Methodenartikel

Ein einzigartiges Mausmodell zur quantitativen Beurteilung der Biofilmbildung auf chirurgischen Implantaten bei subkutanem Abszess

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DOI:

10.3791/68067

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6. Juni 2025

 ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Orthopaedic Trauma Institute (OTI), University of California, San Francisco (UCSF), 2Rosies Base, LLC, 3Department of Neurological Surgery, Weill Institute for Neurosciences, Brain and Spinal Injury Center (BASIC), University of California, San Francisco (UCSF)

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein einzigartiges experimentelles Modell implantatbedingter Infektionen, das die gleichzeitige Inkubation von zwei Implantaten mit Bakterien unter identischen Bedingungen innerhalb einer einzigen Maus ermöglicht. Es ermöglicht auch eine präzise Beurteilung der Biofilmbildung auf Implantatoberflächen mit optimierten vergleichenden Analysemethoden und demonstriert fortschrittliche Techniken zur Bewertung der antimikrobiellen Eigenschaften von Biomaterialien.

Zusammenfassung

Um ein neuartiges Biomaterial mit antibakteriellen Eigenschaften für orthopädische chirurgische Eingriffe zu entwickeln, ist die Etablierung eines experimentellen Tiermodells für implantatbedingte Infektionen, das den pathologischen Zustand genau nachahmt, von entscheidender Bedeutung. Zusätzlich ist ein quantitativer Vergleich mit Kontrollproben erforderlich, um die Biofilmbildung auf Materialien zu beurteilen. Aktuelle Tiermodelle, bei denen jedem Individuum ein einzelnes Material implantiert wird, können jedoch aufgrund der Heterogenität des Infektionsstatus bei den Probanden zu inkonsistenten Ergebnissen führen. Darüber hinaus bleibt die genaue Quantifizierung der Biofilmbildung auf Materialien in vivo eine Herausforderung, und die Ergebnisse sind möglicherweise nicht zuverlässig. Um diese Probleme zu lösen, wurde in dieser Studie ein einzigartiges Mausmodell für implantatbedingte Infektionen demonstriert, das die gleichzeitige Inkubation von zwei Implantaten mit Bakterien in einer geschlossenen Umgebung innerhalb einer einzigen Maus ermöglicht, wodurch ein eingekapselter subkutaner Abszess gebildet wird. Unter der Haut des Rückens wurde zunächst ein ausgereifter Airpouch erstellt. Zwei Edelstahldrähte wurden miteinander verbunden und in den Beutel gelegt, gefolgt von der Inokulation mit Xen 36, einem biolumineszierenden Stamm von Staphylococcus aureus. 14 Tage nach der Inokulation hatte sich ein subkutaner Abszess um die Drähte gebildet. Der Biofilm wurde vollständig von der Oberfläche jedes Drahtes entfernt, und die gelösten bakteriellen Suspensionen wurden mit optimierten Methoden genau gemessen, um die Biofilmbildung auf dem Implantat zu beurteilen, koloniebildende Einheiten zu bestimmen und eine quantitative Polymerase-Kettenreaktionsanalyse durchzuführen. Durch die Nutzung des Lux-Operons der biolumineszierenden Bakterien wurden die relativen Expressionsniveaus von luxA und 16S rRNA verwendet, um die bakterielle Belastung innerhalb des Biofilms auf jedem Draht zu bestimmen. Dieser optimierte vergleichende analytische Ansatz ermöglicht eine präzise Beurteilung der Biofilmbildung auf zwei Drähten unter einheitlichen Infektionsbedingungen innerhalb eines einzigen Mausmodells und kann die Weiterentwicklung von Biomaterialien mit antibakteriellen Eigenschaften erleichtern.

