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Methodenartikel

Endentnahmeverfahren eines Großtiermodells der chronischen myokardialen Ischämie mit hämodynamischer Charakterisierung und Perfusionsanalyse

490 Aufrufe

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DOI:

10.3791/68545

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22. August 2025

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1Department of Surgery, Division of Cardiothoracic Surgery, Warren Alpert Medical School, Brown University, 2Cardiovascular Research Center, Rhode Island Hospital

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das folgende Operationsprotokoll stellt das zweite und letzte Verfahren dar, um die Herzfunktion und die Myokardperfusion nach erfolgreicher Induktion einer chronischen Myokardischämie im Schweinemodell gründlich und zuverlässig zu charakterisieren, um neue Therapien zu untersuchen.

Zusammenfassung

Reproduzierbarkeit und Forschungsintegrität sind grundlegende Grundsätze für wissenschaftliche Entdeckungen, die auf der Grundlage etablierter, bewährter Prinzipien und Protokolle erstellt werden. Darüber hinaus ist es angesichts der ständig zunehmenden Prävalenz und Belastung, die Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVD) für den Einzelnen und die Gesellschaft insgesamt darstellen, unerlässlich, ein robustes und validiertes Modell für die Untersuchung zu entwickeln. Unsere Gruppe verwendet ein Zwei-Operations-Protokoll in einem Schweinemodell, das in den letzten zwanzig Jahren schrittweise verfeinert wurde, in dem wir zunächst eine chronische myokardiale Ischämie induzieren, indem wir einen ameroiden Konstriktor platzieren, der die Pathophysiologie der koronaren Herzkrankheit (KHK) beim Menschen nachahmt. Das zweite und terminale Verfahren ist eine umfassende und durchdachte Sammlung von hämodynamischen Parametern des Herzens sowie der regionalen Koronarperfusion, gefolgt von einer Euthanasie des schlagenden Herzens und einer detaillierten Schnittung des Herzens. Unser Labor verwendet isotopenmarkierte Mikrosphären, um den myokardialen Blutfluss in den ischämischen Bereich zu analysieren, als leistungsstarke Methode zur Quantifizierung der Besicherung aufgrund experimenteller Therapeutika. Darüber hinaus, und das wahrscheinlich wichtigste messbare kardiovaskuläre Ergebnis, verwenden wir die linksventrikuläre Druck-Volumen-Schleife (PV), um ein breites Spektrum an hämodynamischen Parametern zu messen. Wir hoffen, dass durch die detaillierte Beschreibung der umfassenden kardiologischen Analyse unseres Schweinemodells der chronischen myokardialen Ischämie andere Forscher ihre eigenen Protokolle und Therapieuntersuchungen zur Beseitigung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen verbessern und kultivieren können.

Einleitung

In den Vereinigten Staaten hat fast die Hälfte der Menschen mindestens eine Komponente der Herz-Kreislauf-Erkrankung, die eine große Gruppe von Krankheitszuständen des Herzens und der Blutgefäße umfasst1. Bis zum Jahr 2060 wird prognostiziert, dass die Prävalenz von Mehrfachdiagnosen mit Herz-Kreislauf-Erkrankungen im Vergleich zu 2025 erheblich zunehmen wird. So wird beispielsweise prognostiziert, dass der Myokardinfarkt um 30 %, die ischämische Herzkrankheit (IHD) um 31,3 % und die Herzinsuffizienz um 33 % zunehmen wird2. Diese erschütternden Statistiken sind noch besorgniserregender, wenn man sie mit ähnlichen Vorhersagen über kardiovaskuläre Risikofaktoren vergleicht, bei denen die Zahl der Menschen mit Diabetes mellitus schätzungsweise um 39,3 %, Dyslipidämie um 27,5 % und Bluthochdruck um 27,2 % steigt2. Insgesamt unterstreicht dies den dringenden Bedarf an zuverlässigen und reproduzierbaren Forschungsmodellen, um innovative Therapien für Herz-Kreislauf-Erkrankungen und ihre Risikofaktoren effektiv zu untersuchen. Wir haben unser physiologisch analoges Modell der CAD beim Schwein3 demonstriert. Die Verwendung von Schweinen trägt dazu bei, die Validität unseres Forschungsmodells bei der genauen Darstellung des menschlichen Zustands von KHK zu erfüllen, bei dem präklinische Studien zuvor für ihre Übersetzbarkeit kritisiert wurden. Schweine haben eine ähnliche Koronararatomie, Herzphysiologie sowie ein ähnliches Myokardproteom und einen ähnlichen Stoffwechsel wie der Mensch4. Darüber hinaus besteht eine entscheidende Komponente unseres Modells darin, die nachfolgenden physiologischen, myokardialen und molekularen Ergebnisse aufgrund der Prüftherapien genau zu berücksichtigen.

