Methodenartikel

Etablierung eines Ratten-Periimplantitis-Modells mittels Maxillar-Titanimplantat-Einsetzung und Porphyromonas-Gingivalis-Ligatur-Induktion

DOI:

10.3791/69682

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6. März 2026

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1Department of Prosthodontics, The Affiliated Stomatological Hospital, Southwest Medical University, 2School of Stomatology, Southwest Medical University, 3Institute of Stomatology, Southwest Medical University, 4Orofacial Reconstruction and Regeneration Laboratory, Southwest Medical University, 5The First People's Hospital of Yibin, 6The Second People's Hospital of Deyang, 7Department of Periodontics & Oral Mucosal Diseases, The Affiliated Stomatology Hospital, Southwest Medical University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Studie etablierte ein Rattenmodell der Peri-Implantitis mit maxillären Titanimplantaten, bei dem die Zahnextraktion, die chirurgische Einpflanzung von Titan-Fixturen und die anschließende Induktion von entzündlichem Knochenverlust durch die mit Porphyromonas gingivalis getränkte Ligatur um den Implantathals nach der Heilung durchgeführt wurde.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Peri-Implantitis (PI) ist eine der Hauptursachen für Zahnimplantatversagen, gekennzeichnet durch entzündliche Weichteilläsionen und fortschreitenden Knochenverlust, was zuverlässige Tiermodelle für mechanistische und therapeutische Forschung erforderlich macht. Diese Studie etablierte ein neuartiges Rattenmodell, das mechanische Reizungen synergetisch mit bakterieller Infektion kombiniert, um die Pathogenese des menschlichen PI besser nachzuahmen. Nach der Entfernung der ersten Backenzähne im Oberkiefer bei 12 männlichen Sprague-Dawley-Ratten (4 Wochen alt) und einer 8-wöchigen Heilungsphase wurden Titanimplantate eingesetzt. Nach 4 Wochen Osseointegration erhielt die PI-Gruppe (n = 6) Ligaturen, die mit Porphyromonas gingivalis (P. gingivalis) um die Implantathalse getränkt waren, während die Negativkontrollgruppe (NC) (n = 6) keine Ligaturbehandlung erhielt. Zwei Wochen nach der Einleitung zeigten Analysen mittels Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) und Histologie einen signifikanten alveolären Knochenverlust und eine schwere Weichteilentzündung, einschließlich deutlicher Infiltration von entzündlichen Cellen und Gewebezerstörung, im Vergleich zur NC-Gruppe. Dieses validierte Modell recapitulierte effektiv zentrale Merkmale klinischer PI. Zu den Einschränkungen gehören eine vereinfachte Monopathogen-Herausforderung und ein beschleunigter Krankheitsverlauf im Vergleich zum menschlichen PI. Dennoch bietet es ein robustes und klinisch relevantes Werkzeug für Untersuchungs- und therapeutische Studien.

Einleitung

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Mit den Fortschritten in der Prothesenzahnmedizin wachsen Zahnimplantate klinisch stetigaus. Allerdings beeinträchtigt die Peri-Implantitis (PI) als häufigste Komplikation das langfristige Überleben von Zahnimplantaten erheblich und führt zu anhaltenden schädlichen Auswirkungen auf die Mundgesundheitder Patienten 2. PI ist eine pathologisch entzündliche Erkrankung des peri-implantalen Gewebes, die hauptsächlich durch eine Dysbiose des Plaque-Biofilm-Mikrobiom verursacht wird und durch eine fortschreitende Entzündung des peri-implantierten Weichgewebes sowie den anschließenden Verlust des unterstützenden Knochens 3,4 gekennzeichnet ist. Mit Patienten- und Implantatprävalenzraten von 19,53 % bzw. 12,53 % 5 und unter Berücksichtigung der komplexen und kostspieligen Art der Behandlung stellt PI eine erhebliche klinische und öffentliche Gesundheitsbelastungdar 6.