Einleitung

Implantatbedingte Infektionen stellen im klinischen Umfeld nach wie vor eine große Herausforderung dar, da sie in der orthopädischen Chirurgie trotz Fortschritten in der Operationstechnik und im Implantatdesign hohe Morbiditäts- und Mortalitätsraten verursachen können1. Obwohl die Inzidenz von Infektionen im Zusammenhang mit chirurgischen Implantaten aufgrund moderner Standards der aseptischen Kontrolle im Operationssaal und geeigneter Protokolle für die perioperative Antibiotikaprophylaxe deutlich zurückgegangen ist, bleibt die Inzidenz implantatbedingter Infektionen in der Primärchirurgie bei 2 % bis 5 %2.

Der primäre zugrundeliegende Mechanismus implantatbedingter Infektionen ist die Bildung eines Biofilms auf den Implantatoberflächen, der Mikroorganismen vor Antibiotika und das Immunsystem schützt, wodurch die Infektion schwer auszurotten ist 3,4. Da die bakterielle Adhäsion auf der Implantatoberfläche in der ersten Phase der Biofilmbildung von entscheidender Bedeutung ist, ist die Minimierung der bakteriellen Adhäsion und der anschließenden Biofilmbildung eine wesentliche Strategie, um das Risiko implantatbedingter Infektionen zu verringern. Trotz der antibakteriellen Eigenschaften verschiedener Implantattechnologien wurden diese aufgrund von unerwünschten Ereignissen wie Zelltoxizität und Allergien klinisch nicht weit verbreitet eingesetzt 5,6,7,8. Daher besteht nach wie vor ein ungedeckter klinischer Bedarf an antibakteriellen Implantaten, die Sicherheit, Wirksamkeit, Stabilität und Haltbarkeit in Einklang bringen, um das Risiko implantatbedingter Infektionen zu verringern. Die Erforschung und Entwicklung von Implantaten mit antibakteriellen Eigenschaften könnte die Operationstechnik voranbringen, um diese Probleme zu überwinden.

Die Bewertung der antibakteriellen Eigenschaften verschiedener Biomaterialien anhand von Kleintiermodellen ist unerlässlich, bevor zu größeren Tiermodellen und klinischen Studien übergegangen wird9. Zahlreiche Studien haben anwendbare Mausmodelle für implantatbedingte Infektionen unter Verwendung eines biolumineszierenden Bakteriums gezeigt, das das luxABCDE-Operon 10,11,12,13,14,15 enthält. Diese Modelle beschleunigen zwar die Forschung zur Entwicklung antibakterieller Implantate oder Technologien, haben aber gewisse Einschränkungen. Erstens sind häufig fortgeschrittenes Fachwissen und spezielle Geräte wie Röntgenstrahlen oder spezielle Bildgebungssysteme erforderlich, um die bakterielle Belastung auf den in Mausmodellen platzierten Implantaten direkt und genau zu beurteilen. Zweitens können bei gesammelten Implantaten zwar in der Regel ein einzelnes Implantat an einer einzigen Infektionsstelle pro Tier bewertet werden, die Infektionsbedingungen und immunologischen Reaktionen jedoch von Individuum zu Individuum variieren, was möglicherweise zu unterschiedlichen Ergebnissen vergleichender Bewertungen führt. Wenn man die antibakterielle Wirkung verschiedener Biomaterialien in vivo vergleicht, ist es daher vorteilhafter, sie in einheitlichen Umgebungen zu implantieren und mit Bakterien zu impfen, um diese Probleme anzugehen. Darüber hinaus ist es unerlässlich, die derzeitige Methodik zu optimieren und quantitative Bewertungen mit Reproduzierbarkeit und Genauigkeit durchzuführen, indem die Eigenschaften des Tiermodells und der verwendeten Bakterien ausgenutzt werden.

