Method Article

Integriertes PCR-basiertes molekulares Detektionssystem zum gleichzeitigen Nachweis von vier zoonotischen Darmparasiten aus mehreren Quellen

DOI:

10.3791/69180

⸱

October 28th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Key Laboratory of Public Health Molecular Biology, Yancheng Center for Disease Control and Prevention, 2Clinical Laboratory, Yancheng Maternal and Child Health Care Hospital Affiliated to Yangzhou University, 3Jiangsu Provincial Center for Disease Control and Prevention

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier stellen wir ein Protokoll zum gleichzeitigen Nachweis von vier zoonotischen Darmparasiten aus mehreren Quellen vor, das auf einer Kombination aus Polymerase-Kettenreaktion (PCR) basiert, einem integrierten molekularen Nachweissystem.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Infektionskrankheiten sind kritische Faktoren, die sich auf die menschliche Gesundheit, die wirtschaftliche Entwicklung und die soziale Stabilität auswirken. Unter ihnen sind zoonotische parasitäre Darmerkrankungen zunehmend in den Fokus der globalen Besorgnis gerückt, da neu auftretende Infektionskrankheiten, insbesondere Cryptosporidium, Enterocytozoon bieneusi, Blastocystis und Giardia. Es wurden nur wenige Studien zur Epidemiologie der oben genannten Parasiten veröffentlicht, begleitet von Themen wie einzelnen Nachweiszielen, niedrigen Nachweisraten und hohen fehlenden Nachweisraten. Ziel dieser Studie ist es, ein integriertes molekulares Nachweissystem zu etablieren, das auf einer Kombination von PCR-Tests zum gleichzeitigen Nachweis der oben genannten vier zoonotischen Darmparasiten in Proben von wilden Mäusen, Haustieren und Nutztieren (Rinder und Schafe) basiert, um eine effiziente technische Unterstützung für den routinemäßigen Parasitennachweis in mehreren Szenarien zu bieten, einschließlich Tier-Umwelt-Schnittstellen insbesondere in lokalen Überwachungseinrichtungen.

In dieser Studie, bei der der Nachweis von Enterocytozoon bieneusi im Kot von 95 Wildmäusen und 30 Katzen und Hunden (25 von Katzen und 5 von Hunden) als primärer Test verwendet wurde, waren die positiven Ergebnisse jeder PCR genau gleich (5,26%), aber die Kombination von 2 Sätzen Polymerase-Kettenreaktion (PCR)-Tests führte zu einer höheren Positivrate (6,32%) für Enterocytozoon bieneusi. Für Giardia wurden 9 positive Proben mit dem Beta-Giardin (BG)-Gen nachgewiesen, während keine positiven Proben mit den Genen Glutamatdehydrogenase (GDH) und Triosephosphat-Isomerase (TPI) nachgewiesen wurden. Die oben genannten Ergebnisse zeigten, dass eine Kombination von PCR-Tests für mehrere genetische Zielsegmente die Nachweiskapazität für bestimmte Krankheitserreger im Vergleich zu jedem einzelnen PCR-Test erhöhte. Die Zielsequenzen wurden durch Sanger-Sequenzierung bestätigt. Dieses System wurde entwickelt, um die Überwachung des Infektionsstatus, der Verteilung und der phylogenetischen Evolution von zoonotischen Darmparasiten aus verschiedenen Quellen zu verbessern und zu erleichtern und eine Grundlage für genaue und empfindliche Warnungen in einem frühen Stadium zu schaffen. Ziel ist es, eine technische Brücke zur Erreichung des One Health-Ziels über die Schnittstellen Mensch-Tier-Umwelt hinweg zu bauen.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Cryptosporidium, Enterocytozoon bieneusi, Blastocystis und Giardia sind häufige und leicht zu vernachlässigende Protozoen-Erreger mit weltweiter Prävalenz. In den letzten Jahren ist aufgrund von Faktoren wie der Rückgewinnung und dem Eindringen in die ökologischen Nischen natürlicher Herde, der Popularität der Heimtierzucht und der Entwicklung der Nutztier- und Geflügelzucht die Prävalenz von zoonotischen Darmparasitenkrankheiten aus mehreren Quellen bei Nagetieren, Haustieren (Katzen und Hunden) und Nutztieren (Rinder und Schafe) zunehmend in den Mittelpunkt des Entstehens gerückt. Ausbruch und Wiederauftreten von Infektionskrankheiten in häuslichen und ländlichen Gebieten, die die menschliche Gesundheit und die globale Sicherheit im Bereich der öffentlichen Gesundheit ernsthaft gefährden 1,2,3,4.

