Das Protokoll bietet eine detaillierte Einführung in die Erfahrung der Anwendung der richtigen Herzkatheterisationsmethode zur Erkennung des Lungenarteriendrucks bei Ratten, was hilft, genauere Daten effizienter zu erhalten und die Erfolgsrate des Experiments zu verbessern. Diese Methode verbessert auch die Reproduzierbarkeit von Experimenten in verschiedenen Laboren.
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Methodenartikel
Messung des Lungenarteriedrucks bei Ratten mittels rechter Herzkatheterisation
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Der Pulmonalarteriendruck (PAP), gemessen durch eine Katheterisation am rechten Herzen, gilt als Goldstandard zur Diagnose von pulmonaler Hypertonie. Ratten wurden verwendet, um Modelle der pulmonalen Hypertonie zu etablieren. Wenn Anfänger jedoch eine Katheterisation am rechten Herzen durchführen, um PAP in Rattenmodellen der pulmonalen Hypertonie zu messen, gelangt der Katheter oft unbeabsichtigt in die inferiore Vena cava oder bleibt im rechten Ventrikel stecken, ohne die Lungenarterie zu erreichen, was zu einer verlängerten Katheterisation führt, die die Herzfrequenz bei Ratten senkt und verzerrte Druckwerte liefert. Außerdem besteht die Gefahr, das rechte Vorhof zu durchbohren, was zum Scheitern des Experiments führt. Diese Studie zielt darauf ab, die Erfahrungen unseres Labors bei der Messung von PAP mittels rechter Herzkatheterisation in einer Videopräsentation zu teilen. Wir listen die chirurgischen Schritte der Katheterisation am rechten Herz sowie die für die Operation benötigten Werkzeuge auf. Wir verbesserten die Auswahl der Katheter basierend auf den Eigenschaften der Kathetermaterialien und beschrieben die Methode der Kathetervorbereitung. Wir erklärten auch den Vorgang des Einführens des Katheters in die Lungenarterie und die Bestimmung der Position des Katheters. Wir glauben, dass dieses Protokoll für Anfänger bei der Messung des Pulmonalarteriendrucks hilfreich sein wird.
Einleitung
Derzeit ist der Lungenarteriendruck, gemessen durch eine Katheterisation des rechten Herzens, der Goldstandard zur Diagnose von pulmonaler Hypertonie1. Beim Menschen und großen Tieren wird der schwimmende Katheter hauptsächlich für die Katheterisation des rechten Herzensverwendet. Bei Kleintieren (wie Ratten) ist die Anwendung dieser Technik jedoch aufgrund fehlender geeigneter schwimmender Katheter eingeschränkt, was die wissenschaftliche Forschung zur Replikation von pulmonalen Hypertoniemodellen mit Rattenbehindert 3. Ratten, die typischerweise zur Modellierung der pulmonalen Hypertonie verwendet werden, haben in der Regel einen Gewichtsbereich von 300–400 g. Eine kleinere Körpergröße bedeutet, dass sie feinere Blutgefäße und dünnere Herzwände haben, was die Katheterisierung erschwert. Obwohl es Literaturberichte zur Herstellung eines rechten Herzkatheters mit einem Polyethylen- (PE)-Rohr mit einem Außendurchmesser von 0,9 mm und einem Innendurchmesser von 0,5 mm sowie zur Intubationstechnik 3,4,5 gibt, wurde die Druckwellenform des Lungenarteriendrucks erfolgreich überwacht. Aber im tatsächlichen Betrieb gibt es immer noch viele Probleme: Der Katheter gelangt wahrscheinlich versehentlich in die untere Vena cava oder bleibt lange im rechten Ventrikel und gelangt nicht in die Lungenarterie. Eine verlängerte Einführungszeit des Katheters kann ebenfalls zu einer Verringerung der Herzfrequenz der Ratte und zu einer verzerrten Druckmessung führen. Der Katheter kann sogar das rechte Vorhof durch unsachgemäße Funktionsweise durchbohren, was zum Scheitern des Experiments 4,5,6 führt. Bei der Analyse der Ursachen könnte es sein, dass die Zähigkeit und Härte des Katheters die Krümmung der Katheterspitze beeinflussen, wodurch das Eindringen in die Lungenarterie erschwert wird.