In der Regel werden klinische Studien verwendet, um neuartige medizinische oder chirurgische Therapien zu implementieren, um vorteilhafte kardiovaskuläre Ergebnisse zu untersuchen, die ausschließlich durch Beobachtung entdeckt werden. Dies zeigt sich in den wegweisenden Studien mit mehreren neuartigen Antidiabetika, in denen ihre kardiovaskuläre Wirkung untersucht wurde. In der randomisierten Kontrollstudie SUSTAIN-6 wurde beispielsweise festgestellt, dass Patienten mit Typ-2-Diabetes, die mit Semaglutid, einem Glucagon-ähnlichen Peptid-1 (GLP-1)-Agonisten, behandelt wurden, im Vergleich zu Placebo niedrigere Raten an schwerwiegenden kardiovaskulären Nebenwirkungenaufwiesen 5. Ähnliche Beobachtungen wurden in einer anderen RCT beobachtet, in der Sotagliflozin, ein dualer Natrium-Glukose-Cotransporter 1 und 2 (SGLT-1 und SGLT-2)-Hemmer, untersucht wurde, der eine Verringerung der schwerwiegenden unerwünschten kardiovaskulären Ereignisse bei Patienten mit Typ-2-Diabetes, chronischer Nierenerkrankung und zusätzlichen kardiovaskulären Risikofaktoren zeigte6. Diese Erkenntnisse waren entscheidend für die Ausweitung der FDA-Zulassung solcher Therapien, um das Auftreten von kardiovaskulären Risikofaktoren und Erkrankungen zu reduzieren. Eine wesentliche Einschränkung dieser Beobachtungsergebnisse ist jedoch ein mangelndes Verständnis der Mechanismen, durch die diese neuen Therapien solche Effekte aufrechterhalten. Dies verdeutlicht die Bedeutung unseres Modells für die wissenschaftliche Entdeckung der zugrunde liegenden mechanistischen Determinanten für neue Therapien für Herz-Kreislauf-Erkrankungen.

Durch die Verwendung eines Großtiermodells sind wir in der Lage, die makroskopischen Veränderungen der Herzfunktion und der Myokardperfusion invasiv zu charakterisieren sowie die mikroskopischen molekularen Verschiebungen als Reaktion auf experimentelle Therapien umfassend zu verstehen. Wir verwenden die PV-Schleifenkatheterisierung, um Variationen der Herzfunktion zu bestimmen. Der Einsatz von PV-Schleifen ist der Goldstandard für die invasive Bestimmung der Ventrikelfunktion bei Systole und Diastole und dient als Benchmark für den Vergleich nicht-invasiver bildgebender Verfahren, wie z.B. dem Echokardiogramm oder der Herz-MRT7. Diese Technik ermöglicht es uns, mehrere Messungen durchzuführen, um jede hämodynamische Variable zu bestimmen und den Katheter in Echtzeit neu zu positionieren, um eine reproduzierbare Datenerfassung zu gewährleisten. Das heißt, die Anwendung dieser Technik ist insofern eingeschränkt, als es nicht möglich ist, Längsschnittdaten zu sammeln, wie z. B. die Herzfunktion zu Studienbeginn, die Herzfunktion zu Beginn der Ischämik und während der Behandlung. Wir sind der Meinung, dass dies durch die Möglichkeit ausgeglichen wird, belastungsunabhängige Messungen zu messen, wodurch der intrinsische Funktionsstatus des Herzens erreicht wird. Darüber hinaus hilft die Verwendung von isotopenmarkierten Mikrosphären-Injektionen nach der Kartierung des ischämischsten Bereichs bei der Identifizierung eines ischämischen Nutzens eines Therapeutikums. Mikrosphären-Injektionen haben sich seit langem als genaue Darstellung von Veränderungen des regionalen Myokardblutflusses erwiesen8.