Diese Studie stellt einen neuartigen experimentellen Ansatz für in vivo implantatbedingte Infektionen vor, der präzise Messungen zur Beurteilung der Biofilmbildung auf den Oberflächen von zwei Implantaten innerhalb eines einzigen Mausmodells durch vergleichende inter- und intraindividuelle Analysemethoden ermöglicht. Der Biofilm auf jedem Implantat kann mit optimierten Methoden zur Visualisierung des Biofilms auf dem Implantat, zur Bestimmung der koloniebildenden Einheiten (KBE) und zur quantitativen Polymerase-Kettenreaktion (qPCR)-Analyse eines biolumineszierenden Stammes von Staphylococcus aureus, Xen 36, quantifiziert werden. Die vorangegangene Studie zeigte, dass ein neuartiges Metallimplantat unter Verwendung dieses umfassenden Ansatzes eine vielversprechende antibakterielle Wirksamkeit in vivo gegen Staphylococcus aureus besitzt16. Diese Methodik kann leicht in einer Standardlaborumgebung implementiert werden und kann die Forschung zur Entwicklung antibakterieller Biomaterialien beschleunigen.

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Protokoll

Alle Tierverfahren sind vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) an der University of California San Francisco (UCSF) genehmigt und werden in einer BSL2-Einrichtung nach Absprache und Genehmigung durch das UCSF Biosafety Hazard Program durchgeführt, das von UCSF Environmental Health and Safety verwaltet wird. Es wurden männliche und weibliche C57BL/6-Mäuse (12-16 Wochen alt, 25-50 mg) verwendet. Die Details zu den Reagenzien und den verwendeten Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung der Bakterien

  1. Als Erreger wird der biolumineszierende Staphylococcus aureus Xen36 (ATCC49525) verwendet.
    HINWEIS: Dieser Stamm stammt aus der American Type Culture Collection (Manassas, VA) und verwendet auf einzigartige Weise ein luxABCDE-Operon , das optimiert und in das native Plasmid des Wirts integriert ist. Xen36 verwendet auch das Kanamycin-Resistenzgen, das mit dem Lux-Operon verbunden ist.
  2. Fügen Sie eine kleine Menge gefrorener Glycerinbrühe von Xen 36 hinzu und geben Sie die Stücke in 5 ml tryptische Sojabrühe (TSB) Medium mit 200 μg/ml Kanamycin.
  3. Inkubieren Sie die Kultur über Nacht bei 37 °C in einem Schüttelinkubator (200 U/min).
  4. Xen36 auf TSB-Agarplatten (TSB in Agar 1,5%) mit 200 μg/mL Kanamycin auftragen und über Nacht bei 37 °C inkubieren.
  5. Einzelne Kolonien von Xen36 isolieren und über Nacht in 5 ml TSB mit 200 μg/ml Kanamycin in einem Schüttelinkubator (200 U/min) bei 37 °C kultivieren.
  6. Messen Sie die Absorption der resultierenden Kultur bei 630 nm.
  7. Verdünnen Sie die Kultur und stellen Sie eine Xen36-Kultur von 1,0 x 108 KBE/ml her, basierend auf der Extinktion bei 630 nm.
    HINWEIS: Eine Absorptionsmessung bei 630 nm (gegenüber einem TSB-Rohling) von 0,5 entspricht in etwa 1,0 x 108 KBE/ml Xen36.
  8. Verdünnen Sie die Kultur und stellen Sie eine Xen36-Kultur von 1,0 x 105 KBE/ml her.

2. Präparation von verbundenen Implantaten

  1. Verwenden Sie zwei stabförmige Drähte aus handelsüblichem chirurgischem Edelstahl (SUS316L) mit einer Länge von jeweils 8 mm und einem Durchmesser von 0,5 mm.
  2. Verbinden Sie die beiden Drähte vertikal, indem Sie sie in beide Enden einer 20-μl-Pipettenspitze einführen, die auf eine Länge von ca. 3 mm geschnitten ist.
    HINWEIS: Führen Sie die vertikal verbundenen Drähte in die Spitze der 18-G-Nadel ein (Abbildung 1). Stellen Sie sicher, dass die Drähte fest mit der Pipettenspitze befestigt sind, um ein Trennen zu verhindern.
  3. Autoklavieren Sie die Drähte, bevor Sie sie chirurgisch in die Mäuse implantieren.

