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Methodenartikel

Kontinuierliche arterielle Drucküberwachung bei bewussten Nagetieren mittels implantierbarer Telemetrie und Vergleich mit der Tail-Cuff-Methode

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DOI:

10.3791/69652

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14. November 2025

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1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die Anwendung der implantierbaren Telemetrie zur kontinuierlichen und zuverlässigen Überwachung des arteriellen Drucks bei bewussten Nagetieren, einschließlich der chirurgischen Implantation, der postoperativen Versorgung, der Datenerfassung und des Vergleichs mit der Schwanzmanschettenmethode.

Zusammenfassung

Die Radiotelemetrie ermöglicht eine zuverlässige, kontinuierliche Überwachung des arteriellen Blutdrucks (BP) bei bewussten Nagetieren unter physiologischen Bedingungen bei gleichzeitiger Minimierung von Bediener-bedingten Artefakten. Der implantierbare Sender umfasst einen Druckmesskatheter, und das Implantationsverfahren variiert je nach verwendeter Spezies und Zweck der Studie. Bei Nagetieren sind die gebräuchlichsten Ansätze die Implantation durch die Halsschlagader oder die Bauchschlagader. Der Zugang zur Halsschlagader wird oft bevorzugt, da er einen direkten Weg zum Aortenbogen bietet und eine genaue zentrale Druckmessung ermöglicht, während der Ansatz der abdominalen Aorta auch häufig für chronische Studien verwendet wird. Im Vergleich zu nicht-invasiven Methoden wie der Schwanzmanschette bietet die implantierbare Telemetrie genauere und konsistentere Messungen, was sie besonders nützlich für Bluthochdruckstudien macht, die eine präzise Langzeitüberwachung des Blutdrucks erfordern. Dieses Protokoll beschreibt die Anästhesie, chirurgische Implantationstechniken und postoperative Versorgung sowie Verfahren zur Erfassung und Analyse hämodynamischer Parameter - systolischer, diastolischer und mittlerer arterieller Druck und Herzfrequenz (HR) - zusammen mit einer vergleichenden Bewertung mit den Messungen der Schwanzmanschette.

Einleitung

Die genaue und kontinuierliche Überwachung des arteriellen Blutdrucks (BP) bei bewussten Nagetieren ist für die kardiovaskuläre Forschung unerlässlich, insbesondere bei Bluthochdruckstudien, bei denen dynamische hämodynamische Veränderungen eine präzise Messung erfordern 1,2,3. Traditionelle nicht-invasive Methoden, wie z. B. die Tail-Cuff-Methode, sind weit verbreitet, werden jedoch durch intermittierende Probenahmen, stressbedingte Artefakte und das Versagen bei der Erfassung zirkadianer Blutdruckschwankungen eingeschränkt 4,5. Diese Probleme beeinträchtigen die Genauigkeit und Reproduzierbarkeit, was ihre Verwendung in hämodynamischen Langzeitstudien einschränkt6.

Funktelemetriesysteme bieten genauere und konsistentere Blutdruckmessungen. Er ermöglicht eine kontinuierliche, qualitativ hochwertige Blutdrucküberwachung bei frei beweglichen Tieren, wodurch Schwankungen durch die Handhabung durch den Bediener und Stress durch Rückhaltung vermiedenwerden 7,8,9,10. Dieser Ansatz ist besonders nützlich in der Bluthochdruckforschung, wo es wichtig ist, den Beginn, das Ausmaß und die Stabilität der Blutdruckerhöhung sowie zirkadiane Muster zu erfassen 11,12,13. Darüber hinaus ermöglicht die kontinuierliche Telemetrie die Erkennung vorübergehender Schwankungen während des Fortschreitens der Erkrankung und ermöglicht eine detaillierte Beurteilung pharmakologischer Interventionen, Vorteile, die herkömmliche Tail-Cuff-Methoden nicht bieten können14.

Das Radiotelemetriesystem verwendet einen implantierbaren Sender mit einem Drucksensorkatheter, der chirurgisch an anatomischen Stellen platziert wird, die je nach Spezies und Studiendesign ausgewählt werden. Bei Mäusen wird der Katheter typischerweise durch die Halsschlagader in den Aortenbogen eingeführt, um stabile Signale zu gewährleisten9. Für bestimmte Experimente, wie z. B. Langzeitstudien an älteren oder schwereren Mäusen, kann die Platzierung in der Bauchschlagader bevorzugt werden. Bei Ratten ist die Bauchschlagader die Standardstelle für zuverlässige Langzeitaufzeichnungen15. Diese Implantationsstrategien ermöglichen eine präzise Messung des systolischen, diastolischen und mittleren arteriellen Drucks sowie der Herzfrequenz (HR), was das Telemetriesystem zu einem wertvollen Werkzeug für die Phänotypisierung hypertensiver Modelle und die Bewertung therapeutischer Interventionen macht16.