Unser Labor verwendet konsequent Mikrosphären mit einem Durchmesser von 15 μm und einer Konzentration von 2,5 Millionen Mikrosphären/ml. Dieser Durchmesser gewährleistet die genaueste Messung des myokardialen Blutflusses, wie eine frühere Studie bestätigte, die zeigte, dass die Mikrosphären entsprechend dem Blutfluss richtig verteilt waren, und der kleinere Durchmesser wies die geringste Variation in der Verteilung zwischen den linksventrikulären Schichten auf9. Darüber hinaus ist eine minimale Aufnahme von Mikrosphären erforderlich, um zuverlässige Ergebnisse zu gewährleisten, die bei so hohen Konzentrationen, wie sie in unserem Labor verwendet werden, leicht zu erzielen sind. Zusammengenommen analysieren die Techniken, die während der terminalen Ernte eingesetzt werden, konsequent und akribisch die wichtigsten kardialen physiologischen Veränderungen nach einer beliebigen Anzahl von experimentellen Therapien. Diese Charakterisierung wird durch die Möglichkeit unterstützt, Myokardgewebe zu sammeln und regionale Veränderungen mit fortschrittlichen Technologien, wie z. B. Multiom-Studien, gründlich zu analysieren, um eine robuste, quantitative Charakterisierung in jeder Schicht des zentralen Dogmas innerhalb des Myokards zu ermöglichen.

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Protokoll

Das folgende chirurgische Verfahren wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee des Rhode Island Hospital und der Brown University genehmigt (Protokoll #23-08-0005).

1. Tiermodell

  1. Wählen Sie Yorkshire-Schweine, bei denen zuvor ein Ameroid-Constrictor um die proximale linke Zirkumflex-Koronararterie (LCx) platziert wurde, wodurch eine chronische myokardiale Ischämie induziert wurde, und eine anschließende Behandlung mit einem experimentellen Therapeutikum. Halten Sie ~7 Wochen zwischen der ersten Operation zur Ameroidplatzierung und der anschließenden terminalen Ernte. Warten Sie 2 Wochen für den Ameroidverschluss und stellen Sie sicher, dass das Schwein danach einer experimentellen Therapie unterzogen wird. Es ist sicherzustellen, dass die Schweine zum Zeitpunkt dieser Endernte ~18 Wochen alt sind und ~40 kg wiegen und dass die Versuchs- und Kontrollgruppen nach Geschlecht übereinstimmen.
    HINWEIS: Eine repräsentative Abbildung zeigt die Anatomie des Herzens, das wir entnehmen, einschließlich der Stelle, an der das Ameroid zuvor platziert wurde, und des erwarteten Bereichs des ischämischen Myokards (Abbildung 1).

2. Präoperativer Eingriff

  1. Halten Sie am Morgen des Eingriffs die Nahrung zurück.
  2. Betäuben Sie das Schwein mit intramuskulären Injektionen von Telazol (4,4 mg/kg) und Xylazin (2,2 mg/kg) und intubieren Sie es mit einem Endotrachealtubus mit Manschette.
  3. Beginnen Sie die Analgesie mit 0,03 mg/kg Buprenorphin.
  4. Legen Sie einen intravenösen (IV) Katheter (20-22 g) in eine der großen Ohrvenen und beginnen Sie mit der Infusion von 0,9 % Kochsalzlösung in einer Menge von ~5-10 cc∙kg-1∙h-1.
    HINWEIS: Die intravenöse Flüssigkeit wird ausschließlich zu einer Erhaltungsrate im Zusammenhang mit dem NPO-Status des Schweins und der Dauer des chirurgischen Falls durchgeführt.
  5. Rasieren Sie die Operationsstelle und andere Stellen, die für die EKG-Überwachung verwendet werden.
  6. Transportieren Sie das Schwein zum Tisch im Operationssaal, positionieren Sie es in Rückenlage, die Beine auf dem Tisch festgeschnallt, und setzen Sie die Anästhesie mit Isofluran (0,75-3,0%) fort.
  7. Starten Sie die EKG- und Blutdrucküberwachung und legen Sie ein Elektrokauter-Erdungskissen auf das Schwein.
  8. Reinigen Sie die Operationsstelle.
    HINWEIS: Dies ist ein terminales Verfahren; Daher muss die Sterilität nicht aufrechterhalten werden. Es ist eine individuelle Präferenz in Bezug auf die Vorbereitung und Abdeckung der Operationsstelle.

