Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Ein experimentelles humanes DIEP-Flap-Modell zur Untersuchung von Erhaltungsstrategien für vaskularisierte Verbundallografts und freie Lappen

752 Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/69392

⸱

5. Dezember 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Institut Universitaire Locomoteur et du Sport, Pasteur 2 Hospital, Université Côte d'Azur, 2Université Côte d'Azur, CNRS, LP2M, 3Anatomy Laboratory, University of Thessaly, 4Department of Nephrology, Dialysis and Kidney Transplantation, University Hospital of Nice

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Technik zur Entnahme eines menschlichen Perforatorlappenmodells basierend auf dem tiefen unteren epigastrischen Arteriepedikel, der für experimentelle Forschung vorgesehen ist.

Zusammenfassung

In jüngerer Zeit sind Erhaltungsansätze wie die Injektion von zytoprotektiven Substanzen, ex vivo maschinelle Perfusion und Superkühlung als Strategien aufgetaucht, um die langfristige Erhaltung sowohl von Standard- als auch von Randorganen durch die Minderung ischämischer und hypoxischer Schäden zu verbessern. Obwohl ermutigend, bleibt seine Anwendung im Bereich der vaskularisierten Komposit-Allotransplantation (VCA) weitgehend auf die präklinische Forschung beschränkt. Bis heute basieren die meisten Studien zu VCA-Perfusionsstrategien auf Tiermodellen, insbesondere auf Schweine- oder Nagetierkompositen. Obwohl diese Modelle wertvolle mechanistische Einblicke liefern, begrenzen ihre anatomischen, immunologischen und physiologischen Unterschiede die Reproduzierbarkeit und translationale Relevanz für menschliche Anwendungen.

In diesem Protokoll wird jeder chirurgische Schritt, der für die Beschaffung eines menschlichen tiefen unteren epigastrischen perforatorlappens (DIEP) für Konservierungsstudien erforderlich ist, ausführlich beschrieben. Der Perforator wird oberhalb der Faszie ohne subfasziale Dissektion durchschnitten, was einen kurzen, aber ausreichenden Pedikel für die Katheterisierung ergibt. Dieses Modell nutzt das aus Standard-Abdominoplastikverfahren herausgeworfene Gewebe und stellt für den Patienten kein zusätzliches Risiko dar. Kritische Schritte werden beschrieben, um sicherzustellen, dass ein funktionierender Lappen entnommen wird, ohne die Operationszeit zu verlängern oder die Patientensicherheit zu gefährden. Anschließend wird eine funktionelle Bildgebung durchgeführt, um die Lappenlebensfähigkeit vor der experimentellen Anwendung zu bestätigen, und es können sequentielle Biopsien durchgeführt werden, um die Gewebeintegrität zu überprüfen. Dieses Modell eignet sich besonders für Forschungen mit muskelschonenden VCA-Verfahren – wie partieller Gesichtstransplantation – und könnte auch für die Untersuchung der autologen freien Lappenkonservierung relevant sein.

Einleitung

Die vaskularisierte zusammengesetzte Allotransplantation (VCA) stellt eine vielversprechende rekonstruktive Lösung für Patienten mit komplexen Gewebedefekten dar, insbesondere im Gesicht und in den oberen Gliedmaßen1. VCA ist jedoch sehr anfällig für eine Ischämie-Reperfusionsverletzung, die die Lebensfähigkeit des Transplantats und die langfristigen Ergebnisse beeinträchtigen kann2. In diesem Zusammenhang sind Erhaltungsansätze wie die Injektion von zytoprotektiven Substanzen, ex-vivo-Maschinenperfusion und Superkühlung als Strategien entstanden, um die Konservierungszeit zu verlängern, die Transplantatqualität zu optimieren und eine Viabilitätsbewertung vor der Transplantationzu ermöglichen 3,4,5,6,7. Während die normotherme ex vivo Perfusion fester Organe in den letzten zehn Jahren erfolgreich von einer experimentellen Labortechnikin die klinische Praxis überführt wurde, bleibt sie weitgehend auf das Forschungsfeld im Bereich VCA9 beschränkt.

Bis heute basieren die meisten Studien zu VCA-Perfusionsprotokollen auf Tiermodellen, insbesondere auf Schweine- oder Nagetierkompositen10. Obwohl diese Modelle wertvolle Einblicke bieten, begrenzen sie von Natur aus die Reproduzierbarkeit und die translationale Relevanz aufgrund anatomischer, immunologischer und physiologischer Unterschiede11,12. Humane Gewebemodelle liefern relevantere Erkenntnisse, aber frisches Gewebe von hirntoten Spendern ist für Forschungszwecke äußerst schwer zugänglich, erfordert komplexe Logistik, eine strenge behördliche Genehmigung und wirft ethische Bedenkenauf. 13,14. Eine ideale Alternative wäre ein nicht-leichenhaftes, ethisch akzeptables, menschenbasiertes Flap-Modell, das nicht die Komplexität oder das Risiko eines vollständigen VCA-Verfahrens birgt und für den Patienten völlig sicher ist. Wichtig ist, dass sie auch leicht zugänglich sein sollte, um reproduzierbare, skalierbare Forschung zu ermöglichen.