Die Aufklärung der komplexen Pathogenese von PI und die Entwicklung wirksamer Therapien basieren grundlegend auf robusten Tiermodellen, die die menschliche Krankheit getreu replizieren 7,8. Während Großtiermodelle wie Hunde und Minischweine anatomische Ähnlichkeiten aufweisen, ist ihr Einsatz in der tiefgehenden mechanistischen Forschung durch hohe Kosten, ethische und häusliche Bedenken sowie das Fehlen artspezifischer molekularerWerkzeuge begrenzt. Nagermodelle hingegen bieten Vorteile wie Kosteneffizienz, einfachere Handhabung und reichlich genetische Manipulierbarkeit, was eine detaillierte Untersuchung molekularerWege erleichtert. Das Mausmodell ist jedoch oft durch seine geringe Größe und die technischen Herausforderungen chirurgischer Eingriffebegrenzt. Diese Einschränkungen werden durch Verfahrensprobleme in etablierten Methoden verschärft, wie etwa die fokale Natur und den vorzeitigen Ligaturverlust, der bei Maunenparodontitis-Modellen12 häufig vorkommt. Die Ratte erscheint als pragmatischer Kompromiss, bietet ein größeres Operationsfeld, etablierte Nützlichkeit in der Knochenheilungsforschung und die Verfügbarkeit transgener Stämme zur Untersuchung spezifischer genetischer Faktoren13, was sie zu einem äußerst geeigneten Kandidaten für PI-Modellierung macht. Trotz ihres Potenzials ist die Einführung von Ratten-PI-Modellen durch technische Feinheiten chirurgischer Eingriffe begrenzt, darunter zuverlässige Zahnextraktion und konsequente Implantation.

Bestehende Induktionstechniken des Rattenmodells umfassen die Setzung von Silk Ligature14,15, die lokale Pathogen-Inokulation16 und die Lipopolysaccharid-Injektion17. Frühere Infektionsmodelle, die auf orale bakterielle Lavage basierten, führen oft zu instabiler Biofilmbildung und inkonsistenten Entzündungsreaktionen18. Die Seidenligaturmethode ist üblich, um eine schnelle Plaqueansammlung zu fördern. Allein die Ligation bietet jedoch eine nicht-physiologische mechanische Beleidigung und versäumt eine kontrollierte pathogene Herausforderung, wodurch die Ätiologie der Infektionskrankheiten von PI19 unzureichend abgebildet wird. Eine Monoinfektion mit Krankheitserregern wie P. gingivalis hingegen hat oft Schwierigkeiten, einen stabilen Biofilm zu etablieren, und verursacht möglicherweise nicht konstant eine robuste Entzündung20. Wir vermuten, dass das Ligationsverfahren doppelte Verletzungen verursacht: Die Seidennaht wirkt als mechanischer Reizstoff und als Gerüst für die Bildung komplexer Biofilme, während der abgegebene Schlüsselstein-Erreger P. gingivalis eine dysbiotische Entzündungsreaktion auslöst und aufrechterhält. Um diesen integrierten dualpathogenen Ansatz und seinen zeitlichen Verlauf visuell zusammenzufassen, wird ein schematischer Überblick über das experimentelle Verfahren und den Zeitplan für die Etablierung dieses kombinierten P. gingivalis-ligation-Rattenmodells bereitgestellt (Abbildung 1). Dieser Artikel beschreibt die Etablierung und Validierung dieses kombinierten P. gingivalis-Ligationsmodells, das darauf ausgelegt ist, die kritische Knochen- und Weichteilpathologie des menschlichen PI zuverlässig zu reproduzieren und so die klinische Relevanz und Nützlichkeit des Modells für die präklinische Forschung zu erhöhen.

Abbildung 1
Abbildung 1: Schematische Darstellung des experimentellen Verfahrenszeitplans zur Etablierung eines Ratten-Peri-Implantitis-Modells, das durch die bakterienbelastete Nahtligierungsmethode induziert wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