3. Chirurgischer Eingriff

  1. Katheterisierung des Oberschenkelknochens
    1. Palpate für den Femurpuls.
    2. Injizieren Sie 2% Lidocain subkutan, um sich auf einen Schnitt in der Oberschenkelleiste entweder in der linken oder rechten Leiste vorzubereiten, etwa senkrecht zur Leistenfalte, kraniokaudal bewegend.
    3. Machen Sie einen 4-5 cm langen Schnitt mit einem Skalpell #10, bleiben Sie wieder senkrecht zur Leistenfalte, beginnend kaudal, wo der Femurpuls abgetastet wurde, und bewegen Sie sich kraniell. (Abbildung 2A)
    4. Präparieren Sie mit Elektrokauter das Unterhautgewebe bis zur Höhe der Oberschenkelarterie. Verwenden Sie einen Weitlaner-Retraktor, um den Muskel weiter zu spreizen und die Oberschenkelarterie freizulegen.
      HINWEIS: Dies kann eine kleine Spaltung des Musculus semimembranosus und des Musculus vastus medialis erfordern.
    5. Präparieren Sie stumpf mit einer rechtwinkligen Klemme, um die Oberschenkelarterie umlaufend vom umgebenden Gewebe freizulegen. Mit der Metzenbaum-Schere können Sie verklebungen, die sich nicht stumpf entfernen lassen, scharf trennen.
    6. Isolieren Sie die Oberschenkelarterie, indem Sie die Arterie mit einer Gefäßschlaufe umgeben.
    7. Legen Sie eine zweite Gefäßschlaufe an, um die proximale und distale Kontrolle der Arterie zu gewährleisten.
    8. Heparinisieren Sie das Schwein vor der Kanülierung in einer Dosis von 80 I.E./kg.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die mediane Sternotomie und die kardiale Exposition abgeschlossen sind, bevor Sie heparinisieren und einen Femurzugang erhalten. Wir stellen sicher, dass die kardiale Exposition vor der Heparinisierung abgeschlossen ist, da jede Lyse von Adhäsionen zu Blutungen führen kann. Der Hauptzweck der Heparinisierung besteht in der Thrombusprävention beim Zugang sowohl zur Oberschenkelarterie als auch zum linken Ventrikel.
    9. Bei der Seldinger-Technik wird die Oberschenkelarterie mit einer 18-G-Zugangsnadel punktiert, wobei ein Durchstechen der hinteren Arterienwand vermieden wird. Wenn das Blut zurückkehrt, schieben Sie einen Führungsdraht durch die Nadel in die Arterie. Entfernen Sie die Nadel und führen Sie die Arterienschleuse 7F in die Arterie. Entfernen Sie den Führungsdraht und den Gefäßdilatator, wobei nur die arterielle Hülle an Ort und Stelle bleibt.
      HINWEIS: Die Oberschenkelarterie kann schwer zugänglich sein, da sie leicht zerlegt werden kann. Da es sich um einen terminalen Eingriff handelt, empfiehlt es sich, die Oberschenkelarterie mit einer Metzenbaumschere scharf zu durchtrennen und in diesem Fall den Führungsdraht direkt in das Lumen einzuführen. Die arterielle Hülle kann dann einfach über den Führungsdraht in das Gefäß eingeführt werden. Stellen Sie sicher, dass Sie den distalen Teil der Oberschenkelarterie mit einem kleinen Hämostaten abklemmen.
    10. Stellen Sie den Blutfluss durch die Schleuse sicher. An die Entnahmepumpe des Harvard-Geräts anschließen (Abbildung 3).
  2. Mediane Sternotomie
    1. Abhängig von der Anzahl der Co-Chirurgen kann dieser Teil gleichzeitig mit dem Leistenschnitt abgeschlossen werden.
