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Methodenartikel

Ein klinisch relevantes Schweinemodell der chronischen myokardialen Ischämie durch Ameroid-Konstriktorplatzierung mit gleichzeitigem Perfusionsmapping

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DOI:

10.3791/68490

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10. Oktober 2025

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1Department of Surgery, Division of Cardiothoracic Surgery, Warren Alpert Medical School, Brown University, 2Cardiovascular Research Center, Rhode Island Hospital

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Ziel dieses Projekts ist es, ein gründlich untersuchtes Protokoll der chirurgischen Platzierung eines Ameroid-Constrictors um die proximale linke Zirkumflex-Koronararterie (LCx) zu erstellen, um dadurch eine chronische koronare Herzkrankheit zu induzieren und das ischämische Territorium mit Hilfe von isotopenmarkierten Mikrosphären präzise zu kartieren.

Zusammenfassung

Trotz Durchbrüchen bei medizinischen und verfahrenstechnischen Therapien zur Behandlung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen besteht nach wie vor ein Bedarf an translationalen Großtiermodellen, um diagnostische Werkzeuge und Behandlungsstrategien zu untersuchen. Schweine stellen ein tadellos genaues und geeignetes Modell für menschliche Herz-Kreislauf-Erkrankungen dar, da ihre kardiale Anatomie und Physiologie der des Menschen sehr ähnlich ist, ebenso wie ihr metabolisches und proteomisches Profil. Die Induktion einer chronischen myokardialen Ischämie in einem Bereich des Myokards unter Verwendung eines Ameroid-Constrictors emuliert genau und einfach den üblichen pathophysiologischen Prozess der Atheroskleroseentwicklung beim Menschen und der anschließenden Myokardreaktion. Ameroid-Konstriktoren wurden in den letzten 50 Jahren umfassend untersucht und lieferten strenge Beweise für ihre Verwendung; Darüber hinaus verfügen wir über mehr als zwei Jahrzehnte Erfahrung in der effizienten und einheitlichen Durchführung dieses Verfahrens. Ein wichtiger Schritt innerhalb dieses Protokolls ist die Durchführung eines koronaren Blutfluss-Mappings, um den Bereich mit der größten Ischämie und Bereiche ohne Ischämie durch Injektion von isotopenmarkierten Mikrosphären zu bestimmen. Die Möglichkeit, ein koronares Blutfluss-Mapping durchzuführen, schließt den notwendigen und arbeitsintensiven Einsatz von kardialen MRT- oder PET-Bildgebungen für Perfusionsuntersuchungen und die Bestimmung des ischämischen Territoriums aus. Das Ziel dieser Veröffentlichung ist es, die korrekte Platzierung eines Ameroid-Constrictors auf dem proximalen LCx und die anschließende koronare Perfusionskartierung zu beschreiben.

Einleitung

Weltweit hat die Sterblichkeit und Belastung der Patienten und des Gesundheitssystems durch die ischämische Herzkrankheit (IHD) nur zugenommen. Nach Angaben der American Heart Association ist die Zahl der Todesfälle, die auf IHD zurückzuführen sind, von 1990 bis 2021 weltweit um 74 % gestiegen1. Dies gilt auch für die Vereinigten Staaten, wo das Center for Disease Control angibt, dass bei einem von zwanzig Erwachsenen eine koronare Herzkrankheit (KHK) diagnostiziert wurde, und etwa jede fünfte Sterblichkeit auf Herz-Kreislauf-Erkrankungen zurückzuführen ist, was einer Person entspricht, die alle 33 s an einer Herz-Kreislauf-Erkrankung stirbt2. Diese Krankheitslast belastet das Gesundheitssystem, in dem von 2019 bis 2020 über 250 Milliarden US-Dollar für Patienten mit Herz-Kreislauf-Erkrankungen ausgegeben wurden2. Angesichts der Allgegenwart von Herz-Kreislauf-Erkrankungen und der hohen Belastung sowohl für den Patienten als auch für den Anbieter ist es unerlässlich, die Forschung nach innovativen und neuartigen Therapeutika fortzusetzen.