Dieses Protokoll beschreibt detaillierte Verfahren für die Anästhesie, die chirurgische Implantation (einschließlich der Möglichkeiten der Katheterplatzierung), die postoperative Versorgung sowie die Datenerfassung und -analyse sowie eine vergleichende Bewertung mit der Tail-Cuff-Methode.

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Protokoll

Alle Versuchsverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Xi'an Jiaotong University (No. XJTUAE2025-2784) und wurden in Übereinstimmung mit institutionellen und nationalen Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren durchgeführt. In den Experimenten wurden acht Wochen alte männliche spontan hypertensive Ratten (SHRs) und C57BL/6-Mäuse verwendet.

1. Vorbereitung der Tiere

  1. Haltungsbedingungen: Halten Sie alle Tiere in klimatisierten Räumen unter. Halten Sie eine Umgebungstemperatur von 21 °C und eine relative Luftfeuchtigkeit von 60 % aufrecht. Stellen Sie einen 12 h hellen/12 h dunklen Zyklus ein. Stellen Sie Standard-Laborfutter und Wasser ad libitum zur Verfügung.
  2. Empfohlenes Gewicht für die Telemetrieimplantation: Wählen Sie Mäuse mit einem Gewicht von 20-35 g aus, um eine angemessene Katheterimplantationslänge zu gewährleisten und die Größe des Telemetriesenders anzupassen (HD-X11: 33 x 33 x 14 mm; HD-S10: 42 x 42 x 18 mm). Wählen Sie Mäuse von 20 g oder mehr für die Katheterisierung der Halsschlagader und verwenden Sie Mäuse von etwa 30 g für die Implantation der Bauchschlagader Bei Ratten sollten Sie Tiere mit einem Gewicht von ≥ 170 g auswählen, um den richtigen Sitz zu gewährleisten und chirurgische Komplikationen zu minimieren. Verwenden Sie den Ansatz der Implantation der abdominalen Aorta für Ratten.
    HINWEIS: Dieser Gewichtsbereich gleicht die chirurgische Machbarkeit mit Tierschutzaspekten für die chronische Telemetrieüberwachung aus.

2. Präoperative Vorbereitung

  1. Überprüfung des Telemetrie-Implantatmodells: Verwenden Sie für Mäuse den HD-X11-Sender. Verwenden Sie für Ratten den HD-S10 Sender. Bestätigen Sie die Modellnummer und die Codierung auf den Messumformern (Abbildung 1).
  2. Chirurgische aseptische Vorbereitung: Vor der Operation das Operationsgebiet gründlich desinfizieren und alle Instrumente durch Autoklavieren bei 121 °C für 20 min sterilisieren (Ergänzende Abbildung 1A). Bereiten Sie sterile Abdecktücher, chirurgische Kochsalzlösung und die erforderlichen Reagenzien vor (Materialtabelle). Tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung (Handschuhe, Maske und Mütze) und legen Sie die Instrumente auf ein steriles Tablett, um die Sterilitätsindikatoren vor dem Gebrauch zu bestätigen. Halten Sie während des gesamten Eingriffs eine strenge aseptische Technik ein. Stellen Sie nach der Operation die ordnungsgemäße Entsorgung kontaminierter Materialien sicher und sterilisieren Sie wiederverwendbare Instrumente umgehend erneut.
  3. Vorbehandlung von Messumformern
    1. Ziehen Sie die weiße Packungsabdeckung von der durchsichtigen Kunststoffschale ab, um die sterile Verpackung zu öffnen.
    2. Heben Sie die durchsichtige Löffelabdeckung an, fluten Sie den Katheterkanal mit steriler Kochsalzlösung und setzen Sie die Abdeckung sofort wieder auf. Vermeiden Sie den Kontakt mit dem Transmitter oder der Innenschale, um die Sterilität zu erhalten.
    3. Legen Sie die Packung beiseite und lassen Sie den Katheter 15 Minuten lang hydratisieren, bevor Sie ihn in den sterilen Bereich überführen. Stellen Sie sicher, dass die Katheterspitze gleichmäßig durchscheinend und mit Gel gefüllt erscheint. Identifizieren Sie undurchsichtige oder weiße Spitzen als unzureichend hydratisiert und rehydrieren Sie, bevor Sie fortfahren.
    4. Bewahren Sie die weiße Abdeckung (enthält Kalibrierungsdaten) und die sterile Verpackung (für eine mögliche Rückgabe) auf.
      HINWEIS: Sorgen Sie aufgrund seiner hydrophilen Eigenschaften für eine ausreichende Hydratation des Katheters. Die Implantation in einem nicht hydratisierten Zustand führt dazu, dass der Katheter Wasser aus dem Blut aufnimmt, was zu einer Ausdehnung führt. Diese Expansion führt zu einer Gelrezession und Hohlraumbildung an der Katheterspitze, wodurch das Risiko einer Thrombusbildung erhöht wird.
  4. Anästhesie-Induktion
    1. Inhalationsanästhesie: Legen Sie das Tier in eine Induktionskammer und betäuben Sie es mit 5% Isofluran in Sauerstoff bei einer Flussrate von 0,5 L/min. Sobald der Aufrichtreflex verloren ist, wird das Tier auf eine temperaturkontrollierte Operationsplattform (37 °C) gebracht und die Anästhesie durch einen Nasenkonus aufrechterhalten, der während des gesamten Eingriffs 2 % Isofluran mit einem Sauerstofffluss von 0,5 l/min liefert17.
    2. Injektionsanästhesie: Betäuben Sie die Mäuse durch intramuskuläre Injektion eines Zoletil-Xylazin-Gemisches (1:2 v/v) in einer Dosis von 20 μl pro 20 g Körpergewicht18.
    3. Verwenden Sie eine Tierarztsalbe auf den Augen, um Trockenheit während der Narkose zu verhindern.
  5. Vorbereitung der Operationsstelle: Fixieren Sie die Gliedmaßen mit Klebeband und entfernen Sie die Nackenhaare mit Enthaarungscreme, dann wischen Sie den Bereich sauber. Desinfizieren Sie die Inzisionsstelle mit Benzalkoniumbromid mit drei kreisförmigen Peelings, gefolgt von zwei Peelings mit Povidon-Jod, nachdem Sie ein steriles Tuch gelegt haben.

