2,3. Die Pathophysiologie, die diesen Verletzungsmechanismen zugrunde liegt, ist nach wie vor wenig verstanden. Experimentelle Arbeiten an Tieren haben wichtige Mechanismen identifiziert, die Komplikationen der mechanischen Beatmung zugrunde liegen, und ermöglichen eine Übertragung in die klinische Praxis durch die Anwendung neuer Beatmungsstrategien4. Ein aktuelles Beispiel ist die Forschung über den Einfluss von Beatmungsdyssynchronien auf die Zwerchfellfunktion in ARDS-Modellen von Schweinen5. Eine solche Forschung an mechanisch beatmeten Tiermodellen ist von entscheidender Bedeutung, um die Mechanismen der Verletzung aufzuklären, auch wenn derzeit die Tendenz besteht, sich von Tierversuchen zu verabschieden. Studien zu den Auswirkungen der mechanischen Beatmung erfordern ein intaktes kardiopulmonales System und die Fähigkeit, die Pathophysiologie zu simulieren, die häufig auf der Intensivstation zu beobachtenist 4. Großtiermodelle werden häufig verwendet, da sie die menschliche Physiologie besser nachahmen als Nagetiere und mit Geräten beatmet werden können, die auf der Intensivstationeingesetzt werden 4. Die Hauptnachteile sind die hohen Kosten, die mit der Verwendung von Großtieren verbunden sind, und der Mangel an gentechnisch veränderten Großtiermodellen zur Untersuchung molekularer Mechanismen von Krankheiten 6,7. Daher sind Versuche an mechanisch beatmeten Nagetieren unumgänglich, solange keine Alternativen, wie ausgeklügelte Gewebekulturen oder Organ-on-a-Chip-Modelle, zur Verfügung stehen.

Verschiedene Interventionen, die die Ergebnisse bei Tieren verbesserten, ließen sich nicht auf den Menschen übertragen 4,6, was unterstreicht, wie wichtig es ist, zu verstehen, wie sich die häufig verwendeten Tiermodelle der mechanischen Beatmung von denen beim Menschen unterscheiden. Die Auswirkungen der Einstellungen eines Beatmungsgeräts auf das Atmungssystem werden durch eine Vielzahl von Faktoren bestimmt, die speziesspezifisch sein können, wie z. B. Gewebeelastizität, Muskeltonus und Variation in der Reaktion auf häufig verwendete Anästhetika 8,9,10,11. Diese Unterschiede können zu gegensätzlichen Effekten auf die Bewegung und Geometrie von Thorax und Lunge führen, die für die Ungleichheit zwischen Mensch und Tier verantwortlich sein könnten. Die Untersuchung des Einflusses von Beatmungseinstellungen auf die Geometrie und Bewegung des kardiopulmonalen Systems kann Unterschiede zwischen den Spezies aufklären und bei der Übertragung pathophysiologischer Konzepte aus Tierversuchen in das klinische Umfeld helfen. Die technische Weiterentwicklung der bewegungsaufgelösten kardiovaskulären Magnetresonanztomographie hat die Bildgebung des schlagenden Herzens in Nagetiermodellen ermöglicht und Einblicke in Form, Funktion und Pathophysiologie in Nagetiermodellen für Herz-Kreislauf-Erkrankungen gegeben12,13. Diese Methoden werden bei mechanisch beatmeten Tieren zur Abbildung des Thorax und der Bewegung während des Atemzyklus zu wenig genutzt.

Hier stellen wir eine Methode vor, um die Thoraxgeometrie und -bewegungen bei mechanisch beatmeten Nagetieren mittels 3D-Cine-MRT zu untersuchen. Dies ermöglicht es, die akuten Auswirkungen zahlreicher Beatmungsgeräte oder anderer Eingriffe auf die Thoraxgeometrie und -bewegung bei mechanisch beatmeten Nagetieren zu untersuchen. Wir haben eine neuartige pseudospiralförmige, respiratorisch gesteuerte 3D-Cine-MRT-Aufnahme für beatmete Kleintiere angewendet13,14. In dieser ersten Studie untersuchten wir die Auswirkungen des positiven endexspiratorischen Drucks (PEEP), aber diese Methode kann auch verwendet werden, um die Wirkung anderer Interventionen oder Atemeinstellungen zu untersuchen, wie z. B. I:E-Verhältnis, Tidalvolumen und Atemfrequenz. Diese Methode wird eine Reihe von Möglichkeiten für die präklinische Bildgebung von Nagetiermodellen eröffnen, die eine mechanische Beatmung im Bereich der Intensivforschung und darüber hinaus erfordern.

Protokoll

Alle beschriebenen Verfahren wurden gemäß der EG-Richtlinie 86/609 der Europäischen Union durchgeführt. Die Versuche wurden von der Tierethikkommission der Amsterdam UMC, Standort VUmc und AMC, genehmigt. C57BL/N-Mäuse und Wistar-Ratten wurden aus Charles River Laboratorien gewonnen. Für alle Versuche wurden männliche und weibliche Mäuse im Alter von 3-6 Monaten mit einem Gewicht von 25-32 g sowie männliche und weibliche Ratten im Alter von 3-6 Monaten mit einem Gewicht zwischen 200-400 g verwendet. Nahrung und Wasser wurden ad libitum zur Verfügung gestellt. Alle Tiere wurden vor Beginn der Versuche mindestens 1 Woche lang akklimatisiert.