Um diese Ziele zu erreichen, müssen klinisch relevante Tiermodelle eingesetzt und dennoch überprüft werden, um den Standards der reproduzierbaren und translationalen Forschung gerecht zu werden. Tiermodelle wurden aus einer Vielzahl von Gründen in Frage gestellt, darunter unterschiedliche Tierarten mit variabler Pharmakokinetik, unterschiedliche Protokolle zur Induktion des gewünschten Krankheitszustands, Variationen in der Dosierung und den Zeitplänen von Medikamenten, schlechte Standardisierung der Randomisierung von Tieren, Nachbeobachtungsdauer und Verblindung der Forscher und schließlich kleine experimentelle Gruppierungen3. Wir haben nicht nur das Protokoll des gesamten Tiermodells experimentell verfeinert und standardisiert, um die IHD darzustellen, sondern auch das chirurgische Protokoll, die Randomisierung der Tiere, die Verabreichung und Dauer des Medikaments und die anschließenden Ergebnisse. In Bezug auf die IHD stellen Schweine aufgrund ihrer signifikanten Ähnlichkeiten in der Anatomie und Physiologie des Herzens mit dem Menschen ein optimales Tiermodell dar. Wichtig ist, dass Schweine eine ähnliche Verteilung der Koronararterien wie der Mensch und eine minimale Kollateralzirkulation aufweisen, was die Induktion von Ischämie zu einer zuverlässigen Darstellung der Entwicklung von Atherosklerose beim Menschen macht. Darüber hinaus haben Schweine einen ähnlichen Stoffwechsel, ein ähnliches Proteomprofil und ein ähnliches Immunsystem wie der Mensch, was die Analyse der molekularen Wirkung von Therapeutika aussagekräftiger macht4. Vor diesem Hintergrund ist das in diesem Protokoll verwendete Tiermodell am besten geeignet, die kardiovaskuläre Pathophysiologie des Menschen reproduzierbar darzustellen.

Unser Labor nutzt die chirurgische Platzierung eines Ameroid-Constrictors auf dem LCx, was die chronische Induktion einer myokardialen Ischämie ermöglicht. Der Einsatz dieser Technik zur chronischen Induktion von Ischämie bietet einzigartige Vorteile gegenüber der akuten Ligatur. Einer davon ist die umfangreiche Forschungsliteratur aus mehreren Jahrzehnten, in denen dieses Gerät verwendet wird5. Darüber hinaus ermöglicht es die zuverlässige klinische Simulation einer allmählichen Koronarverengung aufgrund der atherosklerotischen Entwicklung beim Menschen und schließlich die Verbesserung der Tiersterblichkeit durch Einsparung von Myokard, das eine vollständige Unterbrechung des Blutflusses gehabt hätte6. Der Ameroid-Constrictor besteht aus zwei Teilen: einem Außenring aus Titan und einer inneren hygroskopischen Kunststoffschicht. Wenn der innere Ring um die Koronararterie gelegt wird, absorbiert er anschließend Körperflüssigkeiten und quillt aufgrund der restriktiven Stahlhülle über einen Zeitraum von zwei bis vier Wochen nach innenauf 7. Die Strategie der Platzierung um die LCx herum bringt Mortalvorteile, da dies die kleinste der drei großen Koronararterien ist und etwa 20% des Myokards betrifft7. Um den ischämischen Bereich gleichmäßig zu produzieren, sollte das Ameroid am LCx-Start platziert werden, bevor die stumpfen Randarterien verzweigt werden.