Darin wird ein menschliches DIEP-Infektor-Perforator-(DIEP)-Lappenmodell für die VCA-Konservierungsforschung beschrieben, bei dem aus Abdominoplastikverfahren abgetrenntes Gewebe ohne zusätzliches Risiko für den Patienten verwendet wird.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle Patienten erhielten eine standardisierte, humane Versorgung gemäß der Helsinki-Erklärung, und das Protokoll wurde vom institutionellen Ethikkomitee (Projekt Nr. IRB00014528_2025_32). Der Patient gab eine informierte Zustimmung zur Verwendung von weggeworfenem Gewebe für Forschungszwecke.

1. Präoperative Versorgung

HINWEIS: Diese kutanen Perforatorlappen, ohne Faszie und Muskel, stammen aus chirurgischem Abfall bei Patienten, meist postbariatrisch, und können nur bei vorheriger Dermolipektomie mit vorhersehbarer Nabelverschiebung (d. h. einem signifikanten abdominalen Pannus) entnommen werden. Eine geplante Fettabsaugung während des Eingriffs ist ein Ausschlusskriterium. Die gleichzeitige Reparatur der Diastase ist keine Kontraindikatio, da dieser Eingriff nach dem Lappenentnehmen erfolgt. Der abdominale Panus deckt in der Regel zumindest teilweise den Schambeinbereich ab. Patienten dürfen keine Vorgeschichte thromboembolischer Ereignisse haben, und der Body-Mass-Index (BMI) muss unter 30 kg/m² liegen, da höhere Werte mit Fettleibigkeit und einem ungünstigen Risiko-Nutzen-Verhältnis für elektive, nicht lebenswichtige Eingriffe unter Vollnarkose einhergehen. Frühere Bauchoperationen, mit Ausnahme der Fettabsaugung, sind in der Regel keine Gegenanzeige, sofern ein Perforator durch Doppleruntersuchung identifiziert oder direkt intraoperativ visualisiert wird. Dieses Forschungsverfahren sollte auch bei echten klinischen unilateralen DIEP-Free-Flap-Rekonstruktionen vermieden werden, die bereits langwierige und komplexe Operationen sind, bei denen zusätzliche präoperative Schritte irrational wären und das prozedurale Risiko erhöhen würden.

  1. Führen Sie die präoperative Dermolipotektomie-Markierung mit dem Patienten in stehender Position mit einem dermographischen Stift durch. Identifizieren Sie die Mittellinie von der Symphyse pubis bis zum Xiphoideusfortsatz und zeichnen Sie eine Querlinie etwa 7 cm oberhalb der Vulvakommissur. Strecken Sie diese Linie seitlich etwa 7 cm auf jeder Seite aus, wobei sie sanft nach oben gebogen wird, um sie direkt unterhalb der vorderen oberen Beinbeinstacheln zu verbinden.
  2. Identifizieren Sie die Perforatoren rund um den Nabel mit einer handgehaltenen akustischen Dopplersonde (8–10 MHz) während der Patient in der Rückenposition liegt.
    HINWEIS: Tragen Sie eine kleine Menge steriles Ultraschallgel auf die Haut auf, um eine korrekte akustische Kopplung zu gewährleisten. Halten Sie die Sonde in einem Winkel von 45° mit leichtem Kontaktdruck, um eine Dämpfung des Signals zu vermeiden. Ein starkes, triphasisches pulsierendes Geräusch deutet auf einen arteriellen Perforator hin. Markieren Sie jeden Perforator auf der Haut mit einem sterilen Marker, um die Perforatorkarte zu erstellen, wie es vor der DIEP-Lappenentnahme üblich ist.
  3. Mit einem dermographischen Stift umreißen Sie ein Hautpaddel in einer elliptischen Form der gewünschten Maße, einschließlich des Perforators entlang des medialen Randes und auf beiden Seiten des Nabels (Abbildung 1).
  4. Bereiten Sie das chirurgische Feld vom Xiphoid bis zum oberen Drittel der Oberschenkel, einschließlich des Schambereichs, vor, und legen Sie es mit sterilen chirurgischen Vorhängen vor, wie sie bei der Standard-Bauchchirurgie üblich sind.

