Pulsed-Wave-Doppler-Bewertung der diastolischen Dysfunktion im ZSF-1-Rattenmodell der pulmonalen Hypertonie infolge einer linken Herzerkrankung

Zusammenfassung

Ein Protokoll zur Beurteilung der diastolischen Funktion mittels Doppler-Ultraschall in einem präklinischen Modell der pulmonalen Hypertonie infolge einer linken Herzerkrankung wird vorgestellt.

Zusammenfassung

Diastolische Dysfunktion und Herzinsuffizienz mit erhaltener Ejektionsfraktion (HFpEF) tragen wesentlich zu pulmonaler Hypertonie (PH) aufgrund einer linken Herzerkrankung bei. Die Standarduntersuchung von Relaxationsanomalien in präklinischen Modellen umfasst eine zweidimensionale (2D) Echokardiographie mit Doppler-Beurteilung des transmitralen Flusses und der Geweberelaxation, was komplex, teuer ist und hochentwickelte echokardiografische Geräte erfordert. Hier wird eine wertvolle Surrogatmethode zur Bewertung der diastolischen Dysfunktion im pH infolge einer linken Herzerkrankung in einem gut etablierten Nagertiermodell mit pulsiertem Doppler-Ultraschall ohne 2D-Echokardiographie demonstriert. Das diastolische transmitrale Flussmuster wird vom apikalen Fenster aus identifiziert und korreliert mit einer gleichzeitig aufgezeichneten EKG-Verfolgung. Indizes der diastolischen Funktion werden erfasst, und die Identifikation dieser Indizes wird in diesem Protokoll beschrieben. Diese kostengünstige, leicht umsetzende Technik identifiziert relevante Marker für diastolische Dysfunktion, die mit PH, Herz-Kreislauf-Erkrankungen und HFpEF assoziiert sind. Darüber hinaus erkennt sie ihren Verlauf über die Zeit reproduzierbar, wenn eine 2D-Echokardiographie nicht bevorzugt oder verfügbar ist. Die Haupteinschränkungen dieser Methode hängen mit dem Fehlen einer Visualisierung der Herzstrukturen, dem Potenzial für Ungenauigkeiten durch die Winkelabhängigkeit des Dopplersignals sowie dem Körperzustand des Tieres zusammen, was durch Anpassung der Position der Sonde und Optimierung der Ausrichtung auf den Blutfluss gemildert werden kann.

Einleitung

Pulmonale Hypertonie (PH) ist eine tödliche Krankheit ohne Heilung, die durch einen erhöhten Lungenblutdruck^{gekennzeichnet ist}. Die linke Herzkrankheit (LHD) ist weltweit mit Abstand die häufigste Ursache für den pH und ist mit hohen Kosten und erheblicher Morbidität^{verbunden 2,3}. Zu den kardialen Ursachen von PH-LHD gehören mehrere verschiedene Erkrankungen, die entweder zu systolischer oder diastolischer Dysfunktion führen, wie zum Beispiel Herzinsuffizienz, einem vielschichtigen klinischen Syndrom, das weltweit weiterhin zu den Hauptursachen für Sterblichkeit gehört⁴. Bei Patienten mit Herzinsuffizienz macht HFpEF mehr als die Hälfte der incidentbasierten^{Krankenhausaufnahmen aus}, ^4,5. Die diastolische Dysfunktion wurde als einer der wichtigsten Vorläufer und ein grundlegendes Merkmal im Zusammenspiel von HFpEF und PH aufgrund von LHD (PH-LHD)^6,7 identifiziert. Aufgrund des Mangels geeigneter präklinischer Modelle, die die meisten klinischen und subklinischen Merkmale von PH und HFpEF wiederholen, ist das Verständnis der zugrunde liegenden Mechanismen dieser Erkrankungen unvollständig⁷.

