Das vorliegende Protokoll beschreibt ein standardisiertes Operationsverfahren zur Induktion von Karotisaneurysmen in einem Mausmodell durch einen einzigen chirurgischen Eingriff.
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Methodenartikel
Ein Mausmodell der Karotis-Aneurysmabildung
* These authors contributed equally
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Zerebrale Aneurysmen treten bei etwa 2 % bis 5 % der Bevölkerung auf und stellen aufgrund ihrer hohen Mortalitäts- und Morbiditätsraten bei einer Ruptur ein erhebliches Problem für die öffentliche Gesundheit dar. Trotz Fortschritten in der Forschung bleibt die Entwicklung effektiver und reproduzierbarer Tiermodelle eine Herausforderung. Unter den verfügbaren Modellen sind chirurgisch induzierte Aneurysmen weit verbreitet; Die technische Komplexität dieser Verfahren schränkt jedoch oft ihre Zugänglichkeit ein. Diese Methoden erfordern umfangreiche chirurgische Expertise und sind mit höheren intraoperativen Mortalitätsraten oder inkonsistenter Aneurysmabildung verbunden, was die Zuverlässigkeit der experimentellen Ergebnisse beeinträchtigen kann. Um diese Einschränkungen zu beheben, wird in diesem Videoartikel ein vereinfachtes chirurgisches Verfahren zur Induktion von Karotisaneurysmen bei Mäusen vorgestellt, das in einer einzigen Sitzung durchgeführt wird. Dieser optimierte Ansatz hat eine beeindruckende Erfolgsquote von 87 % bei der Induktion von Karotisaneurysmen bei weiblichen Mäusen gezeigt. Durch die Reduzierung technischer Herausforderungen und die Verbesserung der Reproduzierbarkeit bietet diese Methode eine praktische und zuverlässige Alternative für die Hirnaneurysmaforschung. Seine weit verbreitete Einführung könnte standardisierte Studien erleichtern, die Entwicklung therapeutischer Strategien beschleunigen und letztendlich unser Verständnis der Aneurysma-Pathophysiologie verbessern.
Einleitung
Zerebrale Aneurysmen sind lokalisierte Dilatationen in den Wänden zerebraler Blutgefäße, von denen etwa 2 % bis 5 % der Allgemeinbevölkerung betroffen sind. Eine Ruptur dieser Aneurysmen kann zu einer Subarachnoidalblutung führen, die mit hohen Mortalitäts- und Morbiditätsraten einhergeht 1,2. Um die Pathogenese zerebraler Aneurysmen zu verstehen und potenzielle therapeutische Ziele zu identifizieren, sind zuverlässige und reproduzierbare Tiermodelle erforderlich, die die menschliche Krankheit nachahmen. In diesem Artikel wird eine standardisierte Operationsmethode zur Induktion von Karotisaneurysmen bei Mäusen vorgestellt, die eine praktische und effiziente Alternative zu technisch anspruchsvolleren intrakraniellen Modellen bietet3.
Die Entwicklung dieser Technik ist motiviert durch die Herausforderungen, die mit bestehenden zerebralen Aneurysmamodellen verbunden sind. Intrakranielle Aneurysmamodelle sind zwar weit verbreitet, erfordern jedoch komplexe chirurgische Eingriffe und sind durch das kleine Kaliber der intrakraniellen Gefäße begrenzt, was ihre Nützlichkeit für die Prüfung endovaskulärer Geräte und anderer Eingriffe beeinträchtigt 4,5. Darüber hinaus verringern Unterschiede in den in den Studien verwendeten Methoden – wie z. B. Unterschiede in den Elastase-Konzentrationen und Expositionszeiten – die Reproduzierbarkeit und behindern studienübergreifende Vergleiche. Durch die Standardisierung des Verfahrens beseitigt diese Technik diese Einschränkungen und bietet eine hohe Erfolgsrate bei der Aneurysma-Induktion bei minimalem chirurgischen Risiko.