1. Vorbereitung des Setups

  1. Bereiten Sie die Anästhesiemedikamente gemäß den in Schritt 2 genannten Dosierungen vor.
  2. Kalibrieren Sie das mechanische Beatmungsgerät, indem Sie durch das Menü des Beatmungsgeräts scrollen und auf Setup > Weitere Beatmungsgeräte > Calib&Tests klicken. Führen Sie alle vier dort aufgeführten Tests und Kalibrierungen durch: Dichtheitsprüfung, Spülschlauch, Totraum messen und Spülschlauch.
  3. Stellen Sie das MR-fähige Beatmungsgerät in den MR-Raum und ziehen Sie die mit dem MR-fähigen Beatmungsgerät verbundenen Kabel durch die Bohrung des MR-Geräts. Man kann eine Testlunge (z. B. einen kleinen Ballon) verwenden, um die Beatmung des MRT-kompatiblen Beatmungsgeräts zu überprüfen.
  4. Schließen Sie das MR-kompatible Beatmungsgerät an den Kompressor und eine Quelle für den Sauerstofffluss an.
  5. Bereiten Sie eine PEEP-Säule vor, indem Sie eine 10-ml-Messsäule mit Wasser füllen und die Wassertiefe in Zentimetern markieren. Platzieren Sie den Exspirationsschlauch des MR-kompatiblen Beatmungsgeräts in der PEEP-Säule. Eine Übersicht über das Setup ist in Abbildung 1 dargestellt.
  6. Kleben Sie ein Atemkissen locker an die MR-Wiege an der Stelle, an der sich der Brustkorb des Tieres befinden wird.

2. Anästhesie und Beginn der Beatmung

  1. Beginnen Sie die Sedierung des Tieres (Maus oder Ratte), indem Sie es in eine Gaskammer legen, die mit 4 % Isofluran in 100 % O2 gefüllt ist.
  2. Wiegen Sie das Tier, um die Dosis der Anästhesie zu bestimmen. Injizieren Sie 3 mg/kg Bupivacain in die Operationsstelle (Kehlkopfbereich) und tragen Sie Augensalbe auf beide Augen auf.
  3. Legen Sie das Tier auf ein Heizkissen und atmen Sie spontan 2 % bis 4 % Isofluran in 100 % Sauerstoff durch einen Nasenkonus ein. Stellen Sie sicher, dass die Herzfrequenz, die Sauerstoffsättigung und die Temperatur überwacht werden, indem Sie ein Pulsoximeter auf eine der Pfoten des Tieres legen und die Rektumthermometersonde einführen.
  4. Test auf Abwesenheit von Reflexen vor dem Schnitt. Heben Sie die Haut, die den Kehlkopf und die Luftröhre bedeckt, mit einer chirurgischen Zange an und machen Sie einen Schnitt mit einer gebogenen Schere.
  5. Präparieren Sie die Speicheldrüsen und die darunterliegende Muskulatur stumpf, bis die Luftröhre sichtbar ist.
  6. Präparieren Sie mit einer gebogenen, scharfen Pinzette die dorsale Seite der Luftröhre und platzieren Sie eine Pinzette unter der Luftröhre, um eine nicht resorbierbare geflochtene Seidennaht (Größe 6/0) um die Luftröhre zu ziehen.
  7. Fassen Sie die Luftröhre an einem Knorpelring und öffnen Sie die Luftröhre unmittelbar unter dem Ring mit einer Federschere.
  8. Kanülieren Sie die Luftröhre mit einem 20G (Maus) oder 14G (Ratte) Abbocath, der in einer Länge von ca. 1-1,5 cm geschnitten wird. Binden Sie die Naht um die kanülierte Luftröhre, um einen luftdichten Verschluss zu gewährleisten.
  9. Beginnen Sie die Beatmung des Tieres mit einem Atemzugvolumen von 7 ml/kg, einer Häufigkeit von 150 BPM für Mäuse und 80 BPM für Ratten, 2 cmH2O PEEP mit 3 % Isofluran in 100 % Sauerstoff.
  10. Führen Sie eine intraperitoneale Injektion der Induktionsdosis der Injektionsanästhesie durch (Maus: Ketamin 126 mg/kg, Dexmedetomidin 0,1 mg/kg, Atropin 0,5 mg/kg; Ratte: Ketamin 90 mg/kg, Dexmedetomidin 0,25 mg/kg, Atropin 0,05 mg/kg) und verringern Sie nach 5 Minuten allmählich den Isofluranfluss (3 % auf 0 % in 10 Minuten), um einen reibungslosen Übergang von der Gas- zur Injektionsanästhesie zu ermöglichen.
  11. Legen Sie 24 g Abbocath intraperitoneal und verbinden Sie es mit dem Perfusor mit den folgenden Raten Maus: Ketamin 36 mg/kg/h, Dexmedetomidin 0,02 mg/kg/h, Atropin 0,075 mg/kg/h; Ratte: Ketamin 30 mg/kg/h, Dexmedetomidin 0,015 mg/kg/h, Atropin 0,075 mg/kg/h. Infusion starten.
    HINWEIS: Wir führten eine Tracheotomie durch, um die Tiere anstelle einer oralen Intubation zu beatmeten, da wir so eine Naht um die Luftröhre legen konnten. Dies war erforderlich, um Luftleckagen zu verhindern, die für die Aufrechterhaltung eines ausreichenden PEEP von entscheidender Bedeutung sind.