3. Chirurgische Implantation eines telemetrischen Senders

HINWEIS: Die chirurgische Implantation wird entweder durch die Halsschlagader oder durch eine Katheterisierung der Bauchschlagader durchgeführt (Abbildung 2).

  1. Implantation der Halsschlagader
    1. Machen Sie einen 1-1,5 cm langen Schnitt entlang der Mittellinie der Haut unterhalb des Kinns und schaffen Sie durch stumpfe Dissektion bilaterale subkutane Räume.
    2. Ziehen Sie die Ohrspeicheldrüse und die Unterkieferdrüsen vorsichtig mit stumpfen Instrumenten zurück, um die Trachealmuskulatur freizulegen. Die linke Halsschlagader, die an die Luftröhre angrenzt, wird durch stumpfe Dissektion identifiziert (Abbildung 3A).
    3. Befreien Sie die Halsschlagader vom umgebenden Gewebe. Präparieren Sie den begleitenden Vagusnerv, einen markanten weißen Strang, vorsichtig von der Arterienwand weg über ein 10 mm langes Segment, um die Bifurkation freizulegen.
      HINWEIS: Präparieren Sie den Vagusnerv vorsichtig ohne Zug, um Funktionsbeeinträchtigungen zu vermeiden, da er für die autonome Regulation unerlässlich ist.
    4. Führen Sie drei mit Kochsalzlösung getränkte, nicht resorbierbare 6-0-Nähte unter das isolierte Karotissegment und positionieren Sie sie an der kranialen, kaudalen bzw. mittleren Stelle (Abbildung 3B). Heben Sie das Gefäß vorsichtig an, um Gefäßverletzungen zu vermeiden.
    5. Legen Sie die vorderere Naht neben die Halsschlagadergabelung und binden Sie das Gefäß dann mit einem dauerhaften Knoten sicher ab. Die kaudale Naht sorgt für einen temporären Gefäßverschluss, während die mittlere Naht eine lose Schlaufe für die Katheterstabilisierung nach dem Einführen bildet. Heben Sie beide Enden der Nähte mit Gefäßklemmen an, um das Gefäß zu dehnen (Abbildung 3C).
      HINWEIS: Die Bifurkation der Arteria carotis interna und der Arteria carotis externa dient als wichtiger Anhaltspunkt für die Bestimmung der geeigneten Einführlänge des implantierten Katheters.
    6. Biegen Sie die Spitze einer 1-ml-Spritzennadel auf etwa 100° und stechen Sie vorsichtig in die Arterienwand in der Nähe der Schädelligatur. Verwenden Sie die Nadel als Führung, um den Katheter in die Arterie zu schieben, und schieben Sie ihn vorsichtig mit einer Katheter-Haltezange entlang des Gefäßes (Ergänzende Abbildung 1B-C).
    7. Ziehen Sie die Nadel mit ruhiger Hand zurück und ersetzen Sie sie durch eine feine Pinzette, um den Katheter sanft tiefer in das Gefäß zu schieben. Überwachen Sie die Tiefenmarkierungen auf dem Katheter und stoppen Sie das Einführen, sobald die vorgegebene Position erreicht ist (Ergänzende Abbildung 2A-B). Ziehen Sie die mittlere Naht fest, um den Katheter an Ort und Stelle zu halten. Binden Sie die distale Naht für eine zusätzliche Fixierung fest. Schlingen Sie die proximale Naht um den äußeren Teil des Katheters und ligieren Sie sie, um eine Dislokation zu verhindern. Schneiden Sie die Enden der Nähte so kurz wie möglich ab (Abbildung 3D).
    8. Bestätigen Sie die Kathetertiefe mit dem Marker und stellen Sie sicher, dass er den Aortenbogen erreicht. Überprüfen Sie, ob Blut an der Einstichstelle oder um den Katheter herum austritt oder Blasen bilden. Sofort Korrekturmaßnahmen ergreifen, wenn eine Leckage auftritt. Ziehen Sie vorsichtig am Katheter, um sicherzustellen, dass er durch Nähte oder Klebstoff sicher an Ort und Stelle bleibt.