Diastolische Dysfunktion ist ein Kennzeichen von PH-LHD und kann durch 2D- und Doppler-Echokardiographie⁸ beurteilt werden. Zweidimensionale und Doppler-Methoden zur Beurteilung der diastolischen Funktion des linken Ventrikels umfassen unter anderem die Spitzengeschwindigkeit der frühen diastolischen E-Welle, die Spitzengeschwindigkeit der späten diastolischen A-Welle, die Dauer der Mitralklappe A (Zeitintervall vom Beginn der A-Welle bis zum Ende der A-Welle bei null Basislinie), das E/A-Verhältnis der Mitralklappe, die Verzögerungszeit der E-Welle (DT, Zeitintervall vom Peak der E-Welle extrapoliert auf die Null-Geschwindigkeits-Basislinie). Gewebe-Dopplerbildgebung (TDI) des septalen Mitralklappenannulus (e', echokardiographischer Parameter der Geweberelaxation des Mitralklappenannulus) und IVRT (isovolumische Relaxationszeit, Zeit zwischen dem Verschluss der Aortenklappe und dem Öffnen der Mitralklappe). Echokardiographische Marker für beeinträchtigte Relaxation umfassen eine Kombination aus reduziertem oder umgekehrtem E/A-Verhältnis im Zusammenhang mit A-Wellen-Augmentation und E-Wellen-Reduktion, verlängerter IVRT, verkürzter E-Wellen-Verzögerungszeit, verzögerten Gewebe-Doppler-Indizes (verlängerte e'-Geschwindigkeit, erhöhter durchschnittlicher septaler E/e') und ein niedrigerer absoluter Wert der globalen Longitudinaldehnung (GLS)⁹. Studien, die echokardiographische und invasive hämodynamische Messungen vergleichen, haben gezeigt, dass echokardiographische und invasive Messungen vergleichbar sind und eine zuverlässige Methode zur Bewertung der kardialen Hämodynamik^sind. Die 2D-Echokardiographie ist jedoch komplex, teuer und erfordert hochentwickelte echokardiografische Geräte und Personal. Diese Faktoren sind eine wesentliche Einschränkung für das Fortschreiten der Krankheit bei Tieren. Folglich verlassen sich die Forscher entweder auf zwei Messgrößen (Beginn und -Ende) für Längsschnittstudien oder auf einzelne Messungen in einem Querschnittsstudiendesign.

Unter diesen Parametern der diastolischen Dysfunktion können E, A, E/A, A-Duration, DT und IVRT mittels pulsierter Doppler-Echokardiographie bewertet werden, wodurch eine 2D-Echokardiographie überflüssig wird. In diesem Artikel wird ein Protokoll zur Doppler-Bewertung der diastolischen Funktion im gut etablierten ZSF-1-Rattenmodell von PH-LHD¹¹ demonstriert. Insgesamt wurden 25 männliche ZSF1-Ratten (10 genetisch fettleibig, 15 genetisch schlank) männliche ZSF1-Ratten längszeitlich verfolgt und sonografisch auf die Entwicklung einer diastolischen Dysfunktion für sechzehn Wochen zwischen 8 und 24 Wochen untersucht. Die gleichen echokardiographischen Parameter wurden in den beiden Kohorten bewertet. Alle Tiere wurden zu Beginn (8 Wochen alt) untersucht. Dopplerhinweise auf eine diastolische Dysfunktion zeigten sich bereits im Alter von 16 Wochen, als die Zwischenmessungen durchgeführt wurden. Endpunktmessungen wurden im Alter von 24 Wochen durchgeführt. Während der Datenerhebung des Prüfers aufgrund der offensichtlichen Gewichtszunahme in der fettleibigen Kohorte nicht blind sein konnte, war der Prüfer, der die Datenanalyse durchführte, für den Phänotyp der Tiere blind. Während diese leicht umsetzbare Methode eine Möglichkeit zur longitudinalen Beurteilung des Krankheitsverlaufs bei Nagetieren bietet, sind die Einschränkungen dieser Technik die Winkelabhängigkeit eines hochwertigen Dopplersignals, die je nach Ausrichtung der Sonde und Tiergröße schwierig zu erreichen sein kann.

Protokoll

Alle Verfahren wurden gemäß der Genehmigung des Johns Hopkins University Animal Care and Use Committee (ACUC) für Protokoll RA21M273 durchgeführt. Kein Tier wurde bei der Datenerhebung oder den Messungszwecken Unbehagen ausgesetzt. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung der Ausrüstung und des Tieres