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Protokoll

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Die Stichprobengröße wurde anhand der gängigen Praktiken in zuvor veröffentlichten Nagetier-Peri-Implantitis-(PI)-Modellen und den Einschränkungen der verfügbaren Ressourcenbestimmt 22. Zwölf 4 Wochen alte männliche Sprague-Dawley-Ratten (bereitgestellt vom Experimental Animal Center der Southwest Medical University, Lizenznummer: SCXK (Chuan) 2024-0046) wurden für Zahnextraktion, Implantation und PI-Induktion eingesetzt. Alle Ratten wurden in einer standardisierten, spezifischen, pathogenfreien (SPF) Barriereanlage gehalten, wobei Tiere aus verschiedenen Versuchsgruppen getrennt untergebracht wurden. Die Käfigstandorte im Regal wurden wöchentlich zufällig bestimmt. Ratten wurden entweder der negativen Kontrollgruppe (NC) oder der PI-Gruppe (n = 6 pro Gruppe) mit einem Zufallszahlengenerator zugeordnet. Die Reihenfolge der chirurgischen Eingriffe bei allen Ratten ist randomisiert. Alle Verfahren werden vom Animal Research Ethics Committee der Southwest Medical University genehmigt (Genehmigungsnummer 20241111-012) und entsprechen den Richtlinien zum Tierschutz. Diese Studie wird gemäß den 3R-Prinzipien (Ersatz, Reduktion, Verfeinerung) für ethische Tierforschung durchgeführt. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung vor der Extraktion

  1. Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente (#5 Dental Explorer, Nadelhalter, Augenzangen, medizinische Wattestäbchen, Gewebepinzetten usw.) durch Autoklavierung. Führen Sie alle nachfolgenden Verfahren in einem Klasse-II-Biosicherheitsschrank durch, um aseptische Bedingungen aufrechtzuerhalten.
  2. Intraperitonealinjektion von Tribromoethanol (250 mg/kg) zur Betäubung derRatten 23 (nach institutionell genehmigten Protokollen). Bestätigen Sie die Anästhesietiefe durch das Ausbleiben eines Entzugsreflexes als Reaktion auf ein Verknüpfen der Hinterpfote.
  3. Tragen Sie ein Augenschmiermittel auf, um eine Hornhauttrocknung während der Eingriffe zu verhindern.
  4. Desinfizieren Sie alle Arbeitsflächen gründlich mit einer 75%igen Ethanollösung.
  5. Positionieren Sie die Ratte in Rückenlage auf einer stabilen chirurgischen Plattform. Ziehen Sie die Kiefer- und Unterkieferschneidezähne mit Gummibändern zurück, um eine maximale Öffnung des Mundes zu erreichen und aufrechtzuerhalten. Beleuchten Sie die Mundhöhle mit einem chirurgischen Scheinwerfer.
  6. Greifen Sie die Zunge vorsichtig mit einer Gewebezange und ziehen Sie sie zur Seite zurück. Stellen Sie sicher, dass die Zunge sicher gehalten wird, um eine freie und ungehinderte Sicht auf die Maxillarmolaren zu gewährleisten.

2. Zahnextraktion

  1. Desinfizieren Sie die Operationsstelle mit Povidonjod. Positionieren Sie einen #5 Dental Explorer an der distalen Oberfläche des ersten Oberkiefermolar (interproximaler Raum zwischen dem ersten und zweiten Molaren) und wenden Sie mesiodistale Kraft an, um eine anfängliche Luxation zu erreichen (Abbildung 2A).
  2. Positionieren Sie den Explorer auf die mesiale Oberfläche des ersten Molar und wenden Sie erneut mesiodistale Kraft an, um den Zahn weiter zu mobilisieren (Abbildung 2B).
  3. Setzen Sie die Spitze des Explorers in den Gaumen-Zahnfleischsulcus. Wenden Sie eine Kombination aus sanfter bucko-palataler Rotationsbewegung und anhaltendem Okklusaldruck entlang der Längsachse des Zahns an. Fahren Sie fort, bis der Zahn vollständig aus der Fassung ausgerenkt ist (Abbildung 2C, D).
  4. Untersuchen Sie den gezogenen Zahn sorgfältig unter direkter Sicht, um sicherzustellen, dass alle Wurzeln intakt sind und keine Brüche vorhanden sind. Spülen Sie die leere Höhle vorsichtig mit einem Strom normaler Kochsalzlösung aus einer sterilen Spritze, um eventuelle verbliebenen Blutgerinnsel oder Ablagerungen zu entfernen (Abbildung 2E, F).
  5. Erreichen Sie eine Hämostase, indem Sie 1 Minute lang sterilen Wattestäbchendruck ausüben. Bring die Zunge wieder in die anatomische Position. Halten Sie das Tier bis zur vollständigen Erholung von der Narkose auf dem Heizkissen.
  6. Geben Sie eine Woche lang eine weiche Ernährung und mit Antibiotika ergänztes Trinkwasser (Amoxicillin 250 mg/kg).
    HINWEIS: Wenden Sie während der Luxation kontrollierte, progressive Kraft aus und vermeiden Sie abrupte Bewegungen, um Wurzelfrakturen oder Alveolarknochenschäden zu vermeiden.