    2. Injizieren Sie 2% Lidocain subkutan, um sich auf die Mittelliniensternotomie vorzubereiten.
    3. Machen Sie mit einem Skalpell #10 einen Schnitt in der Mittellinie von der sternalen Kerbe bis zum Xiphoid-Prozess. (Abbildung 2B)
    4. Teilen Sie das Unterhautgewebe mit Hilfe eines Elektrokauters, bis das Brustbein erreicht ist, und halten Sie die Blutstillung aufrecht.
    5. Exzidieren Sie den Xiphoid-Prozess, indem Sie alle Adhäsionen seitlich und inferior mit Elektrokauter lösen. Verwenden Sie eine Kelley-Klemme, um das Xiphoid anzuheben und an seiner Basis horizontal mit Elektrokauter zu durchschneiden.
    6. Stellen Sie sicher, dass die sternale Kerbe von oben frei ist, um die Teilung dieses Teils des Brustbeins zu erleichtern. Dies erfordert in der Regel die Teilung einiger oberflächlicher Gurtmuskeln.
    7. Präparieren Sie mit einem Finger stumpf unter dem Brustbein.
    8. Teilen Sie das Brustbein mit einem Lebsche-Messer scharf und achten Sie darauf, dass es in der Mittellinie bleibt. Ändern Sie den Winkel des Messers nach Bedarf und fahren Sie langsam fort, sobald das letzte Drittel des Brustbeins erreicht ist.
      HINWEIS: Die Verwendung des Messers wird einer Sternumsäge vorgezogen, wie beim Menschen, aufgrund der steilen Winkelung und Dicke des kranialen Teils des Brustbeins, wodurch das Risiko einer Beschädigung der darunter liegenden großen Gefäße ideal verringert wird. Es kann nützlich sein, Gaze unter den kranialen Teil des Brustbeins zu legen, um die darunter liegenden großen Gefäße zu schützen.
    9. Sobald die Sternotomie abgeschlossen ist, lysieren Sie stumpf und scharf alle Adhäsionen, falls vorhanden, zwischen der Brustwand und dem Perikard oder der Pleura.
    10. Platzieren Sie einen Brustbein-Retraktor, um die Rippen zu spreizen und das Herz freizulegen.
    11. Öffnen Sie das Perikard mit einer Metzenbaumschere. Strecken Sie sich in Richtung des rechten Vorhofs und fahren Sie kaudal in Richtung der linksventrikulären Spitze fort.
    12. Fahren Sie mit der Lyse von Adhäsionen entweder stumpf oder scharf fort, um die linken und rechten Vorhofanhänge freizulegen. Die Verwendung von Erdnussschwamm auf einer Allis-Klemme kann für diese Dissektion hilfreich sein.
    13. Wenn es schwierig ist, die Vorhofgliedmaße zu präparieren und zu identifizieren, kann eine Thymektomie hilfreich sein. Verwenden Sie dazu einen Elektrokauter, um das Thymusgewebe zu präparieren.
    14. Sobald die Vorhofgliedmaße freigelegt sind, legen Sie Stimulationsklemmen an beiden Gliedmaßen an, die mit einer externen Einkammer-Stimulationsbox verbunden sind. Testen Sie die Stimulation auf 150 bpm, um sicherzustellen, dass jeder Schlag im EKG aufgezeichnet wird.
    15. Stellen Sie sicher, dass die linksventrikuläre Spitze freigelegt wird, wieder durch stumpfe und scharfe Dissektion.
    16. Zum Schluss dringen Sie in den linken Pleuraspalt ein und umschließen die untere Hohlvene (IVC) mit einer großen Satinsky-Klemme. Isolieren Sie mit einer Gefäßschlaufe.
    17. Sobald dies abgeschlossen ist, ist es ein geeigneter Zeitpunkt, das Schwein zu heparinisieren und einen Zugang zum Oberschenkel zu erhalten.
  3. Mikrosphären-Injektions-Perfusionsanalyse