Im Vergleich zu alternativen Methoden bietet das Karotisaneurysma-Modell mehrere deutliche Vorteile. Erstens werden durch das vereinfachte chirurgische Verfahren technische Barrieren abgebaut, wodurch es für ein breiteres Spektrum von Laboren zugänglicher wird. Zweitens erleichtert das größere Kaliber der Halsschlagader im Vergleich zu intrakraniellen Gefäßen die Erprobung von Therapieansätzen, einschließlich endovaskulärer Geräte. Frühere Studien haben Variationen dieses Modells mit vielversprechenden Ergebnissen gezeigt, aber inkonsistente Protokolle haben die Reproduzierbarkeit eingeschränkt 6,7. Unser Ansatz verfeinert diese Methoden, erreicht eine Erfolgsquote von 87 % bei weiblichen Mäusen und gewährleistet die Konsistenz der Experimente.
Im breiteren Kontext der Literatur sind Tiermodelle für zerebrale Aneurysmen entscheidend für das Verständnis von Krankheitsmechanismen, die Bewertung therapeutischer Ziele und die Entwicklung von Interventionsstrategien. Es wurden Modelle für verschiedene Arten entwickelt, darunter Zebrafische, Ratten, Kaninchen und Hunde, jedes mit einzigartigen Vorteilen und Einschränkungen 3,8. Dieses Karotisaneurysmamodell ergänzt das bestehende Repertoire, indem es ein ausgewogenes Verhältnis zwischen technischer Machbarkeit und Relevanz für menschliche Krankheiten bietet, was es zu einer idealen Option für Forscher macht, die ein zuverlässiges, reproduzierbares Modell für präklinische Studien suchen.
Diese Methode eignet sich besonders gut für Laboratorien, die die molekularen und biomechanischen Grundlagen der Aneurysmabildung untersuchen, pharmakologische Wirkstoffe testen oder endovaskuläre Geräte evaluieren möchten. Die Forscher sollten prüfen, ob die anatomischen und physiologischen Merkmale dieses Modells mit ihren spezifischen experimentellen Zielen übereinstimmen. Durch die Bereitstellung eines standardisierten, reproduzierbaren Protokolls zielt diese Technik darauf ab, die Forschung an zerebralen Aneurysmen voranzutreiben und eine größere Konsistenz zwischen Studien in diesem Bereich zu fördern.
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Protokoll
Das Tierprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee (IS00022015) der University of Pittsburgh genehmigt. Für die Experimente wurden weibliche C57BL/6J-Wildtyp-Mäuse (WT) im Alter von 6-8 Wochen verwendet. Die verwendeten Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Vorbereitung der Tiere
- Anästhesie einleiten.
- Platzieren Sie die Maus in einer Induktionskammer und verabreichen Sie Isoflurangas in einer Konzentration von 3 % bis 4 % zur Induktion mit einem Anästhesieverdampfersystem (gemäß den institutionell anerkannten Protokollen). Stellen Sie die Durchflussmenge auf 1,0-1,5 l/min Sauerstoff ein.
- Überwachen Sie das Tier auf Anzeichen einer vollständigen Anästhesie (z. B. mangelnde Reaktion auf äußere Reize und verminderte Atemfrequenz).
- Transfer in die Operationsstelle.
- Sobald die Maus vollständig anästhesiert ist, übertragen Sie sie auf die Operationsstation, während die Isoflurananästhesie bei einer Erhaltungskonzentration von 1-3% und einer Sauerstoffflussrate von 0,8-1,0 l/min gehalten wird. Stellen Sie sicher, dass die Maus über einen Nasenkonus mit dem Anästhesiesystem verbunden ist.
- Aufrechterhaltung der Temperatur.
- Positionieren Sie die Maus auf einem auf 36 °C voreingestellten Wärmekissen. Bringen Sie einen Temperaturfühler an, um die Körpertemperatur während des gesamten Eingriffs kontinuierlich zu überwachen. Passen Sie die Einstellung des Wärmekissens bei Bedarf an, um eine stabile Temperatur zu halten.
2. Vorbereitung auf die Operation
- Das Tier bewegungsunfähig machen.