Abbildung 2
Abbildung 2: Zahnextraktion. Eine Zahnsonde wurde in die distalen und proximalen Bereiche des ersten Molar des Rattenmaxillärs eingesetzt, um die parodontalen Bänder (A,B) zu lösen. Anwendung von Rotations- und Okklusalkräften durch den Gaumen zur Luxation des Zahns (C,D). Die Höhle wurde gründlich auf Restwurzelfragmente (E) untersucht. Ein intakter Rattenmaxillarer erster Molar ist zu sehen (F). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

3. Implantat-Einsetz-Operation

  1. Acht Wochen nach der Extraktion wird mit einer sterilen 12c-Klinge ein 5 mm mesiodistaler Schnitt über dem Edentulus-Grat erzeugt, der bis zur Knochenoberfläche eindringt (Abbildung 3A).
  2. Verwenden Sie #5 Explorer für eine stumpfe Dissektion, um vollmächtige mukoperiaostale Lappen anzuheben und die Operationsstelle freizulegen (Abbildung 3B).
  3. Schließen Sie einen Wolframkarbidbohrer (1,5 mm Durchmesser) an einen manuellen Schraubendreheradapter an und führen Sie eine Osteotomie durch manuelle Rotation im Uhrzeigersinn mit intermittierender Kochsalzspülung zur Wärmekontrolle durch, wobei eine 4 mm tiefe Implantationsstelle im verheilten Extraktionssockel vorbereitet wird, während kontinuierliches taktile Rückkopplung aufrechterhalten wird, um eine kortikale Perforation zu verhindern (Abbildung 3C).
  4. Fügen Sie ein maßgefertigtes Titanimplantat (1,8 mm Durchmesser, 3,2 mm Länge, bearbeitete Oberfläche) im Uhrzeigersinn ein. Verifizieren Sie die Stabilität durch das Fehlen von Mobilität bei der Explorer-Anwendung (Abbildung 3D-F).
  5. Planen Sie eine einwöchige Heilungsphase mit fortgesetzter weicher Ernährung und Antibiotika ein, wie zuvor beschrieben.
    HINWEIS: Wenden Sie eine sanfte chirurgische Technik an und vermeiden Sie übermäßige axiale Kraft, um eine iatrogene Perforation des Kieferhöhlenbodens zu verhindern.

Abbildung 3
Abbildung 3: Implantationsverfahren. Ein mesiodistaler Schnitt wurde mit einer Nr. 12 gebogenen Klinge (A) gemacht. Der schleimhautige Lappen wurde mit einer Zahnsonde (B) reflektiert. Eine Osteotomie wurde mit einem 1,5-mm-Wolframkarbid-Bohrer durchgeführt, der an einem Handbohrer (C) befestigt war. Das Implantat wurde über einen individuell angepassten Implantatträger (D) in den Kieferknochen eingesetzt. Nach der Einnistung wurde eine Sonde verwendet, um die Beweglichkeit zu überprüfen (E, F). Maßgefertigtes Titanimplantat (glatte Oberfläche, Durchmesser 1,8 mm, Länge 3,2 mm), entsprechender Implantatträger (G, H) und Mini-Handbohrer (I). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

4. P. gingivalis – ligierte Nahtvorbereitung

  1. Kultivierung von P. gingivalis anaerob bei 37 °C in 5 mL Herzinfusion (BHI) Brühe bis zum Erreichen von 109 CFU/mL (OD600 = 1,0).
  2. Federung mit 1:20 Verdünnung auf 10 mL frisches BHI-Medium übertragen.
  3. Sterile 3-0 Seidennähte vollständig in inokuliertes Medium eintauchen. Anaerob bei 37 °C für 48–72 Stunden inkubieren, um einen reifen Biofilm zu etablieren.