Abbildung 1
Abbildung 1: Präoperative Untersuchung vor postbariatrischer abdominaler Dermolipektomie mit DIEP-Lappenentnahme. (A) Präoperative Markierung mit einem akustischen Doppler und einem dermographischen Stift durchgeführt, um die paraumbilikalen Perforatoren auf jeder Seite der Mittellinie zu identifizieren und zu markieren. (B) Der Chirurg demonstriert die Laxität der zu entfernenden Bauchhaut und des subkutanen Gewebes und hebt den adipokutanen Paniculus vor dem Schnitt entlang der horizontalen Markierungslinie hervor. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

2. Klappenbeschaffung

  1. Lösen Sie den Nabelschnabel von der Bauchwand durch einen umlaufenden Schnitt bis zur Hypodermis mit einer Skalpellklinge Nr. 15.
  2. Setzen Sie eine lange, lockere, nicht absorbierbare Naht an beide Seiten des Nabelrandes.
  3. Schneiden Sie den Nabelschläger vertikal mit Mayo-Schere auf, von der oberflächlichen bis zur tiefen Ebene, bis er vollständig frei ist und dabei der Nabelschnur erhalten bleibt.
    HINWEIS: Die Teilnahme des Assistenten ist in diesem Schritt entscheidend. Gillies-Retraktoren sollten verwendet werden, um den Nabel freizulegen, während sanft längs Traktion auf die lange, nicht absorbierbare Naht angewendet wird, um die Dissektion zu erleichtern. Das Fett um den Nabelpedikel bildet eine feste Schnur, die während der Nabelschnur leicht tastbar ist und so eine präzise Identifikation und Erhaltung des Pedikels ermöglicht.
  4. Machen Sie einen niedrigen Querschnitt entlang der präoperativen Markierung, etwa 7 cm oberhalb der Vulva-Kommissur, wobei Sie sanft zu den vorderen oberen Darmbeinstacheln auf jeder Seite hin gebogen werden, wobei Sie eine Skalpellklinge Nr. 15 oder Nr. 21 verwenden.
  5. Heben Sie den oberen Abdominoplastik-Lappen in der subkutanen Ebene an, beginnend beim unteren Schnitt und dann kranial in Richtung Nabel. Verwenden Sie eine feinspitzige monopolare Elektrokauterie, die im Gerinnungsmodus auf etwa 50–70 °C und 80 W eingestellt ist, um die vordere rectusfaszie von dem darüber liegenden subkutanen Gewebe und der Haut zu trennen, während während der Dissektion eine sorgfältige Hämostase aufrechterhalten wird.
  6. Wenn sich die Dissektion dem zuvor isolierten Nabelpedikel nähert, senken Sie die Elektrokauterietemperatur auf etwa 20–30 °C, wobei die Leistung im Gerinnungsmodus bei 80 W eingestellt bleibt, und fahren Sie mit der Feindissektion mit einer Metzenbaum-Schere fort, um Pedikelverletzungen zu vermeiden.
  7. Identifizieren und isolieren Sie sorgfältig die beiden dominanten paranabilicalen Perforatoren, die aus dem tiefen unteren epigastrischen System entstehen. Schneiden Sie jeden Perforator umkreisend unter direkter Sicht mit Stevens- oder kleinen Metzenbaum-Scheren, wobei deren Gefäßpedikel erhalten bleiben. Erweitern Sie die Dissektion nicht über das Niveau der vorderen rectusaponeurose hinaus (Abbildung 2).
    HINWEIS: Perforatoren werden nach ihrer Größe ausgewählt; diejenigen, die größer und pulsierend unter direkter Sicht erscheinen, werden bevorzugt. Die Dissektion um den Nabelschnabel muss sorgfältig erfolgen, um diese Perforatoren nicht zu beschädigen.
  8. Teilen Sie den adipokutanen Pannikulus längs entlang der Mittellinie, vom Zentrum des unteren Schamschnitts bis zum Nabel, mit einer Klinge Nr. 15, gefolgt von einer monopolaren Elektrokauterisation auf etwa 50–70 °C.
  9. Die Dissektion wird kraniell bis zum Xiphoidbereich und entlang der lateralen Rippenränder mit einer Elektrokauterie auf etwa 50–70 °C fortgesetzt, wobei die Klappenpedikel intakt und nicht geteilt bleiben (Abbildung 3).
    HINWEIS: Dieser Schritt 9 kann auch aus praktischen Gründen verzögert werden, wenn der Pedikel die supraumbiläre Dissektion erschwert, und kann je nach intraoperativen Bedingungen nach der Pedikelteilung bei Schritt 12 durchgeführt werden.
  10. Kontrollieren Sie geringfügige Blutungen mit mittelintensiver Gerinnung unter Verwendung einer standardmäßigen monopolaren Elektrokauterie, die auf 50–60 °C eingestellt ist, und 80 W im Gerinnungsmodus zur Aufrechterhaltung einer präzisen Hämostase.