    9. Schaffen Sie mit einer stumpfen Pinzette eine subkutane Tasche vom Schnitt zur linken Bauchflanke. Injizieren Sie 200 μl vorgewärmte (37 °C) Kochsalzlösung, um den Raum zu erweitern, führen Sie dann den Telemetriesender in die Tasche ein und positionieren Sie ihn subkutan in der linken Bauchregion (Abbildung 4A-C).
    10. Optional: Führen Sie diesen Schritt bei Verwendung von Implantaten mit EKG-Ableitungen (HD-X11) durch. Positionieren Sie den farblosen EKG-Ableitungsdraht subkutan über dem rechten Brustmuskel und fixieren Sie den roten Ableitungsdraht im linken Unterbauch-Unterhautraum. Schließen Sie den Schnitt mit unterbrochenen Nähten, um eine Dehiszenz der Wunde zu verhindern (Abbildung 4D-E).
      HINWEIS: Das gezeigte Verfahren wurde an einem euthanasierten Tier durchgeführt. Alle Überlebensoperationen wurden unter streng aseptischen Bedingungen mit sterilen Abdecktüchern durchgeführt, um das Wohlergehen der Tiere und den Versuchserfolg zu gewährleisten.
    11. Halten Sie den geschlossenen Schnitt sauber und angesetzt. Prüfen Sie, ob es sich um aktive subkutane Blutungen handelt, wie z. B. schnelle Schwellungen, Hämatombildung oder Blut, das durch die Nahtlinie sickert.
  2. Implantation der abdominalen Aorta
    1. Positionieren Sie das Tier in Rückenlage, wobei der Kopf vom Chirurgen weg gerichtet ist.
    2. Machen Sie einen 3-4 cm langen Schnitt in der Bauchhaut, gefolgt von einer stumpfen Dissektion zwischen Haut und Bauchdecke.
    3. Schneiden Sie die Linea alba entlang der Mittellinie ein und ziehen Sie den Darm vorsichtig mit feuchter Gaze zurück, um den retroperitonealen Raum freizulegen.
    4. Identifizieren Sie die pulsierende abdominale Aorta neben der unteren Hohlvene und präparieren Sie dann vorsichtig das umgebende Fett-/Bindegewebe mit Wattestäbchen, um das Aortensegment von der linken Nierenvene (superior) bis zur Beckenbifurkation (inferior) freizulegen und das gesamte ventrale Oberflächengewebe zu befreien (Abbildung 5A).
      HINWEIS: Die linke Nierenvene, die die ventrale Aortenoberfläche kreuzt, dient als kritischer Orientierungspunkt für die proximale Aortenmobilisierung.
    5. Führen Sie zwei mit Kochsalzlösung befeuchtete 4-0 nicht resorbierbare Nähte unter die isolierte Bauchaorta. Platzieren Sie die Schädelnaht an der linken Nierenvenen-Aorten-Kreuzung und die Schwanznaht an der Beckenbifurkation. Ziehen Sie beide Nähte vorübergehend fest, um den Blutfluss zu verschließen (Abbildung 5B).
    6. Biegen Sie die Spitze einer 5-ml-Spritzennadel auf etwa 100° und stechen Sie dann vorsichtig in die Aortenwand direkt unterhalb der kaudalen Mesenterialarterie. Mit der Nadel als Führung schieben Sie den Katheter mit einer speziellen Katheterhaltezange durch die Eintrittsstelle in die Aorta und schieben Sie ihn vorsichtig rostral entlang des Gefäßes.
    7. Ziehen Sie die Nadel zurück und schieben Sie den Katheter vorsichtig kranial vor, bis seine distale Spitze an der vorderen Okklusionsnaht auf einen leichten Widerstand stößt (Abbildung 5C und ergänzende Abbildung 2C-D).