    1. Greifen Sie mit einer feinen Schmetterlingsnadel, die an einem Infusionsschlauch befestigt ist, und einem Dreiwege-Absperrhahn auf das linke Vorhofohr zu. Verwenden Sie ein kleines Blutstillungsmittel, um die Nadel zu führen und an Ort und Stelle zu halten.
    2. Schließen Sie eine Spritze mit steriler heparinisierter Kochsalzlösung an den Absperrhahn an und ziehen Sie sie zurück, um die richtige Positionierung zu gewährleisten. Wenn das Blut leicht entnommen werden kann, ist die Position korrekt.
    3. Eine Spritze mit 5 mL Lutetium-markierten Mikrosphären (Konzentration: 2,5 Millionen Mikrosphären/ml) an den Dreiwege-Absperrhahn anschließen.
    4. Weisen Sie einem OP-Assistenten eine Zeit von 90 s zu.
    5. Beginnen Sie mit der Blutentnahme der Oberschenkelarterie über die Harvard-Gerätepumpe für insgesamt 10 ml Blut mit einer Rate von 6,67 ml/min und beginnen Sie mit der Zeitmessung.
    6. In den ersten 30 s nach der Blutentnahme injizieren Sie die Lutetium-Mikrosphären in das linke Vorhofohr (Abbildung 4). Bestätigen Sie nach der Hälfte der Zeit die Positionierung, indem Sie die Spritze mit den Mikrokugeln zurückziehen.
    7. Sobald dies abgeschlossen ist, spülen Sie den Schlauch mit einer Spritze mit heparinisierter Kochsalzlösung und achten Sie erneut auf die korrekte Positionierung.
    8. Trennen Sie nach 90 s den Schlauch vom Femurzugang zur Entnahmepumpe und schließen Sie den neuen Schlauch wieder an, um eine Analyse während der Stimulation zu erhalten.
    9. Beginnen Sie mit dem Tempo auf 150 Schläge pro Minute.
    10. Wiederholen Sie die Schritte 3.3.5, 3.3.6 und 3.3.7 mit 5 ml samariummarkierten Mikrosphären (Konzentration: 2,5 × 106 Mikrosphären/ml).
    11. Hören Sie auf zu gehen und trennen Sie die Oberschenkelarterienschleuse von der Entnahmepumpe des Harvard-Geräts.
    12. Entfernen Sie die Schmetterlingsnadel und üben Sie Druck aus, um die Blutstillung des linken Vorhofohrs sicherzustellen.
  4. Druck-Volumen-Schlingenkatheterisierung
    1. Platzieren Sie eine Naht an der linksventrikulären Spitze mit einem 4-0 Polypropylen.
    2. In der Mitte des von der Naht umschlossenen Bereichs wird mit der oben beschriebenen Seldinger-Technik eine weitere arterielle Hülle in der linken Herzkammer erreicht und platziert.
    3. Führen Sie einen kalibrierten Druck-Volumen-Transduktionskatheter mit Mikromanometerspitze über die Schleuse in den linken Ventrikel ein. Ziehen Sie die arterielle Schleuse aus dem linken Ventrikel über den Katheter und beginnen Sie mit der Übertragung der Druckwellenform mit dem Druck-Volumen-Messsystem. Dies gibt Aufschluss über die Position des Katheters, z. B. darüber, ob sich der Katheter in der Aorta, im Klappenkomplex oder in der linken Herzkammer befindet. Ziehen Sie den Katheter bei Bedarf zurück, um sicherzustellen, dass er sich in der linken Ventrikelhöhle befindet, und positionieren Sie ihn neu, um sicherzustellen, dass die Morphologie der Druck-Volumen-Schleife angemessen erscheint (Abbildung 5).