  11. Richten Sie die Umrisse des Hautpaddels mit einem dermographischen Stift anhand der Anfangsmarkierungen neu aus, um sicherzustellen, dass der Perforator entlang der medialen Kante der Klappe auf jeder Seite des adipokutanen Paniculus liegt, der in Schritt 8 längs geteilt wurde (Abbildung 4).
    HINWEIS: Um Verzerrungen aufgrund von Unterschieden in der der Testlösung exponierten Oberfläche zu vermeiden, müssen beide Klappen (wenn zwei geerntet werden) identische Größe haben. Die Lappendicke wird durch das subkutane Gewebe des Lappens bestimmt und kann chirurgisch nicht reduziert werden, ohne die Integrität der Lappen zu beeinträchtigen.
  12. Ligaiere den tiefen unteren Perforator-Pedikel der Arterie der Epigastris mit resorbierbaren 3-0-Nähten oder automatischen Klammern und durchschneide den Perforator oberhalb der Faszie, ohne subfasziale Dissektion. Zeichnen Sie die Zeit der warmen Ischämie auf.
    HINWEIS: Vor vollständiger Ablösung und Behandlung mit einer zytoprotektiven Injektion wird eine etwa 10-minütige Phase von Flappischämie beobachtet.
  13. Schieben Sie die suprabilicale Haut und das subkutane Fett nach unten und sichern Sie den untergrabenen Bauchlappen am unteren Schnittrand an der Mittellinie mit einer nicht absorbierbaren Naht, wobei ein Ende des Knotens lang bleibt.
    HINWEIS: Legen Sie den Patienten während dieses Schritts in eine halbgebeugte Position. Die nach unten gerichtete Traktion am oberen Bauchflap hilft, die Menge der überschüssigen Haut zu entfernen zu bestimmen.
  14. Verwenden Sie das lange Ende der Mittellinie, die nicht absorbierbare Naht zwischen den supraumbilalen und den Schambereich verbindet, als Orientierung, um mit einem dermographischen Stift die Resektionslinie auf dem überschüssigen adipokutanen Paniculus zu zeichnen, die sich seitlich zu jedem vorderen oberen iliacalen Wirbelsäule erstreckt, wie es typischerweise bei einer Abdominoplastik durchgeführt wird. Die DIEP-Klappen befinden sich unterhalb dieser markierten Resektionslinie (ergänzende Abbildung 1).
  15. Ritze die Klappe entlang der präoperativen Markierungen mit einer Skalpellklinge Nr. 15. Entnehmen Sie die Perforator-Klappe nach dem vorgegebenen Design und verwenden Sie eine monopolare Elektrokauterie, die auf etwa 50–60 °C und 80 W im Gerinnungsmodus eingestellt ist (Abbildung 5).
    HINWEIS: Dies ist einer der empfindlichsten Schritte, da der Perforator in die Klappe eingebaut werden muss. Unterstützung wird empfohlen, um sanften Traktion zu gewährleisten, während der Bediener während der gesamten Dissektion kontinuierlich visuelle Kontrolle über den Perforator beibehält. Eine Kaltmesser-Dissektion wird nicht empfohlen, da dies die Integrität der Lappen beeinträchtigen und zu einer Gefäßleckage führen kann.
  16. Lösen Sie den Perforatorlappen vollständig vom umgebenden weggeworfenen Gewebe.
    HINWEIS: Wenn zwei Lappen entnommen und unterschiedlichen Behandlungen unterzogen werden, können sie durch das Anbringen einer Naht an einer davon unterschieden werden.
  17. Entfernen Sie das redundante Dermo-Adiposgewebe, das dem während der Abdominoplastik entfernten überschüssigen Haut und Fett entspricht.
    HINWEIS: Wenn der Perforatorlappen nach der Exzision des überschüssigen dermo-fetthaltigen Gewebes aus praktischen Gründen entnommen wird, verwenden Sie einen sterilen, einweg-einwegbetriebenen, einwegbetriebenen Einweg-Kauteriestift (große Spitze, ca. 1.200 °C), um die Ablösung abzuschließen. In dieser Situation kann keine Rücklaufelektrode verwendet werden, da das Gewebe vollständig vom Patienten getrennt ist. Nach der Entnahme der DIEP-Lappen übergibt das Operationsteam die Lappe an das im Operationssaal wartende Forschungsteam und führt dann mit der Bauchkorrektur fort, indem es entlang der vordefinierten Resektionslinien seziert, um den redundanten adipokutanen Panikulus abzulösen und zu entfernen.