    8. Tragen Sie einen Tropfen Gewebekleber auf die Kathetereintrittsstelle auf und lassen Sie ihn 30 s lang aushärten. Lösen Sie allmählich die kaudale Traktionsnaht und überwachen Sie dabei engmaschig auf Blutungen an der Einstichstelle (Ergänzende Abbildung 3A). Vergewissern Sie sich, dass die Katheterspitze kranial zur linken Nierenvene positioniert ist.
    9. Bereiten Sie ein 5 mm x 3 mm großes Fasermembranpflaster vor und positionieren Sie es über der Kathetereinführstelle (Ergänzende Abbildung 3B) und befestigen Sie es dann mit biokompatiblem Klebstoff, um den Katheter zu stabilisieren (Abbildung 5D).
    10. Überprüfen Sie unter klarer Visualisierung, ob aktives Blut aus der Einstichstelle oder um den Katheter herum austritt. Stoppen Sie sofort, wenn Blasenbildung oder Sickerwasser auftritt, und ergreifen Sie Korrekturmaßnahmen. Ziehen Sie vorsichtig am Katheter, um sicherzustellen, dass er durch die Nähte und/oder den Klebstoff sicher an Ort und Stelle bleibt.
      HINWEIS: Wenn Sie Eingriffe an hypertensiven Tieren durchführen, beginnen Sie mit atraumatischen Klemmen. Stellen Sie den Druck schrittweise mit einem stufenweisen Clamp-Release-Protokoll wieder her: Lassen Sie zuerst die distale Klemme los, um die Dichtung unter niedrigem Druck zu testen, und lösen Sie dann die proximale Klemme erst nach Bestätigung der Hämostase.
    11. Entfernen Sie alle Bauchgaze und positionieren Sie den Darm vorsichtig neu. Spülen Sie die Bauchhöhle mit vorgewärmter (37 °C) Kochsalzlösung und bestätigen Sie dann die Blutstillung an der Kathetereintrittsstelle.
    12. Platzieren Sie den Transmitter intraabdominal zwischen den Darmschlingen und befestigen Sie ihn mit 6-0 nicht resorbierbaren Nähten am parietalen Peritoneum (Abbildung 6A).
    13. Optional: Führen Sie diesen Schritt bei Verwendung von Implantaten mit EKG-Ableitungen (HD-X11) durch. Führen Sie eine 18-G-Nadel durch die Bauchdecke in der Nähe des rechten seitlichen Schnitts (rechte Seite des Tieres) in die Bauchhöhle ein, wobei Sie innere Organe vermeiden. Fädeln Sie die negative Elektrode (durchsichtiger Katheter) durch die Nadel und zeigen Sie sie vom Bauch aus nach außen. Ziehen Sie die Nadel zurück, während Sie die Minenposition beibehalten. Wiederholen Sie den Vorgang auf der gegenüberliegenden Seite, um die positive Elektrode (roter Katheter) nach außen zu stellen (Abbildung 6B-C).
    14. Bauchwandverschluss: Vernähen Sie die Bauchdecke mit einem einfachen unterbrochenen Muster mit 5-0 oder 6-0 nicht resorbierbaren Nähten.
    15. Vorbereitung und Platzierung der Leitung: Schneiden Sie die überschüssige Leitungslänge ab und lassen Sie eine kleine Spule übrig; Entfernen Sie ~1 cm terminales Silikon, um Drähte freizulegen und den Schlauch mit 5-0/6-0-Nähten zu sichern. Tunneln Sie die positive Elektrode zur linken Schwanzrippe und die negative Elektrode zum rechten Brustmuskel und verankern Sie sie jeweils mit Stay-Nähten (Abbildung 6D).
    16. Schließen Sie den Schnitt mit unterbrochenen Nähten, um eine Dehiszenz der Wunde zu verhindern (Abbildung 6E).
      HINWEIS: In dieser Studie wird das Verfahren an einem euthanasierten Tier zu Demonstrationszwecken durchgeführt. Führen Sie alle Überlebensoperationen unter strengen aseptischen Bedingungen mit sterilen Abdecktüchern durch, um das Wohlergehen der Tiere und den Erfolg der Verfahren zu gewährleisten.