Diese Parasiten haben komplexe intragenerische Arten und eine umfangreiche Anpassungsfähigkeit des Wirts. Sie können nicht nur Nagetiere, Haustiere, Wiederkäuer, Geflügel und Vögel infizieren, sondern auch zoonotische Arten, die den Menschen infizieren und klinische Symptome wie Bauchschmerzen, Durchfall und Erbrechen verursachen können. Sie sind besonders anfällig für Kinder, ältere Menschen, schwangere Frauen und immungeschwächte Bevölkerungsgruppen und können durch Wasser, Nahrung und Luft übertragen werden, was ein erhebliches zoonotisches Risiko für die öffentliche Gesundheit darstellt 3,5,6.

Derzeit stützt sich die Identifizierung der oben genannten vier Parasiten hauptsächlich auf die Morphologie, die aufgrund morphologischer Ähnlichkeiten innerhalb der Gattungen und subjektiver Faktoren, insbesondere bei der Unterscheidung zwischen Arten und Genotypen, anfällig für Fehlidentifikationen ist. Molekularbiologische Techniken wurden häufig eingesetzt, um Arten, Gattungen und Genotypen dieser Parasiten zu identifizieren. Bei Blastocystis und Cryptosporidium konzentriert sich der Nachweis hauptsächlich auf das kleine ribosomale Ribonukleinsäure-Gen (SSU rRNA) 3,7,8; für Enterocytozoon bieneusi das interne transkribierte Spacer-Gen (ITS) 4,9; und für Giardia die Gene Beta-Giardin (BG), Glutamatdehydrogenase (GDH) und Triosephosphat-Isomerase (TPI)10,11. Obwohl die verschachtelte konventionelle Polymerase-Kettenreaktion (PCR) die Identifizierungs- und Typisierungsfähigkeiten dieser vier Parasiten erheblich verbessert hat, reicht sie nicht aus, um übersehene Fälle zu erkennen und neue Spezies oder Quasispezies mit signifikanten genetischen Merkmalen zu identifizieren. Dies wirkt sich häufig auf die Effizienz der epidemiologischen Untersuchung, Übertragung und Krankheitsbekämpfung bei Menschen, Tieren und anderen Wirten aus und stellt große Herausforderungen für die Sicherheit der öffentlichen Gesundheit von Mensch, Tier und Umwelt dar.

Aufgrund der Ähnlichkeiten in den Symptomen, Übertragungswegen und dem Wirtsspektrum dieser vier Parasiten gibt es bisher kein integriertes molekulares System für einen effizienten Nachweis, bei dem ein fehlender Nachweis vermieden und neue Arten oder Quasiarten mit signifikanten genetischen Unterschieden genau identifiziert werden können. Diese Studie etablierte ein ausgereiftes integriertes molekulares Nachweissystem auf der Grundlage der PCR-Hochdurchsatz-Sequenzierungstechnologie durch Durchsicht der Literatur für den gleichzeitigen Nachweis der vier zoonotischen Darmparasiten in Proben mit mehreren Quellen (wilde Mäuse, Haustiere, Rinder und Schafe). In Kombination mit bioinformatischer Analyse wurde dieses System eingesetzt, um zoonotische Darmparasiten aus mehreren Quellen zu identifizieren, epidemiologische Faktoren wie Infektionsverteilung und phylogenetische Evolution zu überwachen und frühzeitig vor Infektionen bei Mensch und Tier sowie Umweltkontaminationen zu warnen.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Studie wurde von der Tierethikkommission des Jiangsu Provincial Center for Disease Control and Prevention genehmigt und durchgeführt. Diese Studie wurde in Übereinstimmung mit der Ausgabe 2020 der American Veterinary Medical Association Guidelines on Animal Euthanasia, den Leitprinzipien der Vorschriften über die Verabreichung von Versuchstieren (Verordnung Nr. 2 der Staatlichen Wissenschafts- und Technologiekommission der Volksrepublik China, 1988) und den Leitprinzipien für die humane Behandlung von Tieren, die vom Ministerium für Wissenschaft und Technologie der Volksrepublik China herausgegeben wurden, durchgeführt.