Abbildung 2
Abbildung 2: Intraoperative Ansicht der abdominalen Dermolipektomie mit Skelettisierung der tiefen unteren epigastrischen Perforator-Pedikel. Das Bild zeigt das operative Feld vor der supraumbilicalen Dissektion und der longitudinalen infraumbilikalen Teilung. Die beiden dominanten bilateralen paraumbilikalen tiefen unteren epigastrischen Perforatoren sind freigelegt und mit chirurgischen Instrumenten hervorgehoben. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 3
Abbildung 3: Intraoperative Ansicht nach supraumbilikaler Dissektion mit den beidseitigen tiefen unteren epigastrischen Perforatoren. Die Perforatoren sind nicht ligaiert, und ihr subfaszialer Verlauf und ihre Länge lassen sich bei sanfter Traktion (weiße Pfeile) besser erkennen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 4
Abbildung 4: Intraoperative Ansicht, die die DIEP-Lappen in elliptischer Form auf der Haut vor der Ligation zeigt. (A) Der Hautpaddel wird mit einem dermographischen Stift (weißer Kreis) in elliptischer Form eingestellt und umrandet, um die Einbeziehung des Perforators entlang des medialen Rand der Lappe auf jeder Seite des adipokutanen Paniculus sicherzustellen. (B) Vergrößerte Ansicht, die die DIEP-Klappenumrisse und den Perforator mit einem "x" markiert, gemäß der präoperativen Doppler-Abbildung (weißer Pfeil) zeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Ergänzende Abbildung 1: Die nach unten gerichtete Traktion am oberen Bauchflaps hilft, die Menge der zu entfernenden Haut zu bestimmen. Das lange Ende der Mittellinie, nicht absorbierbare Naht, die die supraumbilicale und pubisale Region verbindet, dient als Orientierung. Mit einem dermographischen Stift zeichnen Sie die Resektionslinie entlang des Verlaufs der Naht (weiße Pfeile) auf dem redundanten adipokutanen Paniculus. Verlängern Sie diese Linie seitlich in Richtung jeder vorderen oberen Iliac-Wirbelsäule. Die DIEP-Klappen befinden sich unterhalb dieser markierten Resektionslinie. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Abbildung 5
Abbildung 5: Intraoperative Ansicht der DIEP-Perforator-Flaps der tiefen unteren Arterie der Arterie (DIEP) während der Entnahme, nach der Ligatur des Pedikels. (A) Die DIEP-Lappe, die etwa 10 cm × 6 cm misst, ist nach der Lokalisierung des Perforators mit einem chirurgischen Marker umrandet. (B) Hautschnitte und Lappen-Ernte werden entlang der vorab festgelegten Markierungen durchgeführt. Der erste Schnitt erfolgt mit einer Klinge Nr. 15, gefolgt von einer Sektion mit einer monopolaren Elektrokauterie, die auf etwa 50–60 °C eingestellt ist, und 80 W im Gerinnungsmodus, wenn das überschüssige kutane-fetthaltige Gewebe am Patienten haftet. Wenn das Gewebe vollständig abgetrennt wurde, wird ein steriler, einweggebrauchsfähiger, batteriebetriebener Einweg-Kauterierstift (große Spitze, ca. 1.200 °C) verwendet, um die Trennung abzuschließen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