Um dieses Problem zu lösen, wurde in dieser Studie ein vom Weichmacher zugesetztes Polyvinylchlorid-Rohr (Außendurchmesser 1,6 mm, Innendurchmesser 1,0 mm, Länge 25 cm, geeignet für Jugularvenen von Ratten über 150 g) mit größerer Elastizität und Zähigkeit als Material für die Herstellung des Katheters ausgewählt. Wir schlugen eine Reihe systematischer Operationsschemata vor, darunter die Herstellung des Pigtails an der Katheterspitze, die Dissektion der äußeren Jugularvene, das Einsetzen des Katheters und die Bestimmung der Position des Katheters. Durch Verbesserungen der bisherigen Methoden können wir einen leichteren Durchgang zur Lungenarterie und eine höhere Erfolgsquote von 7,8 erreichen. Daher können wir eine zuverlässigere technische Unterstützung für die Forschung an pulmonalen Hypertoniemodellen bei Kleintieren bieten.
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Protokoll
Alle Verfahren wurden gemäß den Richtlinien des Institutional Animal Care Committee der Army Medical University durchgeführt. Die befolgten Verfahren wurden gemäß institutionellen Richtlinien durchgeführt. Aufgrund der invasiven Katheterisierung am rechten Herz sollten die Tiere sofort nach Datenerhebung eingeschläfert werden. Die Euthanasie sollte gemäß den Richtlinien der Institution für Tierversuche durchgeführt werden. Hier wurden gesunde männliche Sprague-Dawley (SD) Ratten verwendet, spezifisch pathogenfrei (SPF), Körpergewicht 300 ± 20 g.
1. Vorbereitung des Katheters
- Wählen Sie eine venöse Infusionsnadel (PVC-Röhrchen) mit einem Außendurchmesser von 1,6 mm, einem Innendurchmesser von 1,0 mm und einer Länge von 25 cm. Schneide die Nadelspitze ab. Fädeln Sie einen Kupferdraht mit einem Durchmesser von weniger als 1,0 mm in das Rohr.
- Machen Sie das Endende zu einem Kreis mit einem Durchmesser von 7 mm (Abbildung 1A). Der Versuchsleiter kann ein zylindrisches Objekt geeigneter Größe (wie einen Bleistift) verwenden, um beim Biegen des Katheters zu helfen. Tauchen Sie das runde Ende 10 Minuten lang bei 100 °C in Wasser und nehmen Sie es dann heraus. Entfernen Sie den Kupferdraht. Das Schwanzende ähnelt einem Koppel, und das andere Ende kann mit einem Drei-Wege-Absperrhahn verbunden werden (Abbildung 1B).
Abbildung 1: Herstellung des Katheters. (A) Führen Sie einen Kupferdraht durch das PVC-Rohr und biegen Sie das Ende des Rohrs zu einem 7 mm großen Kreis. (B) Nach dem Eintauchen des Kreises in 100 °C Wasser für 10 Minuten den Kupferdraht entfernen. Das Rohr ist geformt und ähnelt der Form eines Zöpfs. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
2. Tiervorbereitung
- Temperaturkontrolle: Schalten Sie das Heizkissen ein und stellen Sie die Temperatur auf 37 °C ein. Halten Sie die Temperatur während der gesamten Operation bei 37°C.
- Betäuben Sie die Ratte durch eine intraperitoneale Injektion von 0,3 ml 2 % Natriumpentobarbital pro 100 g Körpergewicht. Um zu überprüfen, ob das Tier betäubt ist, überprüfen Sie die Nichtreaktion der Pfote oder des Schwanzz. Vermeiden Sie Situationen, in denen Tiere während der Operation aufgrund unzureichender Anästhesie aufwachen, ebenso wie Todesfälle oder andere Nebenwirkungen durch übermäßige Anästhesie. Während der Operation sollten Sie kontinuierlich überwachen, ob Herzfrequenz und Atmung der Ratte normal sind.
- Legen Sie die Ratte in Rückenlage auf das Heizkissen eines Ratten-Operationstischs und befestigen Sie ihre Schneidezähne und Hintergliedmaßen mit Gummibändern am Operationstisch.