1. Reinigen Sie die Betäubungskammer mit 70% Ethylalkohol und wischen Sie alle Oberflächen ab.
2. Polstere die Kammer mit einem Einweg-Wickelpad und Papiertüchern. Stellen Sie sicher, dass die Gasein- und Abflussöffnungen nicht verstopft sind.
3. Ergreifen Sie folgende Sicherheits- und Anästhesie-Vorsichtsmaßnahmen:
   1. Stellen Sie sicher, dass die Betäubungsstation in einem gut belüfteten Bereich eingerichtet ist.
   2. Überprüfen Sie die Anästhesieausrüstung auf Undichtigkeiten und Fehlfunktionen.
   3. Vermeiden Sie es, den Verdampfer einzuschalten, bis der Stromkreis mit dem Tier verbunden ist.
   4. Halten Sie während des gesamten Experiments einen kontinuierlichen Sauerstofffluss aufrecht.
   5. Stellen Sie sicher, dass das Plünderungssystem kontinuierlich mit dem Anästhetikumsystem verbunden ist.
   6. Verschließen Sie die Lücke zwischen Nasenkegel und Nase mit einem Stück Klebeband, um das Verlaufen von Anästhetikum zu reduzieren und das Ausweichen von Luftverunreinigungen in die Luft zu verhindern.
   7. Reduzieren Sie die Frischgasdurchflussraten im Anästhesiesystem während der Wartungsphase der Anästhesie. Die Verwendung der niedrigstmöglichen Frischgasdurchflussrate wird empfohlen.
   8. Nach Abschluss des Experiments wird weiterhin Sauerstoff mit hoher Durchflussrate verabreicht, um eventuelle Restanästhetikums und das Atemsystem zu spülen.
4. Öffnen Sie den Sauerstofftank (100 %) und lassen Sie freien Sauerstofffluss in die Betäubungskammer zu.
5. Öffnen Sie den Tierkäfig und legen Sie das Tier in die Betäubungskammer.
6. Verschließen Sie die Kammer sicher.
7. Öffnen Sie den Isofluran-Verdampfer und lassen Sie einen freien Durchfluss von 2 % bis 3 % Isofluran in die Betäubungskammer zu, gemischt mit Sauerstoff (2 L/min).
8. Lassen Sie das Tier das Sauerstoff-Isofluran-Gas-Gemisch bis zu 3 Minuten einatmen oder bis eine ausreichende Vollnarkosetiefe erreicht ist.
   HINWEIS: Anästhesie gilt als ausreichend, wenn das Tier vor Beginn des Experiments nicht auf nicht schädliche oder schädliche Reize reagiert, während es weiterhin spontan und unanstrengt atmet.

2. Durchführung einer EKG-Nachverfolgung

1. Schalte das Tablet ein, das mit dem EKG-Tracker verbunden ist. Wählen Sie RSMonitor aus den verfügbaren Apps aus. Schalten Sie das EKG-Pad ein, indem Sie den runden Knopf vorne drücken.
   HINWEIS: Ein blinkendes grünes Licht zeigt an, dass das EKG-Pad mit dem Tablet gekoppelt wird. Ein fest grünes Licht zeigt den Abschluss der Paarung an.
2. Tippen Sie unten rechts in der Benutzeroberfläche auf EINSTELLUNGEN .
3. Wählen Sie PRESETS im Dropdown-Menü der experimentellen Einstellungen aus.
4. Tippe auf das Dropdown-Menü unter Gespeicherte Voreinstellungen.
5. Wähle Rat CV und drücke OK unten rechts.
   HINWEIS: Das Pad sollte im "Ratten"-Modus sein, um die Erkennung des EKG über die Pfoten zu ermöglichen.
6. Reinigen Sie das EKG-Pad mit 70 % Ethylalkohol, um eventuelle Rückstände des EKG-Gels zu entfernen.
7. Holen Sie sich ein hochleitfähiges Elektrodengel für das EKG und wasserlösliches hypoallergenes Ultraschallgel für den Doppler.
8. Öffnen Sie den Gasgemischfluss zum Nasenkegel.
9. Legen Sie das betäubte Tier in der Rückenlage auf das nicht-invasive EKG-Pad, mit der Nase im passend großen Nasenkegel. Stellen Sie die Dampferleistung zwischen 1,5 % und 2 % ein (Sauerstofffluss bei 1 L/min). Stellen Sie sicher, dass Isofluran frei in den Nasenkegel fließt.
10. Schalten Sie den Gasstrom in Richtung Betäubungskammer ab.
11. Tragen Sie eine kleine Menge Elektrodengel auf die Rückenseite der Vorderpfoten mit einem Applikator mit Baumwollspitze und auf der Plantarseite der Hinterpfoten auf. Sichern Sie die Pfoten mit Klebeband auf der Elektrodenkontaktfläche des EKG-Pads und stellen Sie sicher, dass das Elektrodengel ausreichenden Kontakt mit dem EKG-Pad hat.
    HINWEIS: Mäuse brauchen im Vergleich zu Ratten einen kleineren Nasenzapfen.
12. Entfernen Sie das Brust- und Bauchhaar des Tieres mit einer milden Enthaarungscreme, um den Kontakt mit der Hautsonde zu verbessern. Wischen Sie alle Reste der Enthaarungscreme ab, um Hautreizungen zu vermeiden.
13. Stellen Sie sicher, dass die isoelektrische Basislinie und die P-QRS-T-Wellenform auf der EKG-Verfolgung auf dem Computermonitor angezeigt werden.
    HINWEIS: Je nach Herzfrequenz sind P- und T-Amplituden möglicherweise nicht vom QRS-Komplex zu unterscheiden, und die R-Welle ist das wichtigste Element zur Bestimmung des Timings der Dopplerwellenformen.