- Platzieren Sie die Maus in Rückenlage. Verwenden Sie Streifen chirurgisches Klebeband, um jedes Glied sanft an der Operationsplattform zu befestigen und sicherzustellen, dass der Körper ohne übermäßige Spannungen stabilisiert wird.
- Rasieren Sie den Halsbereich.
- Rasieren Sie das Fell mit einer kleinen chirurgischen Schermaschine ab der Halsregion (ca. 2 cm x 2 cm Fläche). Entfernen Sie lose Haare mit steriler chirurgischer Gaze.
- Sterilisieren Sie die Operationsstelle.
- Tragen Sie zwei Runden Povidon-Jod-Lösung mit Applikatoren mit Wattespitze auf den Halsbereich auf, gefolgt von zwei Runden 70%igem Ethanol. Lassen Sie den Bereich zwischen den Anwendungen an der Luft trocknen, um eine ordnungsgemäße Sterilisation zu gewährleisten.
3. Stadium I: Ligatur der Arteria carotis communis
- Bestätigen Sie die Anästhesie.
- Führen Sie einen Zehenquetschtest mit einer stumpfen Pinzette durch. Fehlender Rückzug oder Reflexbewegung bestätigt eine adäquate Anästhesie.
- Führen Sie einen Schnitt in der Mittellinie durch.
- Machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen 1 cm langen vertikalen Schnitt entlang der Mittellinie des Halses, beginnend direkt unterhalb der Kieferlinie. Schnitt durch die Dermis und die darunterliegende Faszie.
- Legen Sie die Unterkieferdrüse frei.
- Verwenden Sie eine stumpfe Pinzette, um die Unterkieferdrüse seitlich zu mobilisieren, und achten Sie darauf, das umgebende Gewebe nicht zu beschädigen. Heben Sie die Drüse vorsichtig an und trennen Sie sie durch stumpfe Dissektion vom Brustbein.
- Sichern Sie die Drüse mit einem kleinen sterilen Retraktor oder Clip, um ein freies Operationsfeld zu erhalten.
- Legen Sie den M. sternocleidomastoideus (SCM) frei.
- Identifizieren Sie visuell den ipsilateralen M. sternocleidomastoideus (SCM). Heben Sie den Muskel mit einer stumpfen Pinzette sanft an und fädeln Sie eine 5-0 geflochtene Seidennaht darunter. Reflektieren Sie den Muskel seitlich, indem Sie vorsichtig an der Naht ziehen, um die Halsschlagaderscheide freizulegen.
- Isolieren Sie die Halsschlagader.
- Öffnen Sie die Halsschlagaderschleuse mit einer scharfen Pinzette. Trennen Sie die Halsschlagader vorsichtig von der angrenzenden Halsvene und dem Vagusnerv.
- Um die Sicht zu verbessern, führen Sie eine sterile Silikonmanschette oder einen Retraktor unter die Halsschlagader ein. Vermeiden Sie Traumata der Arterie oder der umliegenden Strukturen.
- Lilizieren Sie die Halsschlagader.
- Schöpfen Sie mit einer scharfen Pinzette die Halsschlagader und fädeln Sie eine 9-0-Naht darunter ein. Binden Sie einen sicheren Doppelknoten, um die Arterie zu ligieren und die richtige Spannung zu gewährleisten, um den Blutfluss zu verschließen, ohne das Gefäß zu beschädigen. Schneiden Sie die Nahtanden ab, um Gewebeirritationen zu minimieren.
- Schließen Sie den Schnitt.
- Nähern Sie sich den Hauträndern mit sterilem Nylonnaht (5-0) oder chirurgischen Klammern. Üben Sie sanften Druck mit steriler Gaze aus, um die Blutstillung zu gewährleisten.
4. Nachsorge
- Überwachen Sie das Tier.
- Beobachten Sie das Tier täglich auf klinische Anzeichen von Komplikationen wie vorzeitiger Aneurysmaruptur (nachgewiesen durch plötzliche Lethargie oder Hämatome), Schlaganfall, Krampfanfälle oder signifikanten Gewichtsverlust (>10 % des Ausgangsgewichts).