4. Chirurgische Genesung

  1. Beendigung der Anästhesie: Brechen Sie die Gasanästhesie ab und entfernen Sie den Verabreichungsapparat. Bringen Sie das Tier auf ein 37 °C warmes Kissen, um die Normothermie aufrechtzuerhalten, bis die spontane Bewegung wieder vollständig zurückkehrt. Lassen Sie das Tier nicht unbeaufsichtigt, bis es wieder genügend Bewusstsein erlangt hat, um das Brustbein aufrecht zu erhalten.
  2. Postoperative Analgesie: Meloxicam subkutan in einer Dosis von 5 mg/kg Körpergewicht zur postoperativen Schmerzlinderungverabreichen 19,20,21,22.
    HINWEIS: Um Schmerzen proaktiv zu vermeiden, kann vor der Operation eine präventive Analgesie verabreicht werden.
  3. Genesungsüberwachung: Überwachen Sie Mäuse nach der Operation systematisch auf Schmerzen und Infektionen. Beurteilen Sie spontane Schmerzen mit der Maus-Grimasse-Skala (MGS), indem Sie die Orbitastraffung, die Nasenwölbung, die Wangenwölbung, die Ohrposition und die Schnurrhaarveränderung bewerten. Zeichnen Sie tägliche klinische Beobachtungen auf, einschließlich Gewichtsverlust, reduzierte Nahrungs- oder Wasseraufnahme, gebeugte Haltung, Piloerektion, verminderte Aktivität und soziale Isolation. Untersuchen Sie die Operationsstelle täglich auf Rötungen, Schwellungen, Hitze oder Ausfluss (Ergänzende Tabelle 1). Verabreichen Sie Analgetika oder konsultieren Sie einen Tierarzt gemäß vordefinierten humanen Endpunkten, wenn abnormales Verhalten oder Aussehen beobachtet wird 23,24,25,26,27. Nach vollständiger Genesung (in der Regel 10 Tage nach der Operation) werden die Mäuse einzeln in Standardkäfigen auf Telemetrie-Empfängerplatten untergebracht, um eine kontinuierliche Datenerfassung zu ermöglichen.

5. Datenerfassung und -analyse

  1. Implantation und Betrieb des Senders: Steuern Sie den implantierbaren Sender, indem Sie ihn mit einem starken Magneten ein- oder ausschalten. Bestätigen Sie die erfolgreiche Aktivierung, indem Sie das Vorhandensein eines akustischen Signals in einem UKW-Radio in der Nähe überprüfen.
  2. Transmitterkonfiguration und Datenerfassung
    1. Erfassen Sie Daten mit der Software (Ponemah v5.00). Konfigurationsoptionen finden Sie in der Zusatzdatei 1 .
    2. Öffnen Sie Ponemah v5.00, erstellen Sie ein neues Experiment oder öffnen Sie ein vorhandenes. Gehen Sie zu Konfiguration > Hardware und klicken Sie auf APR-Konfiguration bearbeiten , um einen leeren Empfänger auszuwählen.
    3. Öffnen Sie Hardware > MX2-Konfiguration bearbeiten , um das Implantat anzuschließen. Wählen Sie den Empfänger aus, der dem Implantat zugeordnet ist , und konfigurieren Sie die folgenden Parameter: Name, Implantatmodell, Signaltyp, Abtastrate und Seriennummer.
    4. Klicken Sie auf Nach Huntington-Implantat suchen. Aktivieren Sie das Implantat mit einem Magneten und platzieren Sie es auf der dafür vorgesehenen Detektionsplatte, bis das System das Signal erkennt. Klicken Sie zur Bestätigung auf Speichern .
    5. Konfigurieren Sie die Probanddetails , indem Sie den Namen des Probanden, das Geschlecht und die Spezies festlegen und dann die Erkennungselemente auswählen, die dem Implantattyp entsprechen.
    6. Wählen Sie Zielsender, klicken Sie auf und wählen Sie die Play-Taste (Dreiecks-Anfangssymbol), um die Signalerfassung zu starten. Klicken Sie zur Bestätigung auf OK .
    7. Klicken Sie auf die Schaltfläche Pause , um die Aufzeichnung zu beenden.
    8. Für die experimentelle Datenerfassung Probe gemäß den experimentellen Anforderungen nehmen.
  3. Datenanalyse
    1. Laden von Telemetriedaten. Navigieren Sie in der Software zu Datei > Daten laden. Wählen Sie Zielparameter aus. Wählen Sie Transmitter aus der Formularliste und legen Sie den Analysezeitraum entsprechend den aufgezeichneten Start-/Stoppzeiten fest.
    2. GP-Offset bestimmen: Extrahieren Sie Daten aus dem Zeitraum von 30 Minuten vor Beendigung der Probenahme. Berechnen und melden Sie Werte als Mittelwert ± SEM.
    3. Exportieren Sie kardiovaskuläre Parameter, einschließlich Pulsdruck, systolischer Blutdruck (SBP), diastolischer Blutdruck (DBP), mittlerer arterieller Druck (MAP), HR und Aktivitätszahlen (Abbildung 7A). Verwenden Sie die Tail-Cuff-Methode 5,6,28 (Ergänzungsdatei 2), um den Blutdruck bei Mäusen über das Prinzip der Volumendruckaufzeichnung (VPR) zu messen und Druckkurven für die Analyse zu erstellen (Abbildung 7B).
    4. Statistische Analyse: Geben Sie Daten als Mittelwert ± REM aus. Führen Sie statistische Analysen mit GraphPad Prism 8.0 durch. Bewerten Sie die Unterschiede zwischen den Gruppenmittelwerten mit einem ungepaarten Student's t-Test und analysieren Sie 24-Stunden-Dauerdaten durch bidirektionale ANOVA, gefolgt von Bonferroni's Post-hoc-Test. Ein p-Wert < 0,05 wird als Hinweis auf die statistische Signifikanz angesehen.