      HINWEIS: Das Entfernen der Schleuse aus dem linken Ventrikel ermöglicht eine bessere Transduktion der Druck-Volumen-Verfolgung aus dem Katheter und ermöglicht eine einfachere Änderung der Katheterposition, um die am besten geeignete Morphologie jeder PV-Schleife zu erhalten.
    4. Legen Sie einen weiteren kalibrierten PV-Katheter in den Femurzugang, um den systolischen und diastolischen Blutdruck und den mittleren arteriellen Druck zu erhalten.
    5. Wenn Sie mit der Morphologie der PV-Schleifen zufrieden sind, halten Sie dreimal den Atem an, um die Variation der Atmung in den Druck-Volumen-Schleifen zu reduzieren. Dabei werden mehrere belastungsabhängige Variablen wie das Herzzeitvolumen und das Schlagvolumen gemessen.
    6. Anschließend verschließen Sie die IVC, indem Sie die Gefäßschlaufe vorsichtig zurückziehen und gleichzeitig den Atem anhalten, um lastunabhängige Variablen wie die endsystolische Druckvolumenbeziehung (ESPVR) und die enddiastolische Druckvolumenbeziehung (EDPVR) zu erhalten. Wiederholen Sie den Vorgang noch zwei Mal.
    7. Beginnen Sie mit dem Tempo auf 150 Schläge pro Minute und halten Sie dreimal den Atem an, um die Herzleistung unter Stressbedingungen zu charakterisieren.
    8. Damit ist die Profilerstellung der Herzfunktion abgeschlossen. Entfernen Sie beide Katheter und binden Sie die Naht an der linken Herzkammer fest.
  5. Euthanasie schlagen
    1. Entfernen Sie die Stimulationskabel und alle Instrumente von der Brust.
    2. Erhalten Sie eine Absaugung für den Co-Chirurgen.
    3. Präparieren Sie stumpf alle seitlichen Adhäsionen des Herzens an der Brustwand und stellen Sie sicher, dass die linksventrikuläre Spitze leicht angehoben werden kann.
    4. Bitten Sie um eine Anästhesie, um die Sedierung zu vertiefen.
    5. Platzieren Sie eine große Kelley-Klemme auf der oberen Hohlvene (SVC), wenn diese leicht zugänglich ist, und eine große Satinsky-Klemme um die IVC. Klemmen Sie gleichzeitig.
    6. Nehmen Sie sofort ein Skalpell #10, um das Herz aus der Brust zu entfernen. Dazu gehört die Trennung des Herzens von der IVC, SVC, der Aorta, den Lungenarterien und den Lungenvenen.
      HINWEIS: Der Co-Chirurg sollte für eine Absaugung sorgen, um das Operationsfeld während dieser Zeit so frei wie möglich zu halten.
    7. Das Herz aus der Truhe holen und auf einen separaten Tisch legen.
    8. In zwei Hälften schneiden: apikal und basal (Abbildung 6A). Dadurch wird das ventrikuläre Gewebe von den Vorhöfen und den großen Gefäßen getrennt.
    9. Trennen Sie den linken Ventrikel von allen anderen Herzmuskelgeweben.
    10. Jede Hälfte sollte in zwölf Abschnitte unterteilt werden, basierend auf der Nähe zur linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) und der hinteren absteigenden Koronararterie, wie in Abbildung 6B dargestellt.
    11. Sammeln Sie Gewebeproben aus allen anderen Kammern, Klappen, großen Gefäßen und peripherem Gewebe wie Bauchspeicheldrüse, Leber, Lunge, Niere usw.
    12. Eine kleine Probe von jedem linksventrikulären Schnitt sollte BioPAL zur Mikrosphären-Quantifizierung zugewiesen werden. Bestimmte Abschnitte werden für die histologische Analyse in Formalin fixiert, während ein Großteil des Gewebes für zukünftige molekulare Studien in flüssigem Stickstoff schockgefroren wird.