Eine weitere Überlegung, die im Rahmen dieses Protokolls angestellt wird, ist das konfirmatorische koronare Blutfluss-Mapping zur Bestimmung der Induktion von Ischämie und die Verwendung des korrekten Territoriums bei der Untersuchung der myokardialen Wirkungen von Therapeutika. Zu diesem Zweck verwenden wir die Injektion von Gold-Mikrosphären von BioPhysics Assay Laboratory, Inc. zum Zeitpunkt der Ameroidplatzierung, wenn das LCx vollständig verschlossen ist. Der Abschnitt mit der geringsten Quantifizierung von Goldmikrosphären stellt dann das am stärksten ischämische linksventrikuläre Territorium dar. Die Bedeutung der Kartierung kann bei der Bestimmung der molekularen Modifikationen, die durch experimentelle Behandlungen hervorgerufen werden, nicht hoch genug eingeschätzt werden. Darüber hinaus stellt die Verwendung von isotopenmarkierten Mikrosphären eine im Vergleich zur kardialen magnetischen Widerstandsbildgebung kostengünstige Methode zur Bestimmung der Myokardperfusiondar 8.

Schließlich berücksichtigt das hier beschriebene Modell die bekannte Variation zwischen den Geschlechtern in der Entwicklung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen und dem anschließenden therapeutischen Ansprechen. Allzu oft versäumen es präklinische Tiermodelle, Unterschiede in der menschlichen Population getreu darzustellen; Auf diese Weise ordnen wir das Geschlecht des Schweins, das in den Kontroll- und Versuchsgruppen verwendet wurde, zwischen weiblichen und intakten männlichen Schweinen ab. Wir haben dies bereits verwendet, um geschlechtsspezifische Reaktionen auf neuartige Behandlungen zu bestimmen9. Ein weiterer Beitrag zur Übertragbarkeit dieses Protokolls ist die Verwendung der Randomisierung der Behandlungsgruppen und die Verblindung des Prüfarztes, der die kardialen Funktions- und Myokardperfusionsparameter jedes Schweins analysiert.

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Protokoll

Das unten beschriebene chirurgische Verfahren wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee des Rhode Island Hospital und der Brown University genehmigt.

1. Tiermodell

  1. Verwenden Sie sowohl junge weibliche als auch intakte männliche Yorkshire-Schweine, die idealerweise etwa 11 Wochen alt sind und in der Regel etwa 15 kg wiegen.

2. Präoperative Eingriffe

  1. Stellen Sie sicher, dass Schweine täglich prä- und postoperatives Aspirin (10 mg/kg) erhalten, beginnend 1 Tag vor der Operation und bis 5 Tage postoperativ.
  2. Stellen Sie sicher, dass die Schweine am Morgen der Operation ohne Futter sind.
  3. Am Tag der Operation ist eine Anästhesie mit intramuskulären Injektionen von Telazol (4,4 mg/kg) und Xylazin (2,2 mg/kg) einzuleiten.
  4. Intubieren Sie das Schwein mit einem Endotrachealtubus mit Manschette in geeigneter Größe (in der Regel 7-0).
  5. Gleichzeitig erreichen Sie eine Analgesie, indem Sie Buprenorphin in einer Menge von 0,03 mg/kg verabreichen und ein Fentanylpflaster (4 μg/kg) auftragen.
  6. Legen Sie einen intravenösen (IV) Katheter von 20-22 g in die große Ohrvene.
  7. Beginnen Sie mit der intravenösen Gabe von Flüssigkeiten (0,9 % Kochsalzlösung) mit einer Rate von 5 ml/kg/h.
  8. Verabreichen Sie Ceftiofur, ein Breitspektrum-Cephalosporin-Antibiotikum. Dies geschieht in der Regel innerhalb von 30 Minuten nach der Inzision als Einzeldosis-IM-Injektion.
  9. Rasieren Sie das Schwein an der Operationsstelle (von der linken Schulter bis zum Nabel) sowie bei der Überwachung der Elektrodenpositionen im Elektrokardiogramm (EKG).
  10. Transportieren Sie das Schwein in den Operationssaal und halten Sie die Narkose mit 0,75-3,0% Isofluran aufrecht.
  11. Schließen Sie das Schwein an den EKG-Monitor an und legen Sie Elektrokauterisations-Erdungspads an.
  12. Positionieren Sie das Schwein richtig auf dem Operationstisch: mit der rechten Seite nach unten, das linke Vorderglied ausgestreckt und an den Tisch gebunden, und die rechte Seite des Tisches nach oben gekippt.
  13. Bereiten Sie die Operationsstelle mit einem 2%igen Chlorhexidin-Peeling vor.
  14. Drapieren Sie die Inzisionsstelle mit vier kleinen Aufklebevorhängen und einem großen Laparotomietuch.