1. Aufbereitung von frischem Kot von Wildmäusen, Haustieren und Nutztieren (Rinder und Schafe)

  1. Betäuben Sie Mäuse durch Inhalation von Kohlendioxid aus einer komprimierten Kohlendioxidquelle in einer transparenten, luftdichten Kunststoffbox mit einer Austauschrate von 30 % bis 70 % des Behältervolumens pro Minute. Führen Sie nach vollständiger Anästhesie und Koma eine Gebärmutterhalsluxation bei den Mäusen durch.
  2. Entnahme frischer Kotproben: Sammeln Sie Kotproben von Hunden, Katzen, Rindern und Schafen innerhalb von 1 Stunde nach dem Stuhlgang mit einem Röhrchen pro Tierkot und vermeiden Sie Kreuzkontaminationen.
    1. Fangen Sie Nagetiere mit Hilfe von Köderkäfigen mit Auslösevorrichtungen in verschiedenen wilden Lebensräumen. Legen Sie die gefangenen Mäuse in Mausbeutel und transportieren Sie sie zeitnah ins Labor. Unter sterilem Betrieb in einer Biosicherheitswerkbank werden die Mäuse präpariert, um das Rektum mit dem Kot zu sammeln, legen Sie es in ein 2-ml-Kryoröhrchen und lagern Sie es bei -80 °C für eine spätere Detektion.
    2. Wählen Sie Hunde und Katzen aus Zoohandlungen in verschiedenen Regionen als Forschungsobjekte aus. Sammeln Sie frisch ausgeschiedenen Kot sofort in 5-ml-Kryoröhrchen, die mit vollständigen Probeninformationen gekennzeichnet sind, und transportieren Sie sie umgehend zur Lagerung bei -80 °C ins Labor.
    3. Wählen Sie Rinder und Schafe aus Nutztierhaltungen (Intensiv- oder Freilandhaltung) als Forschungsobjekte aus. Sammeln Sie frisch ausgeschiedenen Kot sofort in 50-ml-Kryoröhrchen, die mit vollständigen Probeninformationen beschriftet sind, und transportieren Sie ihn umgehend zur Lagerung bei -80 °C ins Labor.