3. Vorbereitung der Klappe

  1. Untersuchen Sie den Gefäßpedikel unter Vergrößerung mit mikrochirurgischen Instrumenten und identifizieren Sie sowohl die Arterie als auch die Vene (Abbildung 6). Öffnen Sie vorsichtig das arterielle Lumen mit einem mikrovaskulären Dilatator.
    HINWEIS: Verwenden Sie einen speziellen sterilen Tisch mit mikrochirurgischen Instrumenten, um die Klappe vorzubereiten. Schneiden Sie 2–3 mm vom arteriellen Ende ab, um eine saubere, regelmäßige Kante zu erhalten, die für die Katheterisation geeignet ist.
  2. Wiegen Sie jede Klappe zum Zeitpunkt der Ernte, um eine spätere Quantifizierung der Ödembildung zu ermöglichen.
  3. Katheterisieren Sie die Arterie mit einer 18-24-G-Kanüle und sichern Sie sie im Lumen mit einer 5-0 Seidennahtligatur (Abbildung 7).
    HINWEIS: Für dieses Experiment wurden die Lappen mit einer 24-G-Kanüle katheterisiert, da die Studie die Bewertung zytoprotektiver Substanzen durch eine einzige Injektion beinhaltete. Für Ex-vivo-Maschinenperfusion oder extrakorporeale Membranoxygenierung (ECMO)-Anwendungen sollte die Kanüle mit einer größeren 18-20-G-Kanüle durchgeführt werden. Im Falle einer Katheterverschluss während der ex vivo Perfusion spülen Sie vorsichtig mit heparinisierter Kochsalzlösung oder ersetzen Sie die Kanüle, um den Blutfluss wiederherzustellen. Die Aufrechterhaltung eines niedrigen Perfusionsdrucks (<25 mmHg) hilft, ein Wiederauftreten zu verhindern.
  4. Kontrastmittel intraarteriell durch den Katheter in die Perforatorarterie injizieren und den Lappen unter Fluoroskopie untersuchen (Abbildung 8).
    HINWEIS: Das Kontrastmittel sollte die kleinen Kapillaren im gesamten Klappen gleichmäßig radiopaque machen, was auf eine ausreichende Durchflussfläche hinweist, die vom ausgewählten Pedikel bereitgestellt wird. In diesem Stadium kann das Vorhandensein nicht perfundierter Bereiche das Modell für weitere Forschungszwecke ungeeignet machen oder eine Exzision des distalen Teils der Klappe erfordern. Die entnommenen Lappen können anschließend für experimentelle Protokolle verwendet werden, auf eine Perfusionsmaschine, ein ECMO-Gerät gelegt oder mit einer Testlösung als zytoprotektive Mittel injiziert werden. Stempelbiopsien (mit einem Durchmesser von 1 mm bis 8 mm) können zu verschiedenen Zeitpunkten durchgeführt werden, ohne die Klappenintegrität zu beeinträchtigen, was eine kinetische Beurteilung histologischer Veränderungen im Gewebe ermöglicht.

Abbildung 6
Abbildung 6: Nachernteansicht eines Forschungs-DIEP-Lappens. (A) Der entnommene DIEP-Lapp ist mit dem Gefäßpedikel gezeigt, der mit mikrochirurgischer Zange dissekiert und isoliert wurde. Das arterielle Ende wird um einige Millimeter geschnitten, um einen sauberen Schnitt zu erzielen, und das Lumen wird vorsichtig mit einer Mikrodilatator-Zange geöffnet. (B) Nahaufnahme mit mikrochirurgischer Pinzette, die die dominante Perforatorarterie sichert, mit einem 24-G-Katheter in das Lumen zur Injektion des Kontrastmittels. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 7