3. Chirurgischer Eingriff

  1. Beginnen Sie mit der subkutanen Injektion von 2% Lidocain an der vorgesehenen Inzisionsstelle.
  2. Verwenden Sie dann ein Skalpell #10, um einen etwa 5 cm langen Schnitt zu machen, der schräg in der Nähe der Achselhautfalte beginnt und seitlich nach außen verläuft. Dies ist etwa der 2. bis 3. Interkostalraum.
  3. Verwenden Sie das Skalpell #10, um diesen Schnitt durch die Muskelschicht nach unten fortzusetzen, bis die Faszienschicht erreicht ist.
  4. Verwenden Sie zu diesem Zeitpunkt einen Elektrokauter, um eine Blutstillung der Haut und der Muskeln zu erreichen.
  5. Öffnen Sie die Faszienstelle stumpf oben, bis das Schlüsselbein ertastet werden kann.
  6. Sobald dies erreicht ist, tasten Sie die Rippenräume ab und stellen Sie sicher, dass der 2. Rippenraum identifiziert wird.
    HINWEIS: Typischerweise erreicht der 2. Interkostalraum eine leicht bessere Sicht auf das Feld, was eine einfachere proximale Platzierung des Ameroid-Konstriktors ermöglicht. Manchmal muss aufgrund der Anatomie der Schweine der 3. Interkostalraum eingegeben werden.
  7. Ritzen Sie den Interkostalmuskel mit Elektrokauter ein und dringen Sie mit einer großen Kelley-Klemme in den Pleuraraum ein.
  8. Verlängern Sie diese Öffnung medial und lateral mit Elektrokauter und schützen Sie dabei Lunge und Perikard mit der großen Kelley-Klemme als Führung.
  9. Führen Sie einen kleinen Finochietto-Retraktor ein, um die Rippen auseinander zu spreizen.
  10. Legen Sie eine feuchte Gaze auf, um die Lunge in den linken Pleuraraum zurückzuschieben. Dies erweitert den Blick auf das Perikard.
  11. Verwenden Sie eine Debakey-Pinzette, um das Perikard zu verstauen, und machen Sie einen kleinen Schnitt mit einer Metzenbaum-Schere. Verlängern Sie dieses medial und lateral, um das linke Vorhofohr freizulegen. Bei der seitlichen Streckung in Richtung Lunge ist die Lunge und der Nervus phrenicus zu erkennen und zu schützen.
  12. Heften Sie das Perikard bei Bedarf mit einer 3-0-Seidennaht zusammen.
  13. Fassen Sie mit einer kleinen Satinsky-Klemme einen distalen Teil des linken Vorhofohrs und ligatieren Sie diesen Teil mit einer 0-Seidenbinder. Bei einem kleinen Hämostaten ziehen Sie das Anhängsel zurück, um das LCx und das LAD freizulegen (Abbildung 1A).
  14. Sobald die Gefäße freigelegt sind, wechseln Sie zu einer Gerald-Zange und machen Sie mit einer Metzenbaumschere einen kleinen Schnitt in das Epikardfett, das über dem LCx in der Nähe seines Absprungs von der linken Hauptkoronararterie liegt.
  15. Mit einem kleinen rechten Winkel und Erdnussschwämmen an den Allis-Klemmen den LCx vorsichtig ausschneiden. Sobald Sie im richtigen Winkel um die Arterie herum sind, platzieren Sie eine Gefäßschlaufe, um sie vollständig zu isolieren. Legen Sie ein kleines Blutstillungsmittel auf die beiden Enden.
  16. Zu diesem Zeitpunkt wird das Schwein systemisch mit 80 I.E./kg heparinisiert, um die Thrombusbildung zu verhindern.
  17. Führen Sie das Myokardperfusions-Mapping durch.
    HINWEIS: Für dieses Verfahren sind zwei Assistenten erforderlich. Stellen Sie sicher, dass es sich um einen Operationssaaltechniker handelt, der eine Zeit von 2 Minuten hat. Der andere muss ein chirurgischer Assistent sein.