3. Operatives Verfahren
- Rasieren Sie den rechten Gebärmutterhalsbereich ab und desinfizieren Sie ihn mit einem in Reinigungsalkohol getränkten Wattestäbchen. Verwenden Sie eine Gewebeschere, um einen 2 cm langen Schnitt in die Haut auf der rechten Seite des Halses zu machen. Verwenden Sie eine gebogene Augenzange, um die äußere Vene der Halsschlagader auf der rechten Seite stumpf zu zerschneiden.
- Befreie etwa 1 cm der Vene. Ligiere das distale Ende der Vene mit einem 5-0-Nahtfaden. Binde einen Knoten am proximalen Ende. Klemmen Sie den Nahtfaden am distalen Ende mit einem Hämostat ab und ziehen Sie ihn vorsichtig zum Kopf herbei, um das Blutgefäß mäßig zu verengen.
- Für die Venotomie biegen Sie die vorbereitete Nadel Nr. 7 um 45° in die entgegengesetzte Richtung der Nadelspitze (Abbildung 2A) und durchstoßen Sie die äußere Jugularvene zum proximalen Ende hin (Abbildung 2B).
VORSICHT: Nadeln gelten als scharfe Werkzeuge. Vermeiden Sie direkten Kontakt mit dem spitzen Ende, wenn Sie sie benutzen.
Abbildung 2: Werkzeug der Venotomie. (A) Biegen Sie die Nadel Nr. 7 um 45° in die entgegengesetzte Richtung der Nadelspitze. (B) Die äußere Jugularvene in Richtung proximales Ende durchstoßen. Aufgrund der vorherigen Verbiegung der Nadel wird die Bedienung des Experimentators bequemer sein. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
- Füllen Sie den mit dem Dreifach-Absperrhahn verbundenen Herzkatheter mit Heparin-Natriumlösung und schließen Sie den Dreifach-Absperrhahn.
HINWEIS: Heparin als Antikoagulans kann die Bildung von Blutgerinnseln während der Katheterisation verhindern. Bereiten Sie 500 ml Heparin-Natriumlösung bei 1000 IU/mL durch Mische von Natriumheparin und Kochsalzlösung vor. - Führen Sie die gebogene Spitze der selbstgemachten Nadel Nr. 7 in die Vene ein, heben Sie sie an und führen Sie die gebogene Augenzangelei in die Vene ein, um sie zu öffnen (Abbildung 3A). Zieh die Nadel zurück. Führen Sie den Katheter durch die von der Pinzette geöffnete Lücke in die Vene ein (Abbildung 3B).
- Ziehen Sie die gebogene Augenzangelei ab. Lösen Sie den Slipknoten, schieben Sie den Katheter nach vorne und binden Sie dann einen neuen Slipknoten, um den Katheter zu fixieren und ein Herunterfallen zu verhindern (Abbildung 3C). Binden Sie den Slipknoten nicht zu fest, damit kein Blut austritt und der Katheter gleichzeitig frei gestoßen werden kann.
Abbildung 3: Katheterisierung. (A) Führen Sie die gebogene Augenzange in die Vene ein, um die Vene zu öffnen. (B) Den Katheter durch die von der Pinzette geöffnete Lücke in die Vene einführen. (C) Binde einen neuen Knoten, um den Katheter zu fixieren und zu verhindern, dass er abfällt. Stellen Sie sicher, dass kein Blut austritt und der Katheter gleichzeitig frei gestoßen werden kann. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
- Schalten Sie den Polygraphen ein, schließen Sie den Drucksensor an und entleeren Sie den Drucksensor mit normaler Kochsalzlösung, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen vorhanden sind.
- Öffnen Sie die Aufzeichnungssoftware, stellen Sie sie durch Belichtung der Atmosphäre auf null und führen Sie dann eine Zweipunkt-Kalibrierung mit einem Quecksilber-Sphygmomanometer durch. In der Software wird der Filtertyp auf Tiefpass, die Cutoff-Frequenz auf 40 Hz und die Abtastrate auf 1000 SPS eingestellt.
- Wellenformmessung und Positionsbeurteilung: Verbinde den mit dem Katheter verbundenen Dreifach-Absperrhahn mit dem Druckmesser, wobei keine Luftblasen im Dreifach-Absperrhahn vorhanden sind. Dann öffnen und drehen Sie den Schalter des Dreifach-Absperrhahns, damit der Katheter mit dem Druckwandler kommuniziert, und die venöse Wellenform ist sichtbar (Abbildung 4A).