3. MRT unter mechanischer Beatmung

  1. Legen Sie das Tier in Rückenlage in die dafür vorgesehene MR-Wiege und platzieren Sie die entsprechende MR-Spule für Mäuse oder Ratten darüber, während Sie die Tracheotomiekanüle im Auge behalten.
  2. Stoppen und trennen Sie das in 1.2 verwendete Beatmungsgerät und die Anästhesiepumpe und transportieren Sie das Tier in den MRT-Raum. Schließen Sie das Tier wieder an das MR-kompatible Beatmungsgerät an und beginnen Sie mit der Beatmung mit einem Atemzugvolumen von 10 ml/kg und einer Frequenz von 150 BPM für Mäuse und 80 BPM für Ratten. Das Atemzugvolumen ist größer als bei dem Beatmungsgerät, das in 1.2 zur Rekrutierung von Lungengewebe verwendet wird, das während des Transports kollabiert sein könnte.
  3. Schließen Sie die Anästhesiepumpe mit den oben genannten Geschwindigkeiten wieder an, um die Narkosetiefe aufrechtzuerhalten. Je nach MRT-System platzieren Sie die Anästhesieschläuche innerhalb oder außerhalb der MRT-Bohrung.
  4. Platzieren Sie den Sensor des Sättigungs- und Herzfrequenzmessers an der Hintergliedmaße des Tieres und setzen Sie die Rektumthermometersonde ein. Verbinden Sie das Atemüberwachungssystem mit dem Atemkissen. Überprüfen Sie alle Signale und stellen Sie sicher, dass die Herzfrequenz, die Sauerstoffsättigung und die Temperatur im physiologischen Bereich liegen.
    HINWEIS: Die Atemüberwachung sollte die am MRT-kompatiblen Beatmungsgerät eingestellte Atemfrequenz anzeigen und wird nur zur Erkennung der Atemanstrengung des Tieres verwendet. Bei Atemanstrengung des Tieres zeigt die Atmungskurve zusätzliche Spitzen. Dies erfordert die Verabreichung einer zusätzlichen Dosis Anästhesie (1/3 der anfänglichen Induktionsdosis).
  5. Legen Sie das Tier mit der Spule mittig über dem Thorax in den MRT-Scanner und verbinden Sie die Hochfrequenzkabel mit der Spule. Es gibt eine separate Spule und eine Wiege, um den Größenunterschied zwischen Mäusen und Ratten auszugleichen (Rattenspule und Wiege haben einen größeren Durchmesser im Vergleich zur Mausspule). Tauchen Sie den Exspirationsschlauch 6 cm in die Wassersäule ein und verabreichen Sie 6 cmH2O PEEP.
  6. Titrieren Sie das Atemzugvolumen auf 7-9 ml/kg in Abhängigkeit von der Sauerstoffsättigung (wählen Sie das niedrigste Atemzugvolumen, das mit einer Sättigung von 100 % möglich ist).

4. Scan-Erfassung

HINWEIS: Tabelle 1 gibt einen Überblick über die Scaneinstellungen.

  1. Verwenden Sie vom Hersteller spezifizierte Methoden, um HF-Kalibrierung und Shimming durchzuführen.
  2. Nehmen Sie einen SCOUT mit fünf Bildern in koronaler und axialer Ausrichtung auf und stellen Sie sicher, dass sich der volle Thorax im Sichtfeld (FOV) befindet. Ein SCOUT ist ein schneller Scan, der für die Planung der anderen Bildebenen verwendet wird und in der Regel ein größeres Sichtfeld abdeckt als die anderen Bilder. Stellen Sie bei Bedarf die Position des Tieres in der Wiege neu ein und wiederholen Sie den SCOUT.
  3. Planen Sie die 2D-Scans (siehe Tabelle 1 und Abbildung 2) auf den SCOUT-Bildern. Stellen Sie sicher, dass die koronale und sagittale Ebene den gesamten Thorax bedecken.
    HINWEIS: Die Sagittalebene wird auf der Oberseite des rechten Hemidiaphragmas platziert, um den Teil des Herzens innerhalb des Sichtfelds zu begrenzen. Durch die Aufnahme des SCOUT bei 6 cmH2O PEEP stellen wir sicher, dass das Zwerchfell in der kaudalsten Position abgebildet wird.
  4. Nehmen Sie die 2D-Scans bei 6 cmH2O PEEP auf und rekonstruieren Sie die Bilder sofort, um die Positionierung des Tieres zu überprüfen und die Bildqualität sicherzustellen (befolgen Sie Schritt 6). Passen Sie bei Bedarf die Positionierung des Sichtfelds oder des Tieres an und wiederholen Sie die Scans.
  5. Planen Sie den 3D-Scan (Abbildung 2), indem Sie das Sichtfeld um den gesamten Thorax herum platzieren und die 2D-Scans abdecken. Stellen Sie sicher, dass sich etwa 20 % des Sichtfelds in Schnittrichtung außerhalb des Tieres befinden, um Faltartefakte zu vermeiden.
    HINWEIS: Die 2D-Scans werden dem Protokoll hinzugefügt, da die Erfassungszeit kürzer ist als bei den 3D-Scans und sie daher geeignet sind, um die Wirkung von Eingriffen schnell zu testen.
  6. Erfassen Sie den 3D-Scan mit dem erforderlichen pseudospiralförmigen k-Raum-Probenahmeschema (Abbildung 3), das ein robustes retrospektives Binning der Daten und die Visualisierung der Atembewegung ermöglicht14.
  7. Wiederholen Sie die 2D- und 3D-Scans bei 3 und 0 cmH2O PEEP. Die Gesamtscanzeit betrug 2,5 Minuten pro 2D-Scan und 15 Minuten pro 3D-Scan.
    HINWEIS: In diesem Fall haben wir PEEP während der Experimente angepasst. Wir wählten 0, 3 und 6 cmH2O PEEP, weil wir aus Experimenten (früheren Forschungen und laufenden Studien) mit langzeitbeatmeten Tieren wissen, dass diese PEEP-Spiegel zu relevanten Veränderungen in der Zwerchfell- und Thoraxgeometrie führen15. Darüber hinaus haben wir uns in dieser Arbeit für die Verwendung von null, einem mittleren und einem hohen PEEP-Niveau entschieden, um die Wirkung von PEEP zu zeigen. Je nach Fragestellung sind weitere Interventionen möglich. So kann beispielsweise die Wirkung von Muskelrelaxantien oder anderen Medikamenten auf die Thoraxgeometrie untersucht werden. Das Protokoll ermöglicht es uns, die Auswirkungen der Intervention auf das Subjekt zu untersuchen.