    1. Weisen Sie die Assistenten an, die Gefäßschlaufe vorsichtig zurückzuziehen, um den LCx vollständig zu verschließen. Bestätigen Sie den Verschluss, indem Sie die Veränderungen des ST-Segments und/oder der T-Welle auf dem EKG-Monitor anzeigen.
    2. Während der ersten 30 s der Okklusion injizieren Sie 5 ml Goldmikrosphären mit einer 28-G-Nadel in das linke Vorhofohr (Abbildung 1B). Ziehen Sie die Spritze in der Mitte der Injektion zurück, um das Blut sichtbar zu machen. Dies ist entscheidend, um die korrekte Positionierung der Nadel im linken Vorhof und das anschließende genaue Mapping zu gewährleisten.
    3. Verwenden Sie nach Abschluss der Injektion einen Erdnussschwamm, um den Druck auf die Injektionsstelle zu halten, bis die Blutstillung erreicht ist. Wenn die Blutstillung nicht mit Druck erreicht werden kann, legen Sie eine kleine Achternaht mit einer 6-0-Polypropylen-Naht.
    4. Weisen Sie den chirurgischen Assistenten an, die Gefäßschlaufe während der gesamten 2 Minuten weiter zurückzuziehen, während die EKG-Veränderungen sichtbar werden, um einen Verschluss des LCx sicherzustellen.
  18. Nach den 2 Minuten und sobald die EKG-Veränderungen abgeklungen sind, platzieren Sie einen Ameroid-Constrictor um das proximale LCx-Gefäß. Die Dimensionierung basiert auf einer Sichtprüfung und reicht in der Regel von 2,0 mm bis 2,75 mm. Das Greifen des Ameroids entweder an einer Allis-Klemme oder einer Kelly-Klemme ermöglicht eine einfachere Anwendung (Abbildung 1C). Stellen Sie sicher, dass das Ameroid gut geschmiert ist.
  19. Lassen Sie den chirurgischen Assistenten die durch die Dissektion entstandene Tasche entweder mit einer Gerald-Pinzette und/oder einem Erdnussschwamm zurückziehen, um den Raum zu öffnen. Führen Sie das Ameroid vorsichtig durch das Schlüsselloch auf die Arterie und vergewissern Sie sich, dass das Schlüsselloch nach außen gedreht ist (Abbildung 1D).
  20. Stellen Sie sicher, dass das Ameroid in seiner Positionierung so proximal wie möglich ist. Dies trägt dazu bei, die Gleichmäßigkeit der Platzierung und des anschließenden ischämischen Bereichs zu erhalten.
  21. Entfernen Sie die Gefäßschlaufe und sprühen Sie topisches Nitroglycerin (~2 ml) auf die Arterie, um weiteren Vasospasmus zu verhindern.
  22. Schneiden Sie die Krawatte am Vorhofohr ab und lassen Sie sie wieder in Position fallen.
  23. Verschließen Sie das Perikard mit einer laufenden 3-0 resorbierbaren Naht auf einer Nadel mit umgekehrter Abschrägung (RB).
  24. Denken Sie daran, die nasse Gaze herauszunehmen, die Lunge zurückzuziehen und auf Verletzungen zu untersuchen.
  25. Nähern Sie sich dem Rippenraum mit 0 Polydioxanon-Naht (PDS) auf einer Nadel mit stumpfer Spitze wieder an.
  26. Schließen Sie die Muskelschicht mit einer resorbierbaren Naht 3-0 und führen Sie, wenn sie fast geschlossen ist, einen kleinen roten Gummikatheter ein, der mit der Absaugung verbunden ist, in den Pleuraraum. Während der Primärchirurg die letzte Naht festbindet, halten Sie den Atem an und lassen Sie den Assistenten den roten Gummi aus der Kavität zurückziehen. Dadurch wird sichergestellt, dass die Luft in der Pleurahöhle abgeführt wird.
  27. Die subkutane Schicht mit einer 3-0 resorbierbaren Naht und die Haut mit einer verlaufenden subkutikulären 4-0 Monocryl Naht verschließen.
  28. Legen Sie einen sterilen Verband über die Inzisionsstelle.