- Tiere mit schweren Symptomen (gemäß institutionell anerkannten Protokollen) unverzüglich einschläfern, um Schmerzen und Leiden zu minimieren.
- Wundversorgung
- Tragen Sie unmittelbar nach der Operation 4% Lidocain-Gel auf die Inzisionsstelle auf, um die Schmerzen lokal zu lindern. Tragen Sie eine dünne Schicht antibiotische Salbe (z. B. Bacitracin) auf, um eine Infektion zu verhindern. Wiederholen Sie die Wundversorgung täglich für mindestens 3 Tage oder bis die Wunde Anzeichen einer Heilung zeigt.
- Wiederherstellungsumgebung
- Setzen Sie das Tier in einen sauberen Auffangkäfig mit weicher Einstreu. Stellen Sie sicher, dass Sie Zugang zu erwärmten Flüssigkeiten oder einem Feuchtigkeitsgel haben, um die Regeneration zu unterstützen. Überwachen Sie, bis das Tier vollständig wach und mobil ist, und bringen Sie es dann in seine Standardhaltung zurück.
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Ergebnisse
Insgesamt 15 weibliche Wildtyp-Mäuse (WT) wurden dem Aneurysma-Induktionsverfahren nach dem beschriebenen standardisierten Protokoll unterzogen (Abbildung 1). Zwei Wochen nach der Operation wurde bei etwa 87 % der Mäuse erfolgreich eine Aneurysmabildung erreicht, was durch eine grobmorphologische Untersuchung bestätigt wurde (Abbildung 2 und Abbildung 3). Diese Ergeb...
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Diskussion
Das durch Ligatur der Halsschlagader induzierte Karotisaneurysmamodell wurde ursprünglich in den 1970er Jahren von Yasargil und Matsuda beschrieben, die Venentransplantate verwendeten, um die Aneurysmaentwicklung zu induzieren 9,10. Spätere Modifikationen dieser Technik, einschließlich der Hinzufügung einer Elastase-Behandlung und einer Karotisligatur, haben die Erzeugung größerer Karotisaneurysmen auf effizientere und schnellere...
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 5-0 absorbierbare geflochtene Naht | Ethicon / Ethilon | J463G | |
| 5-0 nicht absorbierbare Monofilamentnaht | Ethicon / Ethilon | 8698G | |
| 9-0 nicht absorbierbare Monofilamentnaht | Ethicon / Ethilon | 2829G | |
| Alkohol-Prep-Pads | Medline | CUR45585RB | |
| Animal Pocket Pro Raser | Wahl | 9861-900 | |
| Dumont #5 Zange | Roboz | RS-5058 | |
| Dumont Titan-Pinzette; Muster #5 | Roboz | RS-5050 | |
| Graefe Forceps | Roboz | RS-5138 | |
| Graefe-Gewebepinzette | Roboz | RS-5155 | |
| Lidocain, 4 %, topisch | Medline | 52565-009-50 | |
| Mikroclip gerade, 5 mm | Roboz | RS-5420 | |
| Mikro-Sezierende Schere | Roboz | RS-5610 | |
| Mikro-Sclip-Gerade, 8 mm | Roboz | RS-5424 | |
| Mückenzangen, 4" | Roboz | RS-7100 | |
| Nitrilhandschuhe | Fisherbrand | 19-130-1597 | |
| Penicillin-Streptomycin | Thermo Fisher | 15140122 | |
| Schweinepankreaselastase | Worthington | LS002274 | |
| Povidon-Jod | Medline | MDS093943 | |
| Schere, extra-fein | Roboz | RS-5880 | |
| Schere, in Ordnung | Roboz | RS-5840 | |
| Sterile 0,9 % Kochsalzlösung | Baxter | 2B1324X | |
| Steriler Baumwollapplikator | Dynarex | 4303 | |
| Sterile Einweg-OP-Handtücher, Blau | Medline | MDT2168202H | |
| Tegaderm Transparenter Filmverband | 3M | 1624W |
Referenzen
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