3. Schaffung eines reifen subkutanen Beutels

HINWEIS: 7 Tage vor der bakteriellen Inokulation den Luftbeutel wie folgt erstellen:

  1. Betäubung der Maus (C57BL/6) mit 2% Isofluran durch Inhalation (nach institutionell anerkannten Protokollen).
    HINWEIS: Beurteilen Sie das geeignete Anästhesieniveau, indem Sie die Atemfrequenz, den Muskeltonus, das Einklemmen der Zehen, den Hornhautreflex und die Farbe der Schleimhäute beobachten. Verwenden Sie Augensalbe auf den Augen, um Trockenheit während der Narkose zu verhindern.
  2. Bringen Sie die anästhesierte Maus auf das Operationsbett und rasieren Sie die dorsale Hals-/Brustregion der Maus.
  3. Tupfen und sterilisieren Sie die gesamte Region mit 70% Ethanol und Povidon-Jod.
  4. Füllen Sie eine 10-ml-Spritze mit steriler Luft und halten Sie eine 27-g-Nadel an den Auslass.
  5. Kneifen und heben Sie die Basis des Maushalses vorsichtig an, um Platz zwischen dem Unterhautgewebe und der Faszie zu schaffen.
  6. Platzieren Sie die Nadel in der Mittellinie zwischen den Schulterblättern der Maus und injizieren Sie 3 ml sterile Luft subkutan, um den Luftbeutel zu erstellen (Abbildung 2).
    HINWEIS: Halten Sie beim Einspritzen von Luft beide Seiten des Rückens mit der anderen Hand nach unten, um sicherzustellen, dass sich die Luft in der Mitte des Rückens ausbreitet und in der Mitte ein Beutel entsteht.
  7. Setzen Sie die Maus wieder in einen mit einem Wärmeleitpad erwärmten Käfig und überwachen Sie sie genau, bis sie sich von der Narkose erholt hat.
  8. Injizieren Sie 3 ml sterile Luft wie oben beschrieben, um das Aufblasen der Kavität aufrechtzuerhalten und alle 2 Tage einen reifen Beutel zu erstellen.
    HINWEIS: Saugen Sie vor jedem Aufblasen die Luft aus dem Beutel an, um die korrekte Platzierung der Nadelspitze zu bestätigen. Nehmen Sie die Spritze vorsichtig von der Nadel und lassen Sie die Nadelspitze im Beutel. Blasen Sie den Beutel mit 3 mL steriler Luft wieder auf.

4. Implantation der angeschlossenen Drähte und bakterielle Inokulation

  1. 7 Tage nach der ersten Luftinjektion betäuben Sie die Maus wie in Schritt 3.1 beschrieben.
    HINWEIS: Überprüfen Sie während des chirurgischen Eingriffs ständig, ob die Maus atmet und betäubt ist. Der gesamte chirurgische Eingriff dauert in der Regel 10-15 Minuten, wenn er von einem ausgebildeten Chirurgen durchgeführt wird. Die Anästhesie wird aufrechterhalten, indem ein Schlauch, der 2% Isofluran gemischt mit Sauerstoff liefert, in der Nähe der Mausschnauze platziert wird.
  2. Tupfen und sterilisieren Sie die gesamte Region mit 70% Ethanol und Povidon-Jod.
  3. Injizieren Sie Bupivacain unmittelbar vor der Operation subkutan.
  4. Machen Sie einen 3 mm langen Mittellinien-Längsschnitt am oberen Rand des Beutels.
  5. Führen Sie eine 18-G-Nadel mit den angeschlossenen Drähten durch das Loch in den Beutel ein und drücken Sie die Drähte mit einer Innenspritze einer 25-G-Spinalnadel heraus (Abbildung 3A,B).
  6. Lassen Sie die Spitze der 18-g-Nadel im Beutel, entfernen Sie vorsichtig den inneren Zylinder und injizieren Sie mit der Spritze 3 ml Xen36-Kultur von 1,0 x 105 KBE/ml (Abbildung 3C,D).
  7. Entfernen Sie vorsichtig alle Nadeln, verschließen Sie die Haut mit einem Wundclip und verschließen Sie sie mit topischem Hautkleber (Abbildung 3E,F).
  8. Stellen Sie sicher, dass keine Leckagen vorhanden sind, legen Sie die Maus wieder in den einzelnen Käfig, der mit einem Wärmeleitpad erwärmt wurde, und überwachen Sie sie wie zuvor.