- Drehen Sie den Katheter und schieben Sie ihn nach vorne. Wenn es Widerstand gibt, zwingen Sie ihn nicht zum Vorwärts. Heben Sie das Pad (das mit einer chirurgischen Klinge gemacht ist) an, ziehen Sie den Katheter etwas heraus und drehen Sie es dann erneut und drücken Sie es. Wenn ein Gefühl der Leere wahrgenommen wird, ist die ventrikuläre Wellenform sichtbar (Abbildung 4B).
- Drücke sie erneut nach vorne, um die Lungenarterie zu erreichen. Das Gleiten der Katheterspitze an der Herzwand ist während des Vorlaufs spürbar. Die Wellenform der Lungenarterie wird erscheinen (Abbildung 4C).
- Wenn die ventrikuläre Wellenform in Abbildung 4D erscheint, könnte dies bedeuten, dass es für den Katheter schwierig ist, an dieser Position in die Lungenarterie einzudringen. Ziehen Sie den Katheter etwas heraus, drehen Sie ihn und schieben Sie ihn nach vorne, bis die ventrikuläre Wellenform in Abbildung 4B erscheint, und dann ist es sehr einfach, in die Lungenarterie einzudringen. Gleichzeitig können Anfänger auch auf Sarkar et al. zurückgreifen, um die Wellenformen in verschiedenen Stadien besser zu verstehen9.
Abbildung 4: Druckwellenform. (A) Die venöse Wellenform. (B) Die ventrikuläre Wellenform. (C) Die Wellenform der Lungenarterie. (D) Die abnormale ventrikuläre Wellenform. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
4. Datenerhebung
- Sobald der charakteristische Wellendruck der Lungenarterie bestätigt ist und die Wellenform eine Minute stabil bleibt, legen Sie den Katheter vorsichtig ein und halten Sie ihn stabil. Jetzt messen Sie den PAP.
- Zeichnen Sie eine stabile Wellenform für mindestens 10 aufeinanderfolgende Herzzyklen auf. Wenn das Experiment eine langfristige, kontinuierliche Messung von PAP erfordert, werden Mullbindenpads auf die freiliegende Haut gelegt, um Trockenheit oder unerwünschte Reaktionen durch längere Umweltexposition zu verhindern.
- Stellen Sie den Druck des rechten Vorhofs, des rechten Ventrikels und der Lungenarterie auf 2–6 mmHg, 0–25 mmHg bzw. 10–25 mmHg an, jeweils mit ihren charakteristischen Spitzen 7,8,9,10,11,12,13. Wenn der systolische Peak der rechten ventrikulären Druckwellenform eine Kerbe hat, ist die Wahrscheinlichkeit größer, dass der Katheter in die Lungenarterie eindringt.
- Nach Abschluss der Datenerhebung werden die Tiere gemäß den Richtlinien der Institution für Tierversuche eingeschläfert. Reinigen Sie die Katheter, nachdem alle Datenerhebungen abgeschlossen sind.
HINWEIS: Alle durch die Verfahren entstehenden Abfälle sollten ordnungsgemäß gehandhabt werden. Gebrauchte Nadeln und andere scharfe Gegenstände sollten sofort in spezielle Behälter für Scharfstoffe gelegt werden. Biologisches Gewebe (einschließlich Tierleichen) sollte unschädlich gemacht werden. Verwendete chemische Reagenzien sollten in Abfallflüssigkeitstanks gegossen und nach zentraler Reinigung entlassen werden.
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Ergebnisse
Wir haben die Daten zum mittleren pulmonalen arteriellen Druck von Ratten mit chronisch-hypoxie-induzierter pulmonaler Hypertonie sowie zu normalen Kontrollratten aus den Ebenen veröffentlicht, gemessen mit dieser Methode 7,8. Die Ergebnisse stimmen im Wesentlichen mit den in der Literatur veröffentlichten Daten 9,10,11,12
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Diskussion
1970 berichteten Swan und Ganz über die Verwendung eines schwimmenden Katheters zur Messung des Lungenarteriendrucks13 und etablierten die invasive rechte Herzkatheterisation als Goldstandard zur Diagnose von pulmonaler Hypertonie 14,15. In Studien mit kleinen Tieren wie Ratten begrenzt jedoch die Größe des Katheters die Machbarkeit einer geschlossenen Brustkatheterisation. 1984 beschrieben Bo et
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Offenlegungen
Die Autoren geben an, dass es keinen Interessenkonflikt im Zusammenhang mit der Veröffentlichung dieses Artikels gibt.