5. PI-Induktion

  1. Vier Wochen nach der Einnistung wird eine mit P. gingivalis getränkte Naht mit einem sterilen Nadelhalter um den Hals des Implantats gelegt. Sichern Sie mit einem dreifachen Knoten neben dem Zahnfleischgewebe (Abbildung 4A-D).
  2. Halten Sie die Ligatur 2 Wochen lang aufrecht, während Sie den Entzündungsverlauf überwachen.
  3. Führen Sie tägliche Ligaturinspektionen durch. Ersetzen Sie es, falls es gelockert oder verloren gegangen ist, mit einer aseptischen Technik.
    HINWEIS: Beim Knoten trennen Sie das weiche Gewebe vorsichtig, um Risse zu vermeiden, und stellen Sie sicher, dass der Nahtknoten subgingival positioniert ist.

Abbildung 4
Abbildung 4: Nahtinduziertes PI-Verfahren: Der vorbereitete, bakteriengetränkte Nahtfaden (3-0) wurde an der subgingiviven Position am distalen Ende des Implantats (A) platziert. Der erste Knoten wurde gebunden und mit einem Nadelhalter befestigt, um eine Verrenkung des Knotens zu verhindern (B). Anschließend wird ein Dreifachknoten gebunden, um ein Nahtrutschen zu verhindern (C,D). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

6. Euthanasie und Probenentnahme

  1. Nach einer zweiwöchigen Einleitungsphase werden die Tiere mittels zervikaler Verrenkung unter tiefer Isofluran-Anästhesie (nach institutionell genehmigten Protokollen) eingeschläfert. Seziere die intakten Oberkiefer mit den Implantaten mit scharfen Instrumenten.
  2. Tauchen Sie die Proben sofort in 4 % Paraformaldehyd für eine 24-Stunden-Fixierung ein. Entferne restliche Weichteile mit PBS-Bewässerung und lagere sie in 70 % Ethanol.
    HINWEIS: Das Experiment kann in dieser Phase mit Langzeitlagerung in 70 % Ethanol bei 4 °C pausiert werden.

7. Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) Analyse

  1. Untersuchen Sie Proben mittels Mikro-Computertomographie gemäß der etablierten Methodik24.
  2. Schalten Sie Scanner und Computer ein. Starten Sie die Akquisitionssoftware. Klicken Sie auf das Strahlenschutzsymbol und lassen Sie ein 15-minütiges Aufwärmen zu.
  3. Öffne die Scankammer. Montieren Sie die Probe in einem 15-mL konischen Rohr, das mit niedrigdichtem Schaum stabilisiert ist, sichern Sie das Rohr auf der Drehstufe und positionieren Sie es in der Scankammer.
  4. Starte die Röntgenquelle (90 kV, 80 μA). Klicken Sie auf das Vorschau-Symbol , um die optimale Positionierung zu bestätigen. Stellen Sie die Parameter ein: 12 μm Auflösung, 20 Hz Belichtung, 4000 Gesamtbilder.
  5. Rekonstruiere Bilder mit der Software Recon 1.7.4.0.
  6. Analysieren Sie die folgenden Knochenparameter in der Avatar 1.7.4.0-Software, indem Sie einen ROI im oberen ersten Molarenbereich bestimmen: Knochenvolumenfraktion (BV/TV), Verhältnis von Knochenoberfläche zu Knochenvolumen (BS/BV), Trabekuläre Dicke (Tb.Th) und Trabekularzahl (Tb.N).