2. Extraktion der Gesamt-DNA aus frischem Kot von wildlebenden Mäusen, Haustieren und Nutztieren (Rinder und Schafe)

  1. Stuhlvorbehandlung:
    HINWEIS: Es wurde das QIAamp Fast DNA Stool Mini Kit verwendet.
    1. Bei sterilem Betrieb in einer Biosicherheitswerkbank werden ca. 200 mg Kot aus verschiedenen Quellen in den phosphatgepufferten Kochsalzpuffer (PBS) gegeben, Stahlkügelchen hinzugefügt und mit einem Gewebewolf gründlich homogenisiert.
    2. Diesen 5 min lang auf 70 °C erhitzen und bei 10.000 × g für 10 min bei Raumtemperatur (15-25 °C) zentrifugieren.
    3. Geben Sie 600 μl Überstand in ein 2-ml-Zentrifugenröhrchen mit 25 μl Proteinase K, fügen Sie 600 μl Puffer AL hinzu und wirbeln Sie es 15 s lang.
    4. 10 min bei 70 °C inkubieren. 600 μl 100 % wasserfreies Ethanol zum Lysat geben und zum Mischen vortexen.
  2. Geben Sie vorsichtig 600 μl des Lysats in eine Spin-Säule, zentrifugieren Sie 1 Minute lang bei 14000 × g und setzen Sie die Spin-Säule in ein neues 2-ml-Sammelröhrchen ein. Wiederholen Sie diesen Schritt noch einmal.
  3. Öffnen Sie vorsichtig die Spin-Säule, fügen Sie 500 μl Puffer AW1 hinzu, zentrifugieren Sie 1 Minute lang bei maximaler Geschwindigkeit und setzen Sie die Spin-Säule in ein neues 2-ml-Sammelröhrchen ein. Öffnen Sie vorsichtig die Spin-Säule, fügen Sie 500 μl Puffer AW2 hinzu und zentrifugieren Sie 3 Minuten lang bei maximaler Drehzahl.
  4. Legen Sie die Spin-Säule in ein neues 2-ml-Sammelröhrchen (separat vorbereitet) und zentrifugieren Sie sie 3 Minuten lang bei 14000 × g . Setzen Sie die Spin-Säule in ein neues, beschriftetes 1,5-ml-Zentrifugenröhrchen ein und geben Sie 100 μl Elutionspuffer direkt auf die Spin-Säulenmembran.
  5. 1 min bei Raumtemperatur (15-25 °C) inkubieren und 1 min bei 14000 × g zentrifugieren, um die DNA zu eluieren.
  6. Bestimmen Sie die Konzentration und Reinheit der DNA mit einem Ultramikro-Spektralphotometer. Verwenden Sie die extrahierte DNA für den späteren Nachweis oder lagern Sie sie für die Langzeitkonservierung bei -20 °C.
    HINWEIS: Das A260/A280-Verhältnis sollte 1,8-2,0 betragen, um die Integrität und Reinheit der extrahierten DNA zu gewährleisten.

3. Verschachtelter konventioneller PCR-Nachweis von Cryptosporidium und Blastocystis , der auf ribosomale RNA kleiner Untereinheiten (SSU rRNA) abzielt

HINWEIS: Für diesen Schritt wurde Dream Taq Green PCR Mix verwendet.

  1. Bereiten Sie das PCR-Reaktionssystem auf Eis mit PCR Mix vor: 25 μl 2× Taq-Puffer, je 2 μl Forward- und Reverse-Primer, 16 μl ddH2O und 5 μl Template mit einem Gesamtvolumen von 50 μl.
  2. Befolgen Sie für Cryptosporidium die Schritte 3.2.1-3.2.2.
    1. Verwenden Sie F1R11 und F-1R1-1 8,11 als Reaktionsprimer der ersten Runde. Das Reaktionsprogramm wird eingestellt: Anfängliche Denaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 55 °C für 40 s und Verlängerung bei 72 °C für 90 s, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
    2. Als Zündhütchen für die zweite Runde werden F2R21 und F-1R2-1 8,11 mit folgendem Reaktionsprogramm verwendet: Anfangsdenaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 55 °C für 40 s und Extension bei 72 °C für 1 min, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
  3. Befolgen Sie bei Blastocystis die Schritte 3.3.1-3.3.4.
    1. Verwenden Sie F1R13 und F1-1R-1 3,12 als Reaktionsprimer der ersten Runde. Das Reaktionsprogramm für F1R1 wird wie folgt eingestellt: Anfangsdenaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 60 °C für 40 s und Verlängerung bei 72 °C für 100 s, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
    2. Das Reaktionsprogramm für F1-1R-1 wird wie folgt eingestellt: Anfangsdenaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 55 °C für 40 s und Verlängerung bei 72 °C für 1 min, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
    3. Verwenden Sie F2R23 und F2-1R-1 3,12 als Zündhütchen für die zweite Runde. Das Reaktionsprogramm für F2R2 wird wie folgt eingestellt: anfängliche Denaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 60 °C für 40 s und Verlängerung bei 72 °C für 1 min, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
    4. Das Reaktionsprogramm für F2-1R-1 wird wie folgt eingestellt: Anfangsdenaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 55 °C für 40 s und Ausdehnung bei 72 °C für 50 s, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
      HINWEIS: Die Primersequenzen sind in Tabelle 1 1,3,8,11,12 dargestellt.
PathogenErwartete Produktgröße (bp)Primer-Sequenzen (5′-3′)Referenzen
Kryptosporidium830Formel 1: CCATTTCCTTCGAAACAGGA1
R1: TTCTAGAGCTAATACATGCG
F2: AAGGAGTAAGGAACAACCTCCA
R2: GGAAGGGTTGTATTTATTAGATAAAG
607F-1: GACATATCATTCAAGTTTCTGACC8,11
R1-1: CTGAAGGAGTAAGGAACAACC
R2-1: TCTAAGAATTTCACCTCTGACTG
Blastocystis600F1: GGGATCCTGATCCTTCCGCAGGTTCACCTAC3
R1: GGAAGC TTATCTGGTTGATCCTGCCAGTA
F2: ATCTGGTTGATCCTGCCAGT
R2: GAGCTTTTTAACTGCAACAACG
460F1-1: TGCTTTCGCACTTGTTCATC3,12
F2-1: GATTTATTGTCACTACCTCC
R-1: ATCTGGTTGATCCTGCCAGT