3. Aufbau des Computers

1. Schalten Sie den Computer ein.
2. Erstelle einen Ordner am Computer, der das Tier und die interessanten Daten identifiziert. Die während des Experiments aufgenommenen Schnappschüsse werden in diesem Ordner gespeichert.
3. Schalten Sie das Pulsed-Doppler-Transceiver-Gerät vorne und hinten ein (große blaue Box).
4. Schalte den Doppler-Signalprozessor ein (kleine schwarze Box).
5. Öffnen Sie das Doppler Signal Processing Workstation-Symbol, um die Software auszuführen.
   HINWEIS: Die anfänglichen Systemeinstellungen sind wie folgt: 10 MHz oder 20 MHz in den Systemeinstellungen, Abtastrate: 125 kHz, Abtastgröße: 512, Tiefpassfilter: 150 kHz, was für die meisten Experimente ausreichend ist.
6. Klicken Sie oben links auf Einrichten .
7. Wählen Sie Systemeinrichtung.
8. Wählen Sie die passende Sondenfrequenz für das Experiment (20 MHz für Mäuse und kleine Ratten, 10 MHz für große Ratten).
   HINWEIS: Die Schnittstelle besteht aus zwei Panels: einem oberen Panel für die Darstellung der Doppler-Geschwindigkeitsspektrogramme und einem unteren Panel zur Darstellung des EKG.
9. Stecken Sie die 20-MHz-Sonde ein, wenn Sie eine junge Ratte oder Maus untersuchen. Verwenden Sie eine 10-MHz-Sonde für ältere, größere oder fettleibige Ratten. Bemerkenswert ist, dass beide Sonden gleichzeitig eingesteckt werden können und das Doppler-Transceiver-Modul einen einfachen Wechsel zwischen Frequenzen/Sonden ermöglicht (Kippschalter vorne).
10. Setze Doppler-Einstellungen am Transceivermodul:
    1. Stellen Sie sicher, dass der handgehaltene Sondenwandler auf Kanal A oder B Steckdose eingestellt ist.
       HINWEIS: Die Auswahl der Steckdose hat keinen Einfluss auf die Datenerfassung und führt auch nicht zu Änderungen in der Software.
    2. Wählen Sie den entsprechenden 10/20-MHz-Kanal aus, um die 10/20-MHz-Handsonde zu bedienen.
    3. Stellen Sie die Pulswiederholungsfrequenz (PRF) auf 62 kHz ein, um optimale Ambiguität im Bereich zu erreichen, um die maximale Geschwindigkeit zu erhöhen, die mit PW-Doppler vom nächstgelegenen Sample-Volumen aus detektiert werden kann, während Aliasing minimiert wird.
    4. Stellen Sie den DIRECTION-Schalter auf TWD ein, um jeglichen Fluss, der auf die Sonde zukommt , als Wellenform oberhalb der Null-Flow-Basislinie anzuzeigen.
       HINWEIS: Jede Strömung, die sich von der Sonde entfernt, wird als Wellenform unterhalb der Nullstrom-Basislinie angezeigt.
    5. Stellen Sie den BEREICH auf 2,5 - 3,5 mm für Mäuse und 4-6 mm für Ratten ein, um die Tiefe zu wählen, in der das Probenvolumen platziert wird.
       HINWEIS: Das Herz einer Ratte befindet sich innerhalb der ersten 1 cm vom Gesicht des Wandlers, während das Herz einer Maus innerhalb der ersten 0,5 cm liegt. Der Abstand von der Haut-Sonde-Schnittstelle bis zur Mitte des Probenvolumens wird gemessen, und der Bereich zur Erkennung des Transmitralstroms variiert je nach Größe, Alter und Körpergehaltszustand des Tieres.
    6. Stellen Sie FILTER auf 15 , um den Ausgabe der Phasengeschwindigkeit auf "gedämpft" zu glätten, um Über- oder Unterschätzungen der Geschwindigkeiten zu vermeiden und eine optimale Geschwindigkeitsschätzung sicherzustellen.
11. Drücke GO in der oberen linken Ecke des Benutzeroberflächenbildschirms. Ein Pop-up-Fenster erscheint.
    1. Im neuen Fenster geben Sie die relevanten Erwerbsinformationen ein (Tiertyp, Geschlecht, Geburtsdatum, Alter beim Erwerbsdatum, Gewicht usw.).
    2. Wählen Sie den gewünschten vorgefertigten Ordner im Dropdown-Menü im Verzeichnis aus (zum Erstellen des Ordners, siehe Schritt 3.2) mit den Tier- und Experiment-Identifikatoren.
    3. Drück OK.
       HINWEIS: Die Anfangsdateinummer ist auf _00 gesetzt.
    4. Passen Sie die EKG-Grundlinie an, indem Sie sie mit der linken Skalaleiste nach oben oder unten verschieben (linke Klick auf die Achse und ziehen Sie nach oben oder unten), sodass die R-Wellen deutlich sichtbar sind.
       HINWEIS: Die Grundlinie kann verschoben werden, indem man den Cursor auf dem EKG-Panel hält, mit der Maus mit Rechtsklick und die Maus vor- und zurückbewegt.