Abbildung 7: Katheterisierung des DIEP-Lappenpedikels. (A) Der Katheter wird mit einer 5-0-Seidennaht befestigt, die sanft befestigt wird, um das Lumen des Pedikels nicht zu blockieren. (B) Ansicht des Katheters, der ohne angeschlossene Spritze positioniert ist, zeigt das Ausmaß der Katheterinsertion in das vaskuläre Lumen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 8
Abbildung 8: Post-Harvest-Fluoroskopie des DIEP-Lappen, die die Gefäßanatomie demonstriert. (A,B) Das Kontrastmittel wird durch einen 24-G-Katheter in die dominante Perforatorarterie injiziert, das das Verzweigungsmuster und den gefäßreichen Bereich darstellt und die Lappenlebensfähigkeit an zwei verschiedenen Lappen bestätigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Elf Lappen wurden von sechs weiblichen Patientinnen entnommen, die in dieser Studie eingeschlossen waren. Zwei erfahrene plastische Chirurgen, erfahren in Lappenchirurgie und Bauchkorrektur, führten die Dissektionen durch. Bei einem Patienten wurde der Lappen aufgrund eines Dissektionsproblems einseitig entnommen. Die entnommenen Klappen hatten ein durchschnittliches Gewicht von 198,6 ± 24,4 g (n = 11) und eine durchschnittliche Größe von 10 cm × 6 cm, was den Probenanforderungen für die Erhaltungsstudie entsprach, in de...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Humane Modelle helfen, Ergebnisse aus Tierversuchen zur klinischen Praxis zu verbinden und verbessern so die Relevanz und Prädiktivität präklinischer Forschung 16,17,18. Sie müssen sorgfältig gestaltet werden, um Sicherheit und ethische Einhaltung zu gewährleisten, wobei oft der Umfang und die Invasivität von Experimenten begrenzt werden17. Bei den vier entnommenen Lappen war keine weitere Sektion erforde...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1 mL und 5 mL Luer-Lok SpritzeBecton Dickinsonhttps://www.bd.com/en-us/products-and-solutions/products/product-page.309646
11,5" Medium und Small Premium Surgiclip II Auto Suture Gefäßclip-ApplierCovidienN/A
22– 24-G-Gefäßkanüle stumpfe SpitzeMedtronic IncN/A
5-0 Seidennaht N/AJede kompatible Naht
Ein einwegbetriebener, batteriebetriebener Einweg-Kauteriestift;Helpmedical, EuropaN/A1200 & Grad; C, Großspitze
Adson-ZangeMPM106-2112A
Bipolare KoagulationszangeOlsen20-1320I
Einweg-Skalpell #15 & #21SklarN/A
Eosin Microm MicrotechU/C0363
Faraboeuf-RetraktorenMedicta-InstrumenteN/A
FeinnadelkauterieCormedicaN/A
OEC MiniView MaxGE HealthcareN/AFluoroskopiesystem
Zangen-DilatatorenWPI15910
Hämatoxylin Microm MicrotechU/C0303
Iohexol 300 mg I/mLGE Healthcare Canada Inc.N/A
Mikro-SchereWPI504492
Valleylab Monopolar-DiathermieMedtronic Inc
Nicht-ionisches iodiertes Kontrastmittel, Omnipaque 300 mg I/mLGE HealthcareN/A
Tragbarer akustischer Doppler, 8 MHzParks Medizinische Elektronikhttps://www.parksmed.com/
Kochsalzlösung 0,9 %GenDepotS0600-101
Standard-Instrumentenset für plastische ChirurgieAesculapN/Adarunter Skalpell-Handle Nr. 3, Metzenbaum-und-Mayo-Schere, Ason- und Gillies-Zange, Sezierscheren, Hämostaten und Nadelhalter.
Schielen-SchereSurtex102-4109
Chirurgischer MarkierungsstiftKardinalgesundheit212PR
Nähte Ethilon 4.0 und 3.0Ethicon1667G
GewebezangeMPM106-0511