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Ergebnisse

Zunächst wird durch die Injektion von isotopenmarkierten Mikrosphären in das linke Vorhofohr die regionale Myokardperfusion gemessen. Zur Berechnung des Myokardblutflusses kann bei einer konstanten Blutentnahmerate von 6,67 ml/min die folgende Gleichung angewendet werden: Myokardblutfluss = (Referenzblutentnahme [6,67 ml/min]/Gewebegewicht) (quantifizierte Gewebemikrosphärenzahl/quantifizierte Blutreferenzmikrosphärenzahl). Einfach ausgedrückt leitet das Verhältnis der gemessenen Mikrosph...

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Diskussion

Dieses chirurgische Verfahren besteht aus vier kritischen Schritten: Freilegung des Herzens, Femurkatheterisierung, Mikrosphären-Injektion für die Perfusionsanalyse und Erfassung von Druck-Volumen-Schleifen. In Bezug auf die Freilegung des Herzens sollte eine wichtige Überlegung die Möglichkeit sein, aufgrund des ersten chirurgischen Eingriffs auf signifikante Verwachsungen zu stoßen. Bei der Durchführung der medianen Sternotomie kann das Perikard an der Brustwand haften, die vor Beginn ...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Offenlegungen oder Interessenkonflikte.

Danksagungen

Die Forschungsmittel wurden von den National Institutes of Health bereitgestellt, einschließlich der folgenden Fördernummern: T32HL16051703 (K.C.M., C. S., D.D.H, M.K.), R01HL46716 (F.W.S.) und R01HL128831 (F.W.S.). Wir möchten uns ganz herzlich bei den Tierärzten des Rhode Island Hospital und der Brown University für ihre humane Tierpflege und außergewöhnliche Unterstützung bei unseren zahlreichen Projekten bedanken.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
#10 SkalpellMedlineMDS15310
0,9% KochsalzlösungDechra/Vetivex17033-492-50Rate: 5-10 ml/kg während des Kartons
18G NadelnPatterson Veterinärmedizin78032793Zum Ziehen von Medikamenten/Mikrosphären
2% LidocainPhönix57319-533-05Dosierung: 2-5mg/kg
4-0 Naht aus PolypropylenCovidienD9H0436YFür Geldbeutelschnur
Alle chirurgischen InstrumenteSteris und MedlineErfordert einen HandelsvertreterAlle sind häufig in Operationssälen von Krankenhäusern zu finden
Analgesie: BuprenorphinHospiraMarkenname: BupredineDosierung: 0,03 mg/kg
Anästhesie: TelazolZoetis(Tiletamin und Zolazepam)Dosierung: 4,4 mg/kg
Anästhesie: Xylazin (Rompun)DechraN/ADosierung: 2,2 mg/kg
Arterielle HülleCordis401-711MEntweder 6F oder 7F; Erfordert zwei
Schmetterlingsnadel-InfusionssetSurfloSV-25BLKFür die Injektion von Mikrosphären; typischerweise 23-25G
Chlorhexidin 4%BD E-Z Peeling371073Chirurgische Vorbereitung, falls gewünscht
Endotrachealtubus mit ManschetteRUSCH7-0 typischJe nach Größe und Gewicht des Schweins werden möglicherweise unterschiedliche Größen benötigt
EKG-ÜberwachungssystemMidMarkN/AMultiparameter-Monitor
ElektrokauterisationBovie Spezialist Pro1250ER JAHRERichten Sie in der Regel 2 ein, wenn möglich
Isofluran, AlleinstellungsmerkmalDechraDosierung: 0,75%-3,0%
LaptopHP MicrosoftN/AKann jeden Laptop verwenden, der von der Person bevorzugt wird
Lebsche MesserIntegra300-425N/A
Lutetium STERIsphärenBioPAL, Inc.C-15E20Menge: 5cc pro Operation
Mini White Vessel Loops (röntgendetektierbar)DeRoyal30-711Zur Isolierung der Oberschenkelarterie und der IVC
Mehrere 5cc SpritzenTerumoSS-05LFür Spülungen und Mikrosphären-Injektionen
SchrittmacherOsypka Medizin2428001Ein temporärer Schrittmacher
PV-SchlingenkatheterSchallnahModell: FDH-5018B-E3450 und S/N: 50-679Für die Erfassung von PV-Schleifen
PV Loop ComputerprogrammTranssonischer ScisenseADV500 SoftwareProgrammieren Sie auf Ihrem Laptop
PV-Schleifen-DatenerfassungssystemTranssonische und ADInstrumenteModelle: FY097B und PowerLab 8/35Verbindet die Katheter und den Computer
Samarium STERIsphärenBioPAL, Inc.Nr. C-15A20Menge: 5cc pro Operation
Kleiner HammerIntegra410-335N/A
Sterile HandschuheZugabe820955Würde immer noch sterile Handschuhe und Kittel empfehlen
Sterile KochsalzlösungBAXTERG171328Verdünnen, um heparanisierte Kochsalzlösungsrötungen zu erzeugen
AnsaugsystemGOMCO4042Besser, wenn Wandabsaugung der eigenen Anlage
Saugspitze: YankauerMedlineDYND50130Wichtig, um das Feld bei der Resektion des Herzens frei zu halten
Systemisches HeparinCovetrus82496Dosierung: 80 IE/kg
Dreiwege-AbsperrhahnJorgensen Laboratories, Inc.200820Für Mikrosphären-Injektionen
Warmes WasserbadFischerUm die Katheter vor dem Gebrauch zu erwärmen
Entnahme-PumpeHarvard-Apparatur70-2002Entnahme von peripherem Blut mit konstanter Geschwindigkeit
Yorkshire-SchweinCBSET, Inc.N/ADas Schwein wird sich bereits dem ersten chirurgischen Eingriff unterzogen haben

Referenzen

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  2. Mohebi, R., et al. Cardiovascular disease projections in the United States based on the 2020 census estimates. J Am Coll Cardiol. 80 (6), 565-578 (2022).
  3. Stone, C. R., et al. Crafting a rigorous, clinically relevant large animal model of chronic myocardial ischemia: what have we learned in 20 years. Methods Protoc. 7 (1), 17(2024).
  4. Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 53 (6), 136-147 (2024).
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