5. Extraktion der Implantate aus dem subkutanen Abszess

  1. Nach der Euthanasie durch Überdosierung von Isofluoran ist die dorsale Hals-, Brust- und Lendenwirbelsäule der Maus zu rasieren und die gesamte Region mit 70 % Ethanol und Povidon-Jod abzutupfen und zu sterilisieren (Abbildung 4A).
    HINWEIS: Die Euthanasie wurde in Übereinstimmung mit den Richtlinien der American Veterinary Medical Association (AVMA) für die Euthanasie von Tieren durchgeführt.
  2. Machen Sie einen 2 cm langen Schnitt in der Mittellinie im Lendenbereich und peelen Sie das Unterhautgewebe vorsichtig mit einer Schere.
  3. Verlängern Sie die Inzision und die subkutane Dissektion proximal und trennen Sie das anhaftende Gewebe, das den Abszess umgibt (Abbildung 4B - D).
  4. Exzidieren Sie den gesamten subkutanen Abszess (Abbildung 4E).
  5. Schneiden Sie den Abszess ab und ziehen Sie den Draht vorsichtig aus der Innenseite des Abszesses heraus (Abbildung 4F).

6. Quantifizierung des gebildeten Biofilms auf den Implantatoberflächen

  1. Kristallviolett-Assay
    1. Legen Sie die aus dem Abszess extrahierten Drähte in einzelne Vertiefungen einer 24-Well-Platte, die 1 ml deionisiertes (DI) Wasser enthält.
    2. Übertragen Sie die Drähte in neue Vertiefungen mit 1 ml DI-Wasser, um lose anhaftende Bakterien von der Oberfläche der Drähte zu entfernen.
    3. Den Biofilm mit 100% Ethanol 1 min auf den Drähten fixieren und trocknen lassen.
    4. Übertragen Sie die Drähte in neue Vertiefungen, die 1 ml 0,1 % Kristallviolett-Reagenz enthalten.
    5. Waschen Sie die Drähte nach 15 Minuten Färbung vorsichtig zweimal mit DI-Wasser, um überschüssige Farbe zu entfernen.
    6. Setzen Sie das Implantat 15 Minuten lang in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen mit 250 μl 33%iger Essigsäure ein. Solubilisieren Sie das Kristallviolett, das am Biofilm auf dem Implantat haftet, und wirbeln Sie es anschließend 1 Minute lang vortexen.
    7. Übertragen Sie 200 μl der Suspension auf eine 96-Well-Platte und messen Sie die Extinktion bei OD630 nm mit einem Mikroplatten-Reader. Alle Messungen werden in dreifacher Ausfertigung durchgeführt.
  2. Zählung von koloniebildenden Einheiten (KBE)
    1. Entfernen Sie lose anhaftende Bakterien von der Oberfläche der Drähte, wie in Schritt 6.1.2 beschrieben.
    2. Setzen Sie das Implantat in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen mit 200 μl 10x Trypsin ein und inkubieren Sie es 1 h lang bei 37 °C.
    3. 1 min Vortex und 5 min Beschallung in einem Wasserbad bei 100 W, gefolgt von einem zusätzlichen Vortexen für 30 s, um den Biofilm in der Suspension abzulösen.
    4. 10 μl der seriell verdünnten Suspension auf die TSB-Agarplatten (TSB in Agar 1,5%) mit 200 μg/mL Kanamycin imkulieren.
      HINWEIS: Führen Sie dieses Verfahren für jede Lösung in dreifacher Ausführung aus.
    5. Nachdem Sie die Platten 24 Stunden lang bei 37 °C inkubiert haben, zählen Sie die Kolonien auf den Platten und berechnen Sie die Anzahl der Bakterienzellen in der Originalkultur mit der mittleren Koloniezahlvon 17.