6. Rückholung von Sendern

  1. Euthanasiere das Tier mit Standardtechniken. Verwenden Sie keine Gebärmutterhalsluxation, da diese den Katheter beschädigen kann.
  2. Die Unterhauttasche, in der sich der Sender befindet, mit einer feinen chirurgischen Schere einschneiden. Beginnen Sie am kaudalen Ende der Tasche und verlängern Sie den Schnitt kranial, wobei Sie den Kontakt mit dem Katheter vermeiden. Nehmen Sie den Transmitter aus der Tasche und setzen Sie den Schnitt kranial in Richtung des ventralen Halsbereichs fort, wobei Sie darauf achten, den Katheter nicht zu beschädigen.
  3. Befreien Sie den Katheter von jeglichem Bindegewebe. Heben Sie den Sender vorsichtig an und platzieren Sie ihn auf dem Operationsfeld in der Nähe des Kopfes des Tieres, um eine versehentliche Durchtrennung des Katheters zu verhindern.
  4. Machen Sie mit einer feinen chirurgischen Schere einen Bauchschnitt in der Mittellinie und verlängern Sie ihn kranial, um das Zwerchfell und das Brustbein zu durchtrennen. Erstellen Sie bilaterale Schnitte durch den lateralen Brustkorb, um die Brusthöhle vollständig freizulegen.
  5. Identifiziere das Herz. Präparieren und entfernen Sie vorsichtig die Thymusdrüse, die als weißes Gewebe erscheint, um den Aortenbogen sichtbar zu machen. Fassen Sie während der Dissektion nur den Thymus an, um eine Beschädigung der darunter liegenden Gefäße zu vermeiden, da der Katheter im Aortenbogen unter dem Thymus liegt.
  6. Lokalisieren Sie den Aortenbogen nach der Entfernung des Thymus. Isolieren Sie es vorsichtig vom umgebenden Gewebe und platzieren Sie eine Pinzette mit feiner Spitze unter dem Bogen, um die Katheterspitze zu lokalisieren. Schneiden Sie den Aortenbogen an dieser Stelle ein, um die Katheterspitze freizulegen, und achten Sie darauf, den Katheter nicht zu beschädigen.
  7. Verfolgen Sie die Katheterspitze und schneiden Sie die Aorta vorsichtig retrograd in Richtung der Arteria carotis communis bis zur Ligaturnahtstelle. Schneiden Sie den Nahtknoten vorsichtig auf, um die Einführstelle freizulegen und den gesamten Katheter zu entnehmen.

7. Vor-Ort-Reinigung und erneute Sterilisation der Transmitter

  1. Entfernung von Gewebe und Ablagerungen: Bereiten Sie eine 1%ige Tergazyme-Lösung vor. Weichen Sie den Transmitter 24 Stunden lang in der Lösung ein, um Blut, Serumproteine und Gewebeablagerungen zu entfernen. Gründlich unter fließendem Wasser abspülen.
  2. Dekontamination: Arbeiten Sie unter einem Abzug. Tauchen Sie den Transmitter 24 Stunden lang in Glutaraldehyd in ein versiegeltes 50-ml-Zentrifugenröhrchen. Gründlich mit steriler Kochsalzlösung ausspülen und in einer sterilen Verpackung aufbewahren.