Referenzen

  1. Lupon, E., et al. vascularized composite allografts in france: An update. Ann Chir Plast Esthet. , (2024).
  2. Messner, F., Grahammer, J., Hautz, T., Brandacher, G., Schneeberger, S. Ischemia/reperfusion injury in vascularized tissue allotransplantation: Tissue damage and clinical relevance. Curr Opin Organ Transplant. 21 (5), 503-509 (2016).
  3. Berkane, Y., et al. advances and perspectives in vascularized composite allotransplantation preservation. Bull Acad Natl Med. 208, 1299-1308 (2024).
  4. Baker, C. E., et al. Pretreatments of ex vivo vascularized composite allografts: A scoping review. Ann Plast Surg. , (2025).
  5. Njessi, P., et al. Preservation strategies for vascularized composite allotransplantation: An updated systematic review of a rapidly expanding field. bioRxiv. , (2025).
  6. Cougnon, M., et al. Inhibition of eif5a hypusination enhances antioxidant defense to prevent kidney ischemia/reperfusion injury. Redox Biol. 86, 103814(2025).
  7. Le Meur, Y., et al. First-in-human use of a marine oxygen carrier (m101) for organ preservation: A safety and proof-of-principle study. Am J Transplant. 20 (6), 1729-1738 (2020).
  8. Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: The first clinical study. Am J Transplant. 13 (5), 1246-1252 (2013).
  9. Muss, T. E., et al. Ex-vivo perfusion of limb vascularized composite allotransplants: A systematic review of published protocols. Transpl Int. 38, 14132(2025).
  10. Muss, T. E., et al. A guide to the implementation and design of ex vivo perfusion machines for vascularized composite allotransplantation. Plast Reconstr Surg Glob Open. 12 (11), e6271(2024).
  11. Mcgonigle, P., Ruggeri, B. Animal models of human disease: Challenges in enabling translation. Biochem Pharmacol. 87 (1), 162-171 (2014).
  12. Pound, P., Ritskes-Hoitinga, M. Is it possible to overcome issues of external validity in preclinical animal research? Why most animal models are bound to fail. J Transl Med. 16 (1), 304(2018).
  13. Pirnay, J. P., et al. Access to human tissues for research and product development: From eu regulation to alarming legal developments in belgium. EMBO Rep. 16 (5), 557-562 (2015).
  14. Charmode, S., Ratanpara, L., Sheikh, N., Ravi, K. S., Mehra, S. Legal frameworks upholding deceased individuals' rights and enabling the use of cadavers in anatomy education and research: A systematic review. Cureus. 16 (4), e58473(2024).
  15. Lupon, E., et al. Engineering Vascularized Composite Allografts Using Natural Scaffolds: A Systematic Review. Tissue Eng Part B Rev. 28 (3), 677-693 (2022).
  16. Van Lier, D., Geven, C., Leijte, G. P., Pickkers, P. Experimental human endotoxemia as a model of systemic inflammation. Biochimie. 159, 99-106 (2019).
  17. Olesen, A. E., Andresen, T., Staahl, C., Drewes, A. M. Human experimental pain models for assessing the therapeutic efficacy of analgesic drugs. Pharmacol Rev. 64 (3), 722-779 (2012).
  18. Littman, B. H., Williams, S. A. The ultimate model organism: Progress in experimental medicine. Nat Rev Drug Discov. 4 (8), 631-638 (2005).
  19. Ozturk, M. B., et al. Extracorporeal free flap perfusion using extracorporeal membrane oxygenation device: An experimental model. Ann Plast Surg. 83 (6), 702-708 (2019).
  20. Kreidstein, M. L., Pang, C. Y., Levine, R. H., Knowlton, R. J. The isolated perfused human skin flap: Design, perfusion technique, metabolism, and vascular reactivity. Plast Reconstr Surg. 87 (4), 741-749 (1991).
  21. Parente, A., et al. Machine perfusion techniques for liver transplantation - a meta-analysis of the first seven randomized-controlled trials. J Hepatol. 79 (5), 1201-1213 (2023).
  22. Drivas, E. M., et al. Reply: A guide to the implementation and design of ex vivo perfusion machines for vascularized composite allotransplantation. Plast Reconstr Surg Glob Open. 13 (5), e6763(2025).
  23. Lupon, E., et al. A new method for preparation of decellularized human scaffolds for facial reconstruction. Curr Issues Mol Biol. 47 (4), (2025).
  24. Lupon, E., et al. Optimized decellularization of a porcine fasciocutaneaous flap. Bioengineering (Basel). 11 (4), (2024).
  25. Moris, D., Cendales, L. C. Sensitization and desensitization in vascularized composite allotransplantation. Front Immunol. 12, 682180(2021).
  26. Perraudin, T., et al. Vascularized composite hand allograft procurement and preparation for distal and proximal forearm allotransplantation: A stepwise approach. J Vis Exp. (219), e67767(2025).
  27. Perraudin, T., et al. Vascularized composite upper limb allograft harvesting for proximal arm allotransplantation. J Vis Exp. (220), e68170(2025).
  28. Barbat, P., et al. Procurement for a vascularized and reinnervated abdominal wall allotransplantation. J Vis Exp. (221), e68418(2025).
  29. Lupon, E. Perforator identification for propeller flap harvest: Technical insights from a case serie. Int J Surg Case Rep. 135, 111921(2025).
  30. Villavisanis, D. F., et al. Assisting in microsurgery: Operative and technical considerations. J Hand Surg Glob Online. 5 (3), 358-362 (2023).
  31. Saaiq, M., Zaib, S., Ahmad, S. Electrocautery burns: Experience with three cases and review of literature. Ann Burns Fire Disasters. 25 (4), 203-206 (2012).
  32. Pomahac, B., Diaz-Siso, J. R., Bueno, E. M. Evolution of indications for facial transplantation. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 64 (11), 1410-1416 (2011).
  33. Barret, J. P. From partial to full-face transplantation: Total ablation and restoration, a change in the reconstructive paradigm. Int J Surg. 12 (2), 109-112 (2014).
  34. Dubernard, J. M., et al. Outcomes 18 months after the first human partial face transplantation. N Engl J Med. 357 (24), 2451-2460 (2007).
  35. Barklin, A. Systemic inflammation in the brain-dead organ donor. Acta Anaesthesiol Scand. 53 (4), 425-435 (2009).
  36. Slater, N. J., et al. Ex-vivo oxygenated perfusion of free flaps during ischemia time: A feasibility study in a porcine model and preliminary results. J Surg Res. 205 (2), 292-295 (2016).
  37. Lupon, E., et al. Microsurgery in low- and middle-income countries: Results of 20 years of experience in cambodia. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 98, 161-169 (2024).
  38. Berkane, Y., et al. Reconstruction of a complex foot defect with a chimeric triple-component osteocutaneous scip-siea free flap: A case report and literature review. Arch Plast Surg. 52 (5), 310-316 (2025).
  39. Albadia, R., et al. Management of a large abdominal dermatofibrosarcoma protuberans requiring a life-threatening excision: A case report. Int J Surg Case Rep. 133, 111579(2025).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Vaskularisierte Komposit-AllotransplantateErhaltung von freien Lappenmenschliches Perfusionsmodellzytoprotektive WirkstoffeMaschinenperfusionischämische Schädigungmikrovaskuläre Dissektionarterielle Katheterisierunghistologische Analyse
Ein experimentelles humanes DIEP-Flap-Modell zur Untersuchung von Erhaltungsstrategien für vaskularisierte Verbundallografts und freie Lappen
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.