      HINWEIS: Um sicherzustellen, dass alle Bakterien von den Drähten entfernt werden, was für eine genaue Messung entscheidend ist, färben Sie die Drähte mit Kristallviolett und beobachten Sie sie, nachdem Sie die Suspension auf die Platten aufgetragen haben. In den Vorversuchen gelang es, durch die Kombination der oben genannten mechanischen und chemischen Dissoziation alle Xen36-Biofilme von den Oberflächen des herkömmlichen Edelstahldrahtes zu entfernen (Abbildung 5).
  3. Analyse der quantitativen Polymerase-Kettenreaktion (qPCR)
    1. Entfernen Sie lose anhaftende Bakterien von der Oberfläche der Drähte, wie in Schritt 6.1.2 beschrieben.
    2. Platzieren Sie das Implantat in ein 1,5-ml-Mikroröhrchen mit 600 μl TSB.
    3. Extraktion der DNA mit dem pelletfreien modifizierten alkalischen Lysesystem16.
      HINWEIS: Das endgültige Volumen der eluierten DNA beträgt 20 μl.
    4. Verdünnen Sie die DNA 1:10 und lagern Sie sie bei -20 °C.
    5. Durchführung einer qPCR für die luxA - und 16S-rRNA-Gene 16.
      HINWEIS: Alle qPCR-Reaktionen werden in dreifacher Ausfertigung durchgeführt. Das Gesamtvolumen der Reaktionsmischung beträgt 10 μl und enthält 3 μl DNA-Template, 5 μl SYBR Green, 1 μl nukleasefreies Wasser und 0,5 μl jedes Primers. Primer für das luxA-Gen sind 5'- GAGCATCATTTCACGGAGTTTG -3' und 5'- ATAGCGGCAGTTCCTACATTC -3'. Primer für das 16S rRNA-Gen sind 5'- GTGGAGGGTCATTGGAAACT - 3' und 5'- CACTGGTGTTCCTCCATATCTCTC - 3'. Die PCR-Bedingungen sind wie folgt: anfängliche Denaturierung für 2 min bei 94 °C, gefolgt von 40 Zyklen à 15 s bei 94 °C, 30 s bei 60 °C und 30 s bei 72 °C und eine abschließende Verlängerung bei 72 °C für 5 min.
    6. Der Mittelwert der Drei-Zyklus-Schwellenwerte (Ct) wird gegen eine Kalibrierungskurve aufgetragen, die mit DNA erstellt wurde, die direkt aus seriell verdünnten reinen Xen36-Kulturen aufgereinigt wurde, um die bakterielle Belastung des Implantats abzuschätzen (Abbildung 6).

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Ergebnisse

In dieser Studie wurde die Zuverlässigkeit eines umfassenden Ansatzes unter Verwendung eines neuartigen Mausmodells für implantatbedingte Infektionen mit optimierten quantitativen Bewertungen der Biofilmbildung auf Implantatoberflächen untersucht, das in der vorherigen Studieverwendet wurde 16. Die beiden identischen Implantate wurden verwendet, um den auf ihren Oberflächen gebildeten Biofilm zu untersuchen, um zu überprüfen, ob beide Implantate gleichzeitig unter ...

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Diskussion

Diese Studie demonstrierte einen umfassenden Ansatz für eine präzise quantitative Bewertung der Biofilmbildung auf mehreren Implantaten unter Nutzung eines neuartigen Mausmodells und optimierter Analysetechniken für implantatbedingte Infektionen. Um sicherzustellen, dass zwei Implantate unter identischen Infektionsbedingungen bei ein und demselben Probanden inkubiert wurden, wurde durch wiederholte Luftinjektionen ein reifer subkutaner Beutel in einer einzigen Maus hergestellt. Dieses Mo...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass keine konkurrierenden Interessen bestehen.