Danksagungen
Diese Arbeit wurde von der Natural Science Foundation of China unterstützt (Nr. 81971784, 81830062).
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 5-0 Nahtfaden | Zhongke Huida | 23030306 | |
| 75% alkoholhaltiges Desinfektionsmittel | Shandong Zhuojian Medical Technology Co., LTD. | Q/371402SDZJ005 | |
| Becher | Chengdu Glasinstrumentenfabrik | GG-17 | 250 ml |
| Kupferdraht | ThermoFisher | 000098.G2 | |
| Heizpolster | Tigergene Technology Inc. | TG-TP-BS | 20& Mal; 35 cm |
| Hämostatische Pinzetten | Beyotime | FS245 | |
| Intravenöse Infusionsnadel | Hanjiang Kreis Große Mauer Medizinische Ausrüstungsfabrik | GB 18671–2002 | |
| LabChart Pro Upgrade v7 für Windows | AD-Instrumente | GR85-XNCB-MEDA | |
| Medizinischer Wattestäbchen | Huatai Medical Equipment Co., LTD. | YY/T 10330-2015 | |
| Mehrkanal-physiologisches Aufzeichnungssystem (PowerLab 4/35, AD Instruments) | AD-Instrumente | PowerLab 4/35 | |
| Nadel | Shanghai Kindly Enterprise Development Group Co., LTD. | 0,7 & Mal; 32 TW LB | |
| Kochsalzlösung | Servicebio | G4702-500ML | Lösungsmittel? Reinigungsflüssigkeit |
| Augengebogene Zangen | Beyotime | FS229 | |
| Druckwandler | AD-Instrumente | SP 844 | |
| Ratten-Operationstisch | YUYAN-INSTRUMENTE | 30351 | |
| Natriumheparin | biosharp | BS145 | Antikoagulierende Wirkung |
| Natrium-Pentobarbital | Sigma-Aldrich | P3761 | Es wird verwendet, um Ratten zu betäuben |
| Sterile Spritze | Shanghai Kindly Enterprise Development Group Co., LTD. | 5 ml | |
| Chirurgische Klinge | Beyotime | FS205 | Zur Herstellung des Pads verwendet |
| Dreifach-Absperrhahn | B. Braun | 409511CN | |
| Gewebescheren | Beyotime | FS209 |
Referenzen
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- Sun, P., Liu, W. L. Method for measuring the pulmonary artery pressure with a right cardiac catheter in rats. Acta Acad Med Sinicae. 6 (6), 465-467 (1984).
- Zou, L., Chen, M., Huang, X., Wang, L. A meliorative technique to measure pulmonary artery pressure by right heart catheterization in rats. Chinese J Pathophysiol. 30 (4), 757-762 (2014).
- Yan, H., et al. Optimization of the Method for Measuring Rat Pulmonary Artery Pressure via Right Heart Catheterization. Chinese J Integrative Med Cardio-Cerebrovasc Dis. 20 (11), 1986-1988 (2022).
- Tontodonati, M., Ridley, D., Remie, R., Clements, P. Improved method for the catheterization of the right ventricle in a rat model of pulmonary artery hypertension. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 30 (4), 535-537 (2020).
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- Sarkar, T., et al. Catheterization of Pulmonary and Carotid Arteries for Concurrent Measurement of Mean Pulmonary and Systemic Arterial Pressure in Rat Models of Pulmonary Arterial Hypertension. Bio Protoc. 13 (16), e4737(2023).
- Neelakantan, S., et al. Dissecting contributions of pulmonary arterial remodeling to right ventricular afterload in pulmonary hypertension. Bioeng Transl Med. 10 (4), e70035(2025).
- Neelakantan, S., et al. Right Ventricular Stiffening and Anisotropy Alterations in Pulmonary Hypertension: Mechanisms and Relations to Right Heart Failure. J Am Heart Assoc. 14 (5), e037126(2025).
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Nachdrucke und Genehmigungen