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Abbildung 1: Überblick über den Aufbau. (A) Ein schematischer Überblick über den Aufbau, (B) der Spulenaufbau für eine Maus, (C) der Spulenaufbau für eine Ratte mit einer größeren Bohrung als die Mausspule, (D) der Aufbau der Spule in Bezug auf den MRT-Scanner, (E) die PEEP-Säule mit Exspirationsschlauch, der bei 3 cmH2O PEEP platziert ist, und (F) eine Nahaufnahme des Ventils, das die Beatmung reguliert, Angabe, welche Röhrchen in die PEEP-Säule gelegt werden sollten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 2: Planung der MRT-Bilder für die 2D- und 3D-Filme. Die Abbildung zeigt, wie das Sichtfeld für die 2D-Scans in sagittaler und koronaler Orientierung (obere und mittlere Reihe) und für die 3D-Scans in sagittaler Orientierung (untere Reihe) eingestellt wurde. Die linke Spalte stellt eine der Scheiben des SCOUT in axialer Ausrichtung auf Herzhöhe dar, die mittlere Spalte zeigt eine Scheibe der SCOUT in koronaler Ausrichtung und die rechte Spalte zeigt eine Scheibe in axialer Ausrichtung auf Höhe der Leber. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 3: MR-Pseudospiral-Probenahmemuster. Das Probenahmemuster ist in ky/kz-Phasenkodierungsrichtung mit einer Matrixgröße von 80 x 80 und optimiert für retrospektives Respiratory Motion Binning. Spiralen entstehen, indem man in der Mitte des k-Raumes beginnt und sich dann nach außen und innen dreht, wodurch sich jede Spirale wiederholt. Das gesamte Probenahmemuster wird mit 25 Wiederholungen durchgeführt, um ausreichende Daten innerhalb jedes Atemrahmens zu generieren. Jede Spirale hat eine andere Farbe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

5. Ende des Versuchs

  1. Nachdem Sie alle Scans abgeschlossen haben, nehmen Sie das Tier aus dem Scanner. Die Tiere können den Versuch aufgrund der Tracheotomie nicht überleben. Euthanasieren Sie Mäuse mit Gebärmutterhalsluxation und Ratten durch Ausblutung.
  2. Speichern Sie alle rohen und rekonstruierten MR-Dateien.
Scan-TypGradient Echo SCOUTGradient Echo 2DGradient Echo 3D
OrientierungKoronal und sagittalKoronal und sagittalSagittal
k-Space-StichprobenschemaKartesischKartesischPseudo-Spirale
Anzahl der Scheiben10180
Dicke der Scheibe (mm)1 (Maus)1 (Maus)0,38 (Maus)
1 (Ratte)1 (Ratte)0,81 (Ratte)
Scheiben-Spalt (mm)2 (Maus)0 (Maus)0 (Maus)
5 (Ratte)0 (Ratte)0 (Ratte)
Slice-Probenahme*0.80.80.8
FOV (lesen x Phase x Scheibe; mm)35 x 35 (Maus)30 x 23 (Maus)30 x 23 x 30 (Maus)
80 x 80 (Ratte)65 x 49 (Ratte)65 x 49 x 65 (Ratte)
Matrixgröße (Frequenz x Phase)256 x 192 cm256 x 192 cm211 x 80 x 80 cm
TR / TE (ms)453284533045328
Flip-Winkel (°)151510
Anzahl der Wiederholungen807025
Auslösen der AtemwegeNeinJa, rückblickendJa, rückblickend
Bildgebungszeit (min:s)2:022:2316:00
PEEP-Werte (cmH2O)66, 3, 06, 3, 0

Tabelle 1: Erfassungsparameter für alle Scans. * Die Schichtabtastung gibt an, welcher Prozentsatz des Schichtauswahlimpulses für die Bildgebung verwendet wird