Tabelle 1: Primersequenzen für SSU rRNA von Cryptosporidium und Blastocystis.

4. Verschachtelter konventioneller PCR-Nachweis des ITS-Gens von Enterocytozoon bieneusi und der Gene Giardia BG, GDH und TPI

HINWEIS: Für diesen Schritt wurde Dream Taq Green PCR Mix verwendet.

  1. Bereiten Sie das PCR-Reaktionssystem auf Eis mit einer PCR-Mischung vor: 25 μl 2× Taq-Puffer, je 2 μl Vorwärts- und Rückwärtsprimer, 16 μl ddH2O und 5 μl Template mit einem Gesamtvolumen von 50 μl.
  2. Für Enterocytozoon bieneusi befolgen Sie die Schritte 4.2.1 bis 4.2.2.
    1. Verwenden Sie F1R19 und F1-1R1-12 als Reaktionsprimer der ersten Runde. Das Reaktionsprogramm wird wie folgt eingestellt: anfängliche Denaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 55 °C für 40 s und Verlängerung bei 72 °C für 50 s, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
    2. Als Zündhütchen für die zweite Runde sind F2R29 und F2-1R2-12 zu verwenden, wobei das Reaktionsprogramm wie folgt ist: anfängliche Denaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 55 °C für 40 s und Verlängern bei 72 °C für 50 s, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
  3. Führen Sie für Giardia die Schritte 4.3.1 bis 4.3.3 aus.
    1. Verwenden Sie BG-F1R1, GDH-F1R1 und TPI-F1R1 2,10 als Reaktionsprimer der ersten Runde für die drei Zielgene. Das Reaktionsprogramm der ersten Runde wird für alle wie folgt eingestellt: anfängliche Denaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 50 °C für 40 s und Verlängerung bei 72 °C für 1 min, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
    2. Das Reaktionsprogramm der zweiten Runde für BG-F2R2 2,10 und TPI-F2R2 2,10 wird wie folgt eingestellt: Anfangsdenaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 55 °C für 40 s und Ausdehnung bei 72 °C für 50 s, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
    3. Das Reaktionsprogramm der zweiten Runde für GDH-F2R2 2,10 wird wie folgt eingestellt: Anfangsdenaturierung bei 94 °C für 5 min, 30 Denaturierungszyklen bei 94 °C für 40 s, Glühen bei 60 °C für 40 s und Verlängerung bei 72 °C für 50 s, mit einer abschließenden Dehnung bei 72 °C für 7 min.
      HINWEIS: Die Primersequenzen sind in Tabelle 2 2,9,10 dargestellt.
PathogenErwartete Produktgröße (bp)Primer-Sequenzen (5′-3′)Referenzen
Enterocytozoon bieneusi390F1: GGTCATAGGGATGAAGAG9
R1: TTCGAGTTCTTTCGCGCCTC
F2: GCTCTGAATATCTATGGCT
R2: ATCGCCGACGGATCCAAGTG
390F1-1: GATGGTCATAGGGATGAAGAGCTT2
R1-1: TATGCTTAAGTCCAGGGAG
F2-1: AGGGATGAAGAGCTTCGGCTCTG
R2-1: AGTGATCCTGTATTAGGGATATT
Giardia511BG-F1: AAGCCCGACGACCTCACCCGCAGTGC2,10
BG-R1: GAGGCCGCCCTGGATCTTCGAGACGAC
BG-F2: GAACGAACGAGATCGAGGTCCG
BG-R2: CTCGACGAGCTTCGTGTT
530GDH-F1: TTCCGTRTYCAGTACAACTC2,10
GDH-R1: ACCTCGTTCTGRGTGGCGCA
GDH-F2: ATGACYGAGCTYCAGAGGCACGT
GDH-R2: GTGGCGCARGGCATGATGCA
530TPI-F1: AAATIATGCCTGCTCGTCG2,10
TPI-R1: CAAACCTTITCCGCAAACC
TPI-F2: CCCTTCATCGGIGGTAACTT
TPI-R2: GTGGCCACCACICCCGTGCC