4. Durchführung von Doppler-Messungen

1. Tragen Sie eine kleine Menge Ultraschallgel auf den substernalen/epigastrischen Bereich von Brust und Bauch des Tieres auf, um die Ultraschallübertragung zwischen Sonde und Haut zu erleichtern.
2. Platziere die Dopplersonde in der Mittellinie unter dem Zwerchfell unterhalb des Brustbeins (direkt unterhalb und etwas links vom Xyphoid), den Kopf mit dem Kopf zum linken Ohr des Tieres, und beginne mit der Suche nach Strömung, indem du die Sonde langsam in einer kleinen kreisförmigen Bewegung mit zunehmendem Radius (jeweils 1 mm) mit feiner Handbewegung bewegst.
3. Halten Sie jederzeit sanften Druck der Sonde auf die Haut unter dem Zwerchfell aufrecht.
4. Wenn der Mitralstrom nicht erkannt wird, wird die RANGE entsprechend angepasst, indem man das RANGE-Drehrad in 0,5-mm-Schritten dreht, um die Sendewellenform zu erkennen (Abbildung 1A), wobei die kreisförmige Scan-Bewegung bei jeder Drehung wiederholt wird.
   HINWEIS: Ein M-förmiges diastolisches antegrades Flussmuster erscheint oberhalb der Null-Basislinie (wenn der Richtungsschalter auf "TWD" (zu) steht, was auf ein diastolisches Flussmuster hinweist, das mit dem Durchfluss über die Mitralklappe übereinstimmt, der mit der Öffnung der Mitralklappe auftritt. Bemerkenswert ist, dass der Großteil des Durchflusses für ein Mitralklappenströmungsmuster oberhalb der Basislinie liegen sollte, während eine asymmetrische V-förmige Wellenform, die hauptsächlich unterhalb der Basislinie liegt, auf einen systolischen Fluss durch eine andere Klappe, wie etwa die Aortenklappe, hinweist. Wenn eine Wellenform auftritt, die mit einem Aortenflussmuster übereinstimmt, bewegt man die Spitze leicht nach rechts des Tieres und neigt sie nach oben (erfordert minimale Bewegung von ein oder zwei Millimetern). Alle Signale werden in Echtzeit angezeigt. Der diastolische Fluss über die Trikuspidalklappe erscheint als ähnliche M-förmige Wellenform oberhalb der Basislinie; aufgrund eines geringeren Druckgradienten zwischen dem rechten Vorhof und dem rechten Ventrikel sind die Spitzengeschwindigkeiten jedoch deutlich niedriger (Abbildung 1B). Wenn eine Wellenform festgestellt wird, die mit dem Fluss der Trikuspidalklappe übereinstimmt, schieben Sie die Sonde leicht nach links des Tieres, ohne den Winkel im Verhältnis zur Haut zu verändern.
5. Stellen Sie sicher, dass die Dopplerwellenform und das EKG gleichzeitig auf dem Bildschirm angezeigt werden.
   HINWEIS: Die EKG-Sweep-Geschwindigkeit kann durch Klicken auf die Auf-/Ab-Pfeile unten rechts im Panel auf ein angenehmes Niveau eingestellt werden. 4-5 Beats pro Bildschirm sind optimal.