6. Bildrekonstruktion

  1. Um die Bildrekonstruktion durchzuführen, verwenden Sie die intern entwickelte Software, die auf GitHub16 verfügbar ist. Führen Sie diese Schritte für alle Scans mit einem Navigator durch, der ein retrospektives Respiratory Gating erfordert.
    HINWEIS: Es wurde zuvor von Daal et al. beschrieben, aber diese Arbeit konzentrierte sich auf die kardiale Bildgebung13. Hier beschreiben wir eine Methode zur Rekonstruktion von respiratorischen Gated Bildern des gesamten Thorax.
  2. Laden Sie die Rohdatendatei, indem Sie auf MRD laden klicken. Dies visualisiert das rohe Navigatorsignal und sein Spektrum im oberen linken Bereich. Wenn das Atemsignal nicht deutlich sichtbar ist, passen Sie den primären Navigator im Reiter Einstellungen an.
  3. Geben Sie in Herz-/Atemschutzfilter die am MRT-kompatiblen Beatmungsgerät eingestellte Atemfrequenz ein und stellen Sie die Breite auf 15 ein. Die Einstellungen in den anderen Feldern sind für diese Art der Rekonstruktion nicht relevant. Drücken Sie Filter , um die Einstellungen zu übernehmen, was zu einem abgegrenzten Navigatorsignal führt, wie in Abbildung 4 dargestellt. Stellen Sie sicher, dass das rote Signal im Feld Respiration Navigator und Respiration Rate dem blauen, rohen Navigatorsignal folgen.
  4. Wählen Sie in Cine den Respiratory Movie aus und stellen Sie die Anzahl der Bilder auf 12 und die Anzahl der Dynamik auf 1 ein. Aktivieren Sie im Reiter Geometrie den PCA (Stufe 8) und den Klingelfilter. Drücken Sie K-Leerzeichen sortieren , um die Einstellungen zu übernehmen.
  5. Wenden Sie in den CS reco-Parametern die folgenden Einstellungen an: WVxyz 0.0010, TVxyz 0.0000, LLRxyz 0.0050, TVcine 0.015, TVdyn 0.000. Drücken Sie Reco Movies , um die Rekonstruktion zu starten.
  6. Überprüfen Sie die Rekonstruktion im unteren rechten Bereich, indem Sie durch die Frames und (falls zutreffend) Slices scrollen. Exportieren Sie die rekonstruierten Bilder, indem Sie auf DCM exportieren und/oder GIF exportieren drücken.

7. Bildanalyse

HINWEIS: Abhängig von der Forschungsfrage können aus den Filmbildern mehrere Ergebnisparameter berechnet werden. Hier konzentrieren wir uns auf Parameter, die die Thoraxgeometrie, das Lungenvolumen und die Exkursion quantifizieren.

  1. Öffnen Sie einen entsprechenden DICOM-Viewer, z.B. die in der Materialtabelle erwähnte Software und laden Sie ein 2D-Cine, indem Sie auf Datei > Öffnen klicken und die 2D-Cine-Dateien auswählen. Identifizieren Sie den Rahmen mit der höchsten Membranposition (endexspiratorischer Rahmen). Wählen Sie den Rahmen aus und öffnen Sie ihn im DICOM-Viewer.
  2. Messen Sie die anterior-posterioren und kraniokaudalen Lungenabmessungen (Abbildung 5) im sagittalen 2D-Cine und die Links-Rechts-Dimension im koronalorientierten 2D-Cine manuell mit der Messtaste im microdicom. Wiederholen Sie diese Messungen für alle PEEP-Spiegel oder andere Eingriffe. Diese Messungen können auch in einem Bild des 3D-Films durchgeführt werden, abhängig von der Wahl der Scans.
  3. Laden Sie das 3D-Cine in das 3D-Bildanalyseprogramm und platzieren Sie das Bild in der richtigen Ausrichtung, indem Sie auf Werkzeuge > Bild neu ausrichten klicken. Geben Sie SPL als RAI-Code ein. Wählen Sie den endexspiratorischen Frame aus, indem Sie unter "Werkzeuge" > "Ebeneninspektor " durch die Dynamik scrollen und dann die Komponentennummer erhöhen.
  4. Initialisieren Sie die Segmentierung, indem Sie den mittleren Teil der Lunge für jede Ausrichtung manuell in zwei Scheiben konturieren (Abbildung 6). Verwenden Sie den Pinselmodus und passen Sie bei Bedarf die Größe des Pinsels an.
  5. Starten Sie die 3D-Segmentierung, indem Sie in der Hauptsymbolleiste auf Aktive Kontur drücken. Stellen Sie sicher, dass das rote Feld (ROI) den gesamten Thorax abdeckt. Aktivieren Sie Mit aktueller Segmentierung initialisieren und drücken Sie 3D-Segment.
  6. Wählen Sie Schwellenwerte als Vorsegmentierungsmodus aus, und verwenden Sie nur einen oberen Schwellenwert, indem Sie den Schwellenwertmodus ganz rechts auswählen. Drücken Sie Weiter. Überspringen Sie dann den Schritt des Hinzufügens von Blasen, indem Sie erneut auf Weiter drücken. Da die Segmentierung bereits in Schritt 7.5 initialisiert wurde, ist es nicht erforderlich, Blasen hinzuzufügen.
  7. Starten Sie das aktive Contouring, indem Sie die Play-Taste drücken und pausieren Sie es, sobald die Segmentierung die Ränder der Lunge erreicht. Scrollen Sie durch die Bilder, um die Segmentierung zu überprüfen. Drücken Sie auf Fertigstellen , um die Segmentierung abzuschließen.
  8. Drücken Sie auf Aktualisieren , um die 3D-Segmentierung im unteren linken Bereich zu visualisieren und zu untersuchen und zu drehen.
  9. Speichern Sie die Segmentierung als NiFTI, indem Sie auf Segmentierung klicken > Segmentierungsbild und STL-Mesh-Datei speichern, indem Sie auf Segmentierung > Segmentierungsgitter exportieren klicken.
  10. Notieren Sie sich das Lungenvolumen, das Sie unter Segmentierung, Volumen und Statistik finden.
  11. Registrieren Sie die Bilder der anderen Atemzustände in der End-Exspiration-Dynamik mithilfe des Skripts, das in der ergänzenden Codierungsdatei 1 bereitgestellt wird. Wenden Sie die berechneten Transformationen auf die Segmentierung an, was zu einer Segmentierung für jede Dynamik führt. Verwenden Sie diese Segmentierungen, um Ergebnisparameter zu berechnen, z. B. Auslenkungen in alle Richtungen.