Danksagungen

Diese Forschung wurde teilweise durch ein kooperatives Forschungsprogramm der NSF Industry/University mit dem Namen Center for Disruptive Musculoskeletal Innovations (IIP-1916629), Komatsuseiki Kosakusho Co., Ltd. und Rosies Base, LLC finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
EssigsäureTHOMAS WISSENSCHAFTLICH12-16-15-00
Agilent BioTek 800 TS Absorptions-LesegerätAgilentBT800TS
Air-Tite sterile Injektionsnadeln, Nadelstärke: 18 gFISCHER WISSENSCHAFTLICH14817151 (CS)
BD Spinal Nadeln: 25 gFISCHER WISSENSCHAFTLICH22043805
Tisch-Inkubator-SchüttlerFISCHER WISSENSCHAFTLICH
Branson Ultraschallbad, 115 VAC, 60 HzFISCHER WISSENSCHAFTLICH2489500
Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Ultraschallgerät)RPI-T48500-500.0
Zentrifuge sorvall picoFISCHER WISSENSCHAFTLICH
CFX96 Echtzeit-Optikmodul qPCR-SystemBIO-RAD
Kompakter Sterilisator, 30LTHOMAS SCIENTIFIC LLC22A00N096 (EA/1)
Kristallviolett, 1%, Lösung SCI_EDFISCHER WISSENSCHAFTLICH10114-58-6
Falcon 24-Well-ZellkulturplatteFISCHER WISSENSCHAFTLICH877125
Falcon 96-Well-ZellkulturplatteFISCHER WISSENSCHAFTLICH8771001
Fisherbrand Digitaler Vortex-MischerFISHER SCIENTIFICS
KanamycinTHOMAS SCIENTIFIC LLC 15160054
Mannitol-Salz-Agar 
FISHER SCIENTIFIC 
Micirobiologischer InkubatorThermo Scientific51028063H
PBS, phosphatgepufferte Kochsalzlösung
Staphylococcus aureus ATCC 49525 (Xen36)Perkin Elmer119243
SYBR Green I Nukleinsäure-Gel-BeizeFISCHER WISSENSCHAFTLICH
Trypsin 10x (2,5%)FISCHER WISSENSCHAFTLICH15090046
Tryptische Sojabrühe NETA SCIENTIFIC INC 
Zyppy Plasmid Miniprep KiFISCHER WISSENSCHAFTLICH501977785Pelletfreies modifiziertes alkalisches Lysesystem