4. Postoperative Pflege und Genesung

  1. Beginnen Sie mit der Entwöhnung des Isoflurans.
  2. Während Sie darauf warten, dass das Schwein erwacht, befestigen Sie den Schnittverband mit Gaze und elastischem Wickel.
  3. Sobald das Schwein selbstständig atmet, entfernen Sie den Endotrachealtubus.
  4. Lassen Sie das Schwein unter Aufsicht des Tierarztteams in einem gepolsterten Auffangkäfig mit Wärmeunterstützung genesen.
  5. Auch hier wird Aspirin bis zum postoperativen Tag 5 fortgesetzt, um das thrombotische Risiko zu verringern. Erreichen Sie eine Analgesie mit dem präoperativ platzierten Fentanyl-Pflaster, das 3 Tage lang an Ort und Stelle bleibt.
  6. Führen Sie 3 Tage lang zweimal täglich postoperative Kontrollen des Schweins durch. In der Regel leiden die Schweine in dieser Zeit nicht unter Herzrhythmusstörungen oder Infarkt.
    HINWEIS: Beachten Sie, dass um den postoperativen Tag 14 herum ein früher Ameroidverschluss und/oder spontane ventrikuläre Arrhythmien wahrscheinlicher sind. Gruppen können diesen Zeitraum mit prophylaktischen Antiarrhythmika wie Amiodaron oder Lidocain beheben, die in der Diskussion besprochen werden. Darüber hinaus kann eine kontinuierliche EKG-Überwachung verwendet werden. Es ist jedoch ziemlich arbeitsintensiv und schwierig zu pflegen bei den Schweinen.

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Ergebnisse

Über zwei Jahrzehnte nach Durchführung des oben genannten Verfahrens liegt die Überlebensrate bei etwa 80 %10,11. Die Mehrzahl der Mortalitäten tritt etwa 2 Wochen postoperativ auf, oft aufgrund einer irreversiblen und spontanen ventrikulären Arrhythmie zum Zeitpunkt des Ameroidverschlusses. Bei mehreren vorangegangenen Autopsien zeigen typische Befunde ein richtig platziertes Ameroid mit minimaler akuter Narbenbildung des linken Ventrikels, was die Diagnose eine...

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Diskussion

Der Hauptvorteil der Verwendung eines Ameroid-Constrictors ist die Einfachheit des Geräts. Dies führt jedoch zu Einschränkungen bei der Unfähigkeit, die Verschlussraten oder den Grad der Stenose um die Koronararterie herum zu kontrollieren. Dies kann zu einer Variabilität in der Induktion einer myokardialen Ischämie führen. Alternativen zur Verwendung von Ameroid-Konstriktoren umfassen die Verwendung von Seidenbindern, hydraulischen Okkludern oder die serielle Platzierung der Strömungsso...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Offenlegungen oder Interessenkonflikte.