Ergebnisse

Unter Verwendung des in dieser Studie beschriebenen Protokolls untersuchten wir eine Gruppe von 8 gesunden C57BL/6 WT-Mäusen und 8 Wistar WT-Ratten erfolgreich mit einem 7-Tesla-MRT-Scanner. Wir waren in der Lage, die Tiere bei unterschiedlichen PEEP-Werten mechanisch zu beatmeten und grundlegende physiologische Parameter während des Scans zu überwachen (Abbildung 7).

In Abbildung 5 ist ein Beispiel für drei 2D-Scans im endexspiratorischen Rahmen gezeigt, die eine Maus und eine Ratte in sagittaler Orientierung zeigen. Wie zu sehen ist, führt PEEP bei beiden Tieren zu einer kaudalen Verschiebung des Zwerchfells, aber bei Mäusen geht dies auch mit einer Verbreiterung des Thorax einher, was sich in einer Zunahme des anterior-posterioren Durchmessers zeigt.

Diese qualitativ hochwertigen Scans zeigen, dass wir mit dieser Technik die Größe der verschiedenen Teile des Thorax messen und die Auswirkungen verschiedener Beatmungseinstellungen auf die Bewegung des Thorax und des Zwerchfells zeigen können. Die kurze Scanzeit ermöglicht den Vergleich der Ergebnisparameter, an denen man interessiert ist, innerhalb der Probanden, wodurch die erforderliche Anzahl von Tieren reduziert wird. Tabelle 2 zeigt die Ergebnisparameter aller Tiere.

Abbildung 8 zeigt die Lungensegmentierungen der endexspiratorischen Dynamik auf drei PEEP-Ebenen mit dem entsprechenden Lungenvolumen. Wie erwartet führte eine Erhöhung des PEEP zu einer Zunahme des Lungenvolumens. Die 3D-Filme werden auch als Film in Supplementary Video 1 und Supplementary Video 2 angezeigt.

figure-results-1
Abbildung 4: Screenshot der Software, mit der die Bilder rekonstruiert wurden, mit retrospektivem Gating der Daten. Das Gating der Daten basiert auf dem Navigatorsignal. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 5: Repräsentative Ergebnisse von 2D-Bildern an einer Ratte und einer Maus auf drei PEEP-Ebenen, mit den Abmessungen der anterior-posterioren und kranio-kaudalen Lunge. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 6: Screenshot der Software, die zur Segmentierung der Lunge in den 3D-Filmen verwendet wird. Im linken oberen Bereich wird eine axiale Ansicht des 3D-Cine gezeigt, wobei die Lunge rot segmentiert ist. Im rechten oberen Bereich wird eine sagittale Ansicht angezeigt, in der die Lunge rot segmentiert ist. Im linken unteren Bereich wird ein 3D-Rendering der segmentierten Lunge angezeigt. Im Links-Rechts-Bereich ist eine koronale Ansicht zu sehen, in der die Lunge rot segmentiert ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 7: Vitalparameter der Tiere während der Versuche. N = 8 Mäuse (blau), N = 8 Ratten (orange). Die Daten werden als Mittelwert mit SD angezeigt. Beachten Sie den Abfall der Herzfrequenz, wenn die Tiere in eine chirurgische Anästhesieebene eintreten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 8: 3D-Segmentierung der Lunge auf drei PEEP-Ebenen mit den entsprechenden Lungenvolumina. Segmentierung einer Rattenlunge bei PEEP 0 (linke Spalte), PEEP 3 (mittlere Spalte) und PEEP 6 (rechte Spalte). In der oberen Reihe ist die hintere Seite der Lunge zu sehen. In der mittleren Reihe ist die vordere Seite der Lunge zu sehen. Die Volumina, die in der unteren Reihe gezeigt werden, werden innerhalb der 3D-gerenderten Lungen gemessen, die in dieser Abbildung zu sehen sind. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Ergänzendes Video 1: 3D-Film einer Maus. Bitte klicken Sie hier, um dieses Video herunterzuladen.

Ergänzendes Video 2: 3D-Film einer Ratte. Bitte klicken Sie hier, um dieses Video herunterzuladen.

Ergänzende Codierungsdatei 1: Skript zum Registrieren der Segmentierungen für andere Erfassungen. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Diskussion

Diese Studie zeigt, dass die 3D-MRT-Bildgebung mit retrospektivem Gating die Messung der Thoraxbewegung in zwei Tiermodellen während der mechanischen Beatmung ermöglicht. Diese Techniken haben das Potenzial, in der zukünftigen Forschung zur kardialen und thorakalen Bildgebung bei mechanisch beatmeten Mäusen und Ratten eingesetzt zu werden. Wir stellten fest, dass das retrospektive Binning aufgrund der festen Atemfrequenz sehr robust war.