Tabelle 2: Primersequenzen für das ITS-Gen Enterocytozoon bieneusi und die Gene Giardia BG, GDH und TPI.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

PCR-Testergebnisse für Mäuse Cryptosporidium, Blastocystis SSU rRNA-Gen, Enterocytozoon bieneusi ITS-Gen und Giardia BG-Gen
Alle 95 rektalen Stuhlproben von Mäusen wurden mit zwei Primersätzen auf das ITS-Gen von Enterocytozoon bieneusi getestet, was zu 5 positiven Proben für jede Methode führte, was zu insgesamt 6 positive...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cryptosporidium, Enterocytozoon bieneusi, Blastocystis und Giardia sind häufige zoonotische Darmparasiten; Die ersten beiden werden von den US-amerikanischen National Institutes of Health (NIH) als biologische Krankheitserreger der Kategorie B eingestuft, und alle vier werden von der Weltgesundheitsorganisation (WHO) als 24 der wichtigsten durch Lebensmittel übertragenen Parasiten weltweit aufgeführt. Sie können potenziell Menschen und Tiere infizieren...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Studie wurde von der Gesundheitskommission der Provinz Jiangsu (Zuschuss-Nr. Ym2023024), Yancheng Municipal Medical Research Project (Förder-Nr. YK2023085) und dem Open Fund des Key Laboratory of Pathogenic Microbiology for Emerging and Re-emerging Infectious Diseases (Jiangsu Provincial Center for Disease Control and Prevention) (PM202402).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Agarose Qingke TechTSJ001
Qiaquick Gel-ExtraktionssetQiagen 28704DNA-Gel-Extraktionsset
100 bp Plus DNA-LeiterTransGen  BiotechBM311DNA-Leiter
4S Green Plus Nukleinsäure-FärbungBBIA616696-0500DNA-Färbung
10&Times; TBE-PufferSolarbioT1051Elektrophoreisispuffer
Qubit 4.0Thermohttps://www.thermofisher.com/in/en/home
/industrielle/spektroskopie-elementar
-Isotopenanalyse/molekulare Spektroskopie/
fluorometers/qubit/models/qubit-4.html?
ef_id=:G:s& s_kwcid=AL!3652!10!77515
785702067!!!! 77516061528018!! 380468
453!1240249321530142& cid=bid_pca_
aqb_r01_co_cp1359_pjt0000_bid
00000_0se_bng_bt_pur_con		Fluoreszenzquantitatives Instrument
MINI Space 1000Tanonhttp://en.biotanon.com/PRODUCT/
PRODUCTLIST?ID=3040&
TYPE=DETAIL		Gel-Bildgeber
  Fast DNA Stool Mini Kit zur DNA-ExtraktionQIAGEN51604Nukleinsäureextraktions-Set
ProFlex-BasisThermohttps://www.thermofisher.com/
in/en/home/life-science/pcr/
thermal-cyclers-realtime-
instruments/thermal-cyclers
/proflex-pcr-system.html		PCR
Dream Taq Green PCR MixThermoK1082PCR-Amplifikation 

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