Referenzen

  1. Wukich, D. K., Lowery, N. J., McMillen, R. L., Frykberg, R. G. Postoperative infection rates in foot and ankle surgery: a comparison of patients with and without diabetes mellitus. J Bone Joint Surg Am. 92 (2), 287-295 (2010).
  2. Darouiche, R. O. Treatment of infections associated with surgical implants. N Engl J Med. 350 (14), 1422-1429 (2004).
  3. Arciola, C. R., Campoccia, D., Montanaro, L. Implant infections: Adhesion, biofilm formation and immune evasion. Nat Rev Microbiol. 16 (7), 397-409 (2018).
  4. Li, P., Yin, R., Cheng, J., Lin, J. Bacterial biofilm formation on biomaterials and approaches to its treatment and prevention. Int J Mol Sci. 24 (14), ijms241411680(2023).
  5. Chen, X., Zhou, J., Qian, Y., Zhao, L. Antibacterial coatings on orthopedic implants. Mater Today Bio. 19, 100586(2023).
  6. Pan, C., Zhou, Z., Yu, X. Coatings as the useful drug delivery system for the prevention of implant-related infections. J Orthop Surg Res. 13 (1), 220(2018).
  7. Savvidou, O. D., et al. Efficacy of antimicrobial coated orthopedic implants on the prevention of periprosthetic infections: A systematic review and meta-analysis. J Bone Jt Infect. 5 (4), 212-222 (2020).
  8. Sussman, E. M., Casey, B. J., Dutta, D., Dair, B. J. Different cytotoxicity responses to antimicrobial nanosilver coatings when comparing extract-based and direct-contact assays. J Appl Toxicol. 35 (6), 631-639 (2015).
  9. Cyphert, E. L., Zhang, N., Learn, G. D., Hernandez, C. J., von Recum, H. A. Recent advances in the evaluation of antimicrobial materials for resolution of orthopedic implant-associated infections in vivo. ACS Infect Dis. 7 (12), 3125-3160 (2021).
  10. Stavrakis, A. I., et al. Current animal models of postoperative spine infection and potential future advances. Front Med (Lausanne). 2, 34(2015).
  11. Carli, A. V., et al. Quantification of Peri-implant bacterial load and in vivo biofilm formation in an innovative, clinically representative mouse model of periprosthetic joint infection. J Bone Joint Surg Am. 99 (6), e25(2017).
  12. Bernthal, N. M., et al. A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings. PLoS One. 5 (9), e12580(2010).
  13. Kelley, B. V., et al. In vivo mouse model of spinal implant infection. J Vis Exp. (160), e60560(2020).
  14. Meroni, G., et al. A Journey into animal models of human osteomyelitis: A review. Microorganisms. 10 (6), 10061135(2022).
  15. Wang, Y., et al. Mouse model of hematogenous implant-related Staphylococcus aureus biofilm infection reveals therapeutic targets. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (26), E5094-E5102 (2017).
  16. Mitsuhiro Nishizawa, D. H., et al. A novel approach to reducing spinal implant-associated infections. bioRxiv. , (2024).
  17. Fehlings, M. G., et al. A clinical practice guideline for the management of patients with acute spinal cord injury: Recommendations on the use of methylprednisolone sodium succinate. Global Spine J. 7 (3 Suppl), 203S-211S (2017).
  18. Dworsky, E. M., et al. Novel in vivo mouse model of implant-related spine infection. J Orthop Res. 35 (1), 193-199 (2017).
  19. Masters, E. A., et al. Distinct vasculotropic versus osteotropic features of S. agalactiae versus S. aureus implant-associated bone infection in mice. J Orthop Res. 39 (2), 389-401 (2021).
  20. Sheppard, W. L., et al. Novel in vivo mouse model of shoulder implant infection. J Shoulder Elbow Surg. 29 (7), 1412-1424 (2020).
  21. Mansouri, M. D., Ramanathan, V., Al-Sharif, A. H., Darouiche, R. O. Efficacy of trypsin in enhancing assessment of bacterial colonization of vascular catheters. J Hosp Infect. 76 (4), 328-331 (2010).
  22. Wang, X., Howe, S., Deng, F., Zhao, J. Current applications of absolute bacterial quantification in microbiome studies and decision-making regarding different biological questions. Microorganisms. 9 (9), 9091797(2021).
  23. Lima, A., Franca, A., Muzny, C. A., Taylor, C. M., Cerca, N. DNA extraction leads to bias in bacterial quantification by qPCR. Appl Microbiol Biotechnol. 106 (24), 7993-8006 (2022).
  24. Eleaume, H., Jabbouri, S. Comparison of two standardization methods in real-time quantitative RT-PCR to follow Staphylococcus aureus genes expression during in vitro growth. J Microbiol Methods. 59 (3), 363-370 (2004).
  25. Vidlak, D., Kielian, T. Infectious dose dictates the host response during Staphylococcus aureus orthopedic-implant biofilm infection. Infect Immun. 84 (7), 1957-1965 (2016).

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Mausinfektionsmodellimplantationsbedingte Infektionantibakterielle Biomaterialienbiolumineszierende BakterienKristallviolett F rbungkoloniebildende Einheitenquantitative PCR

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