Ein kritischer Schritt des Protokolls ist die korrekte Positionierung der Tiere innerhalb der MRT-Spulen. Während des Scannens ist es nicht möglich, die Tiere neu zu positionieren. Darüber hinaus ist die Aufrechterhaltung der Normothermie sehr wichtig, um sicherzustellen, dass die Messungen unter physiologischen Bedingungen durchgeführt werden, da Anästhetika durch periphere Vasodilatation eine Hypothermie verursachen können und die Radiofrequenzimpulse dieses MRT-Protokolls Hyperthermie verursachen können17,18. In Abbildung 7 sind Schwankungen der Körpertemperatur während der kurzen Zeit um die Übergabe der Tiere an den Scanner (um die 1-Stunden-Marke) zu sehen, in der keine Wärme von außen zugeführt wird. Ein weiterer kritischer Schritt ist die Titration der Anästhesie, insbesondere bei Mäusen. Die Anästhesieebene, in der die Mäuse keine Atemanstrengung zeigen, aber stabile Vitalparameter aufrechterhalten, ist eng und erfordert eine sorgfältige Überwachung des Atemsignals und eine Anpassung der Anästhesieinfusionsraten. Bei Ratten traten solche Probleme innerhalb des Bereichs der verwendeten Sedierung nicht auf. Die Bildqualität wird negativ beeinflusst, wenn es zu Atemanstrengungen des Tieres kommt, da die Bilder anhand der eingestellten Atemfrequenz retrospektiv rekonstruiert werden. Es ist möglich, ein anderes Anästhesieschema zu verwenden, wie z. B. eine Inhalationsanästhesie mit Isofluran oder alternative Injektionsanästhetika, die eine stärkere Unterdrückung der Atemanstrengung bewirken. Das in diesem Protokoll verwendete Kleintierbeatmungsgerät CWE-MRI-1 ist mit Inhalationsanästhetikakompatibel 19.

Es gibt drei kritische Schritte zur Reproduktion der in dieser Studie vorgeschlagenen MRT-Methode. Zunächst muss die gleiche grundlegende MRT-Sequenz (d. h. 3D-FLASH) verwendet werden. Eine solche Sequenz ist auf praktisch allen MRT-Systemen verfügbar. Zweitens kann die in dieser Arbeit erwähnte k-Raum-Trajektorie (Pseudo-Spirale) einen Software-Patch erfordern, der benutzerdefinierte k-Space-Trajektorien ausführen kann. Wir laden die Leser ein, sich an den entsprechenden Autor zu wenden, wenn sie die Akquisition wiederholen möchten. Es gibt Erfahrung in der Implementierung dieser Art der Akquisition auf Systemen anderer Anbieter. Schließlich ist die Rekonstruktionspipeline, die wir als Open-Source-Software zur Verfügung stellen, herstellerneutral und daher auf alle präklinischen Systeme anwendbar.

Wir haben uns aus mehreren Gründen für retrospektives Triggering und Binning gegenüber dem prospektiven Triggering entschieden. In erster Linie bieten retrospektives Triggering und k-Space-Datenbinning volle Flexibilität bei der Anzahl der rekonstruierten respiratorischen CINE-Frames, was es uns ermöglicht, die zeitliche Auflösung, die räumliche Auflösung und das Signal-Rausch-Verhältnis zu optimieren. Darüber hinaus führt die prospektive Triggerung am Ende jedes Atemzyklus zu einer Totzeit, während der Scanner auf den nächsten Trigger wartet, was den stationären Zustand stören und zu einem unvollständigen Zyklus führen kann. Bei der mechanischen Beatmung ist diese Totzeit minimal, aber immer noch vorhanden.

Die Haupteinschränkung dieses Protokolls ist die Unfähigkeit, den Atemwegs- oder Speiseröhrendruck zu messen. Unseres Wissens gibt es auf dem Markt keine MRT-kompatiblen Lungen- oder Speiseröhrendrucksensoren für Kleintiere. Eine weitere Einschränkung ist das Fehlen kontinuierlicher Blutdruckmessungen im MRT. Das Anästhesieprotokoll basierte auf früheren institutionellen Forschungsergebnissen. Atropin wurde aufgrund der zuvor beobachteten hohen Prävalenz von Bradykardie und Hypotonie hinzugefügt. Obwohl eine kontinuierliche Blutdrucküberwachung aufgrund von Einschränkungen in der MRT-Umgebung nicht möglich war, ist eine Hypertonie unwahrscheinlich, da keine Tachykardie beobachtet wurde (Abbildung 7). Die in diesem Protokoll verwendete Überwachung bestand aus Herzfrequenz, Sauerstoffsättigung, Temperatur und einem Atemsignal, das auf der Bewegung der Brustwand basierte. Anhand dieser Messungen kann ein Überblick über die Vitalparameter der Tiere die Verabreichung der Anästhesie leiten, aber eine Blutdruckmessung könnte eine Überdosierung von Tieren mit Atemanstrengung verhindern. Weitere MRT-Studien zur Atmungsphysiologie mechanisch beatmeter Nagetiere sind nicht veröffentlicht, aber diese Methode kann für eine Vielzahl von Forschungsfragen außerhalb der Atemwegsforschung eingesetzt werden. Das im Manuskript erwähnte Rekonstruktionsprogramm (Retrospektive) kann auch zur Rekonstruktion von Bildern während des gesamten Herzzyklus verwendet werden, so dass der Forscher hochauflösende Bilder des Herzens und der Gefäße ohne Bewegungsartefakte aufnehmen kann. Dieses Protokoll kann in jedem Projekt angewendet werden, das eine mechanische Beatmung von Ratten oder Mäusen während des Scannens erfordert. Man kann zum Beispiel in Erwägung ziehen, den Zusammenhang zwischen den Einstellungen der mechanischen Beatmung und der Herzfunktion zu untersuchen. Weitere Optionen sind die Bildgebung von Tieren mit offenem Brustkorb oder nach Operationen, die eine mechanische Beatmung erfordern.