Danksagungen

Die Forschung wurde von den National Institutes of Health mit den folgenden Fördernummern finanziert: T32HL16051703 (K.C.M., C. S., D.D.H, M.K.), R01HL46716 (F.W.S) und R01HL128831 (F.W.S). Wir danken dem tierärztlichen Personal des Rhode Island Hospital und der Brown University für ihre außergewöhnliche Arbeit und Unterstützung bei unseren zahlreichen Projekten.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
#10 SkalpellMedlineMDS15310
0,9% KochsalzlösungDechra/Vetivex17033-492-50Menge: 5 ml/kg während des Gehäuses
0-SeidenkrawattenEthikonSA76GAbbinden des linken Vorhofohrs
1-0 PDS II auf einer CT Blunt TipEthikonZ359TRippenraum schließen
2% LidocainPhönixDosierung: 2– 5 mg/kg
2-0 Seidennaht auf SH TaperEthikonK833HHaft-Perikard
28-Gauge-NadelPatterson Veterinärmedizin78032728Für die Mikrosphären-Injektion
3 18G NadelnPatterson Veterinärmedizin78032793Zum Ziehen von Medikamenten
3-0 Vicryl auf einem RB TaperEthikonVCP215HPerikard schließen
3-0 Vicryl RückwärtsschneidenEthikonVCP442HEnge Muskel- und tiefe Hautschichten
4:0 MonocrylEthikonMCP496GHaut schließen
6-0 Naht aus PolypropylenSharePoint (Englisch)JS617NFür die Notreparatur des Atriums
Alle chirurgischen InstrumenteSteris und MedlineErfordert einen HandelsvertreterAlle sind häufig in Operationssälen von Krankenhäusern zu finden
Ameroide KonstriktorenResearch Instruments SW, Inc. CS-2.00-TITyp: Titan (2,0 cm bis 3,0 cm)
Analgesie: BuprenorphinHospiraMarkenname: BupredineDosierung: 0,03 mg/kg
Analgesie: Fentanyl-PflasterCovetrus77870Dosierung: 4 mg/kg
Anästhesie: TelazolZoetis(Tiletamin und Zolazepam)Dosierung: 4,4 mg/kg
Anästhesie: Xylazin (Rompun)DechraN/ADosierung: 2,2 mg/kg
Chlorhexidin 4%BD E-Z Peeling371073Chirurgische Vorbereitung
Endotrachealtubus mit ManschetteRUSCH7-0 typischJe nach Größe und Gewicht des Schweins werden möglicherweise unterschiedliche Größen benötigt
EKG-ÜberwachungssystemMidMarkN/AMultiparameter-Monitor
ElektrokauterisationBovie Spezialist Pro1250ER JAHRE
Excede (Ceftiofur)Covetrus23814Einzeldosis-IM-Injektion
Gold STERIsphären BioPAL, Inc.Nr. C-15H20Menge: 5cc pro Operation
Isofluran, AlleinstellungsmerkmalDechraDosierung: 0,75%– 3.0%
Mini White Vessel Loops (röntgendetektierbar)DeRoyal30-711So isolieren Sie den LCx
Mehrere 5cc SpritzenMedlineTMOSS05LFür mehrfache Injektionen
NitroglyzerinBaxterNitroglycerin in 5% Dextrose-Injektion (200mcg/ml)Sprühen 2– 3 cc topisch
Roter GummikatheterKardinal Gesundheit888766008In die Truhe legen, um Luft abzusaugen
Sterile HandschuheZugabe820955
AnsaugsystemGOMCO4042Besser, wenn Wandabsaugung der eigenen Anlage
Saugspitze: YankauerMedlineDYND50130
OP-AbdecktücherPatterson Veterinär-Paket für Allgemeinchirurgie789294364 kleine Klebetücher und ein großes Laparotomietuch
Chirurgisches GleitmittelSurgiLube0281-0205-43Muss steril sein
Systemisches HeparinCovetrus82496Dosierung: 80 IE/kg
Yorkshire-SchweinCBSET, Inc.N/AIdealerweise im Alter von etwa 11 Wochen

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