5. Datengewinnung aus der Doppler-Ultraschalluntersuchung

1. Erstellen Sie Schnappschüsse mit dem Fußpedal, sobald der richtige Durchfluss gefunden ist. Dies kann bei Bedarf mehrfach wiederholt werden, um eine optimale Datenqualität zu gewährleisten.
   HINWEIS: Ein ideales Bild zeigt eine klare Definition spektraler Grenzen, keine spektrale Verbreiterung, keine spektrale Ausfüllung, keine gleichzeitige Darstellung von Vorwärts- und Rückwärtsströmungen sowie gleichzeitige Darstellung diastolischer Transmitral- und systolischer Aortenströme. Die Schnappschüsse werden automatisch gespeichert, wenn man das Fußpedal benutzt.
2. Beenden Sie die Datenerfassung, wenn Sie mit der Datenqualität zufrieden sind, indem Sie auf die STOPP-Schaltfläche oben rechts in der Benutzeroberfläche klicken. Für eine zuverlässige Darstellung von Durchschnittsgeschwindigkeiten und Kontraktions-/Relaxationszeiten sind mindestens 3 Replikaten eines EKG- und Dopplerwellenformpaares erforderlich.
3. Klicken Sie auf das Dateimenü in der oberen Funktionsleiste.
4. Wählen Sie im Dropdown-Menü Öffnen aus.
5. Wählen Sie die Datei mit der höchsten Datenqualität aus dem vorgefertigten Ordner zur Analyse aus.
6. Klicken Sie oben links auf Analyse . Ein Pop-up-Fenster erscheint.
   1. Wähle Schritt 2: Allgemeiner Aufbau
      1. Datentyp: Doppler
      2. Signal: Mitraleinfluss
      3. Tier: Wählen Sie das passende Modell für das Experiment aus.
      4. Setze "Alle Messnamen" unter Standard-Messnamen.
7. Gehen Sie im Dropdown-Menü Analysis Control zu Schritt 5: R-Peak-Editor . Wählen Sie die Display-Beat- und R-Peak-Markierungen. Wähle Automatische Berechnung aus.
   HINWEIS: Grüne Markierungen des R-Gipfels werden erscheinen. Richte die grünen Markierungen mit der Spitze der R-Wellen aus. Unerwünschte Beat Marker können vom Panel entfernt werden, indem man den Cursor auf den Marker legt und mit der Maus eine schnelle Rechtsbewegung mit der Maus ausführt, während man den Rechtsklick gedrückt hält.
8. Klicken Sie im Dropdown-Menü Analysis Control auf Schritt 6: Beat-Editor . Wähle die Marker für Schlag anzeigen und R-Peak und klicke auf Alle Schläge auswählen.
9. Klicken Sie im Dropdown-Menü Analysis Control auf Schritt 7: Marker-Editor . Klicken Sie auf Analysemarker anzeigen. Wählen Sie den gewünschten Parameter für die Messung unter "Current Marker Selected" aus.
   1. Stellen Sie sicher, dass die folgenden Parameter für die Vollständigkeit der Daten erforderlich sind (Abbildung 1):
      1. ES: Früher Start. Dies ist der Beginn des Aufwärtsstreichs des frühen diastolischen Flusses, gemessen an der Basislinie.
      2. EPV: frühe Spitzengeschwindigkeit. Die erste Spitzengeschwindigkeit oberhalb der Basislinie spiegelt den linken Vorhof- (LA)-linkventrikulären (LV) Druckgradienten während der frühen Diastole wider (dies ist die Spitzengeschwindigkeit des passiven Flusses von LA zu LV aufgrund des bereits bestehenden LA-LV-Druckgradienten).
      3. EEAS: frühes Ende, Vorhoffsbeginn. Spiegelt die Druckausgleichung und das Stoppen des Durchflusses zwischen LA und LV (Diastase) wider.
      4. APV: atriale Spitzengeschwindigkeit. Die zweite Spitzengeschwindigkeit oberhalb der Basislinie spiegelt den Druckgradient des linken Vorhof-linken Ventrikels während der späten Diastole wider. Dies ist die Spitzengeschwindigkeit des Blutflusses während des "Vorhofkicks".
      5. AE: Vorhoff-Ende. Spiegelt das Ende des Flusses am Ende der späten Diastole und die Druckausgleichung zwischen LA-LV wider.
      6. IVCTE: Ende der isovolumischen Kontraktionszeit. Dies ist das Zeitintervall zwischen dem Schließen der Mitralklappe und dem Öffnen der Aortenklappe beim Beginn der Systole.
      7. IVRT: Die isovolumische Relaxationszeit beginnt. Dies ist das Zeitintervall zwischen dem Schließen der Aortenklappe und dem Öffnen der Mitralklappe beim Beginn der Diastole.
   2. Nachdem Sie die oben genannten Messungen durchgeführt haben, wählen Sie Schritt 8: Messergebnisse im Dropdown-Menü Analysis Control aus.
   3. Kopieren Sie die Daten in eine Excel-Datei, indem Sie auf Copy Results to Clipboard klicken. Speichere die Excel-Daten.
   4. Schließen Sie das Fenster "Analysis Control".
   5. Klicken Sie oben links auf Datei und wählen Sie Speichern. Das spart die durchgeführten Messungen.
   6. Verlasse die Doppler-Signalverarbeitungsarbeitsstation.