Offenlegungen

Ruslan Garipov ist Angestellter der MR Solutions Ltd., Guildford, Großbritannien.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch den ZonMW Grant 09120011910004 (GS, CO, LH) und den NIH Grant 5R01HL121500 (CO) unterstützt.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Ausrüstung
  11 Plus Digitale Dual-SpritzenpumpeHarvard-Apparatur (USA)229193-2Dual-Spritzenpumpe mit programmierbaren Funktionen für Labore
AccuSens Ein- und Mehrkanal-SignalaufbereiterOpsens solutions inc. (Kanada)ACS-P4-N-62SCWird mit einem faseroptischen Temperatursensor verwendet, um die Körpertemperatur zu überwachen
Faseroptischer Temperatursensor Opsens solutions inc. (Kanada)OTP-M
Maus-HalterungÉ Ausstattung Vé té rinaire Minerve (Frankreich)
Mousestat Jr. Kent-scientific (USA)MSTAT-JRDer MouseSTAT Jr. bietet  genaue Pulsoximetrie sowohl bei Mäusen als auch bei Ratten.
MR-ScannerMR Solutions Lt. (Vereinigtes Königreich)MRS-7024
MR-kompatibles Monitoring & Anschnittsystem für KleintiereSA Instruments, Inc. (USA)1030RT-Modul (Atmungsschnittstellenmodul), ERT-Steuer-/Gating-Modul, Batteriepack
MRI-1-kompatibles BeatmungsgerätCWE (USA)12-07000Mechanisches Beatmungsgerät, das für die Beatmung von Kleintieren in Magnetresonanzumgebungen geeignet ist. Er belüftet nach einem volumengeregelten, auf Durchfluss x Zeit basierenden Prinzip unter Verwendung von Pneumatikventilen.
Multistation-Temperiergerät und High Flow PCAÉ Ausstattung Vé té rinaire Minerve (Frankreich)
PEEP-SäuleUmfunktionierte Flüssigkeitsmesssäule
Physiosuite BeatmungsgerätKent-scientific (USA)Mechanisches Beatmungsgerät, das für die Beatmung von Kleintieren geeignet ist. Er belüftet nach einem volumengeregelten, druckgeregelten Prinzip.
Pulsoximeter Pfotensensoren, MRT-kompatibelKent-scientific (USA)SPO2--MRTMRT-kompatibler Pfotensensor für Mousestat Jr.
RattenwiegeÉ Ausstattung Vé té rinaire Minerve (Frankreich)
HF-Spule, MausMR Solutions Lt. (Vereinigtes Königreich)38 mm Mausvolumen-HF-Spule für Mauskörperstudien
HF-Spule, RatteMR Solutions Lt. (Vereinigtes Königreich)65 mm  HF-Spule mit Rattenvolumen für Körperstudien an Ratten
Chirurgische Instrumente
Abbocath 14G, 20G, 22G, 24GAbbocath14G, 20G, 22G für die Verwendung als Endotrachealtubus, 24G für die intraperitoneale Infusion der Anästhesie
Ethilon 3-0  FD-1 Naht mit NadelEthicon (USA)663H
Pinzette #55Dumont (Schweiz)55
Metzenbaum SchereWerkzeuge für die Feinwissenschaft (Deutschland)14017-14
NadelhalterWerkzeuge für die Feinwissenschaft (Deutschland)12005-15
Nicht resorbierbares geflochtenes Seidennaht 6/0Werkzeuge für die Feinwissenschaft (Deutschland)18020-60
FederschereWerkzeuge für die Feinwissenschaft (Deutschland)15033-09
Stevens-Tenotomie-SchereWerkzeuge für die Feinwissenschaft (Deutschland)14064-11
Pinzette zum Binden von NähtenWerkzeuge für die Feinwissenschaft (Deutschland)18025-10
Klebeband medipore3M (USA)
Medikation
Atropin 0,25 mg/ml
Dexmedetomidin 0,5 mg/ml DexdormitorOrion pharma (Finnland)
Duratears AugensalbeAlcon Nederland BV (Niederlande)
IsofluranAST pharma (Frankreich)
Ketamin 100 mg/ml KetexxAlfasan (Niederlande)
Vaseline VaselineUnilever (Niederlande)
Software
ElastixInstitut für Bildwissenschaften, UMC Utrecht (Niederlande)
ItksnapUniversität von Pennsylvania (USA)
Matlab 2019aWolfram Research Inc (USA)
MikrodicomMicrodicom (Bulgarien)
RetrospektivAmsterdam UMC (Niederlande)

Referenzen

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