8. Regel Spritzenvorbereitung und Katheterfüllung

  1. Tragen Sie saubere Handschuhe. Spülen Sie Luft aus der Spritze, indem Sie eine kleine Menge Gel aus der Nadelspitze ausdrücken.
  2. Führen Sie bei HD-S10 die Nadelspitze in den Katheter ein, ohne die Ränder zu berühren. Schieben Sie es unter die Oberfläche von Restmaterial. Injizieren Sie das Gel unter sanftem Druck, während Sie die Nadel langsam zurückziehen, bis die Spitze vollständig gefüllt und frei von Blasen oder Schmutz ist.
  3. Vermeiden Sie bei HD-X11 das Einführen der Nadel. Geben Sie ein kleines Tröpfchen Gel auf eine sterile Oberfläche. Drücken Sie den Katheterkolben vorsichtig zusammen, um Luft oder Thromben auszustoßen. Berühren Sie die Öffnung mit dem Geltröpfchen. Lösen, um eine retrograde Füllung durch Kapillarwirkung und Unterdruck zu ermöglichen.

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Ergebnisse

Kontinuierliche telemetrische Aufzeichnung von Blutdruck und Herzfrequenz bei C57BL/6 Mäusen
Acht Wochen alte männliche C57BL/6-Mäuse wurden randomisiert und erhielten eine Transmitterimplantation durch Kanülierung der Halsschlagader (CAC) oder Kanülierung der abdominalen Aorta (AAC). Nach 10 Tagen der Genesung wurde der Blutdruck zu Studienbeginn aufgezeichnet. Eine kontinuierliche 24-stündige Überwachung bestätigte stabile und zuverlässige Signale mit dem erwarteten zirkadianen Rhythmus und zeigte l...

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Diskussion

Kritische Schritte innerhalb des Protokolls
Die implantierbare Telemetrie ist weithin als Goldstandard für die kontinuierliche, hochgenaue kardiovaskuläre Überwachung bei bewussten, sich frei bewegenden Nagetieren anerkannt31,32. Ein kritischer Schritt ist die Auswahl der Katheterimplantationsstelle, entweder der Halsschlagader oder der Bauchschlagader, basierend auf experimentellen Zielen. Die Implantation de...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von der Natural Science Foundation of China unterstützt (Stipendium 82230012, 81830015 an N. Wang, Stipendium 91939108, 82570478 an L. Xiao).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
APR-1 UmgebungsdruckreferenzData Sciences International (DSI)Die APR-1 Ambient Pressure Reference ist eine erforderliche Komponente jedes DSI-Telemetriesystems, bei dem Druckmessungen überwacht werden, um dynamisch die Auswirkungen der Änderung des barometrischen Drucks auf die absoluten (relativ zum Vakuum) von den Telemetrieimplantaten durchgeführten Messungen auszugleichen
Zellulose-Patch-KitData Sciences International (DSI)370-0036-001
GlutaraldehydMetricide89132-856
Graefe-Zange gebogen, mit ZähnenData Sciences International (DSI)11054-10
Implantat (HD-S10)Data Sciences International (DSI)825969
Implantat (HD-S10)Data Sciences International (DSI)910265
Implantat (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315981
Implantat (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315986
IsofluranRWD Life ScienceR510-22-10
Lexar-Baby-Schere – gerade, 10 cmData Sciences International (DSI)14078-10
Matrix 2.0 (MX2) Data Sciences International (DSI)Die Matrix 2.0 (MX2) verwaltet die Kommunikation zwischen den Telemetrieimplantaten von PhysioTel und PhysioTel HD sowie dem Erfassungscomputer.
Moria-InstrumentengehäuseData Sciences International (DSI)20311-21
KochsalzlösungKelong PharmaceuticalC1250213B1
Olsen-Hegar Nadelhalter – extra empfindlichData Sciences International (DSI)12002-12
PentobarbitalnatriumSigma-AldrichP3761
RPC-1-EmpfängerData Sciences International (DSI)34668Der RPC-1-Empfänger wird am häufigsten zur Überwachung von Tieren verwendet, die in Plastikkäfigen gehalten werden und auf dem Gehäuse angebracht werden können. Der RPC-1-Empfänger ermöglicht einen zuverlässigen Empfang der über digitale Telemetrie übertragenen Daten und verfügt über zwei Empfangsantennen, die rechtwinklig ausgerichtet sind, um Ausbrüche aufgrund der Richtungsrichtung des Übertragungsmusters zu minimieren.
RPC-1-EmpfängerData Sciences International (DSI)34669
TergazymSigma-AldrichZ273287
Gefäßkanülzange, 11 cm langData Sciences International (DSI)00608-11
Gefäßdilatator – 45 Grad geneigte Spitze, 13,5 cm langData Sciences International (DSI)00276-13
Vetbond-GewebeklebstoffMinnesota Bergbau- und Fertigungsunternehmen (3M)1469SB
Xylazin 20Sigma-AldrichX1251
Zoletil 50Virbac-Labore

Referenzen

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