6. Beendigung des Experiments

1. Schalten Sie Isofluran aus und entfernen Sie das Klebeband von den Pfoten des Tieres.
2. Nimm das Tier vom Elektrodenpad.
3. Reinigen Sie alle verbleibenden Enthaarungscreme und Elektrodengel.
4. Setze das Tier zurück in seinen Käfig mit freiem Zugang zu Wasser und Futter.
5. Lassen Sie das Tier sich von der Narkose erholen, während es gemäß dem Protokoll der Einrichtung überwacht wird.
6. Mach den Sauerstoff aus.
7. Reinigen Sie die Betäubungskammer.

Ergebnisse

Diese Methode ermöglicht eine longitudinale Beurteilung der diastolischen Funktion bei PH-LHD. Für die genaueste Beurteilung der diastolischen Funktion müssen antegrade und retrograde Flussmuster im Zusammenhang mit dem Öffnen und Schließen von Mitral- und Aortenklappe innerhalb desselben Herzzyklus über mehrere Zyklen visualisiert werden (Abbildung 1). Das Schließen der Aortenklappe markiert den Beginn der Diastole, deren früheste Phase die isovolumische Re...

Diskussion

In diesem Artikel wird eine Surrogatmethode zur Bewertung der diastolischen Dysfunktion bei PH-LHD in einem gut etablierten Nagetiermodell unter Verwendung von pulsiertem Doppler-Ultraschall ohne 2D-Echokardiographie demonstriert. Das diastolische transmitrale Flussmuster wird vom apikalen Fenster aus identifiziert und korreliert mit einer gleichzeitig aufgezeichneten EKG-Verfolgung, die die Bestimmung von Indizes der diastolischen Funktion ermöglicht. Diese kostengünstige Methode identi...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Anästhesie-Vorbereitung	VetEquip Inc.	901806
Computer	Dell	7420 Plus
Wattestäbchen	Puritanische Medizinproduktefirma	806-WC
Depilator-Creme	Kirche und Dwight	300725
Doppler-Sonde 10 und 20 MHz	INDUS Instrumente	NA
Doppler-Aufbau	INDUS Instrumente	NA
EKG-Pad	INDUS Instrumente	NA
Elektrodengel	Parker Laboratories	45993
Isofluran-Verdampfer	VetEquip Inc.	911103
Ultraschallgel	Parker Laboratories	45659
Belüftete Betäubungsinduktionskammer	VetEquip Inc.	942102