8. Histologische Verarbeitung

  1. Entkalke fixierte Proben in 10 % EDTA (pH 7,4) mit Lösungswechsel alle 72 Stunden über 4 Wochen. Verifizieren Sie den Abschluss durch einen Nadelpenetrationstest.
  2. Proben durch eine Ethanolserie dehydrieren: 75 % Ethanol für 4 Stunden, 85 % Ethanol für 2 Stunden, 90 % Ethanol für 2 Stunden, 95 % Ethanol für 1 Stunde und zwei Wechsel von 100 % Ethanol jeweils 30 Minuten.
  3. Klare Proben in Xylol mit zwei Wechsel für jeweils 10 Minuten. Infiltriere mit Paraffin und benutze drei Wechsel für jeweils 1 Stunde.
  4. Gewebe in geschmolzenes Paraffin einbetten und bei einem Gefrierstadium von -20 °C abkühlen. Schneiden Sie die Blöcke ab und lagern Sie sie 10 Stunden bei 4 °C vor dem Sektionieren.
  5. Paraffinblöcke mit einer Schnittstärke von 5 μm. Schwimmbereiche auf einem 45 °C Wasserbad und Montage auf Glasrutschen. Trockene Rutsche bei 37 °C für 1 Stunde.
  6. Deparaffinisiere Schnitte jeweils durch zwei Xylol-Wechsel für jeweils 5 Minuten. Rehydratieren durch eine graduierte Ethanolserie: 100 % Ethanol für 5 Minuten, 90 % Ethanol für 5 Minuten, 80% Ethanol für 5 Minuten und 70% Ethanol für 5 Minuten.
  7. Spülen Sie die Abschnitte 1 Minute in destilliertem Wasser. Mit Hämatoxylin 8 Minuten färben und dann mit laufendem Leitungswasser abspülen.
  8. Differenziere in 1 % Säurealkohol für 3 Sekunden. Spülen Sie mit laufendem Leitungswasser zum Bläuen ab. Gegenfärbe mit Eosin für 5 Minuten.
  9. Dehydrieren Sie Abschnitte durch Graded Ethanol-Serien: 70 % Ethanol für 10 s, 80 % Ethanol für 10 s, 90 % Ethanol für 10 s und 100% Ethanol für 10 s. Kläre in jeweils 5 Minuten zwei Wechsel von Xylen.
  10. Befestige Deckblätter mit neutralem Balsam und untersuche sie sie unter einem Lichtmikroskop.
    HINWEIS: Xylol ist gefährlich. Verwenden Sie sie in einer Abzugshaube mit geeigneter PSA.

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Ergebnisse

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Alle zwölf 4 Wochen alten Sprague-Dawley-Ratten, die an der Studie teilgenommen hatten, absolvierten alle chirurgischen Eingriffe erfolgreich und zeigten vor der Ligation eine stabile Osseointegration, womit das vordefinierte Einschlusskriterium der Genesung ohne Komplikationen erfüllt wurde. Keine Tiere sind von der Analyse ausgeschlossen. Ratten werden mit einem Zufallszahlengenerator zufällig der NC- oder PI-Gruppe (n = 6 pro Gruppe) zugeordnet. Forscher, die Mikro-CT-Quantifizierung und histopathologische Bewertungen...

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Diskussion

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Die vorliegende Studie zeigt die Machbarkeit, PI in einem Rattenmodell mit mit P. gingivalis getränkten Nähten zu induzieren, und bietet eine detaillierte Dokumentation der zugehörigen chirurgischen Eingriffe. Nagetiermodelle, insbesondere bei Ratten, sind in der zahnärztlichen Forschung zur Untersuchung von Parodontitis und PI gut etabliert, was auf ihre Zugänglichkeit, geringen Wartungskosten und hohe Fortpflanzungseffizienz zurückzuführen ist, wie die vorhandene Literatur

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Offenlegungen

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Die Autoren bestätigen, dass es keine potenziellen Interessenkonflikte gibt, die die in diesem Artikel berichtete Arbeit beeinflusst haben könnten.

Danksagungen

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Diese Arbeit wird durch Fördermittel der Sichuan Medical Association (Stipendiennr. S2024052) unterstützt; das Luzhou Science and Technology Bureau (Zuschussnummer 2024JYJ070) und das angeschlossene Stomatologiekrankenhaus der Southwest Medical University (Zuschussnummer 2025DS03). Die Autoren danken auch dankbar für die technische Unterstützung des Animal Experiment Center der Southwest Medical University. Das wissenschaftliche Diagramm wird mit BioRender erstellt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
#5 ZahnforscherZhengzhou Kangdetai Medical Co., Ltd., Zhengzhou, CN6970327120856Zahnluxation und -extraktion
1% SäurealkoholSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghai, CN10000018 (Ethanol) & 10000118 (Hcl)Hämatoxylin-Differenzierung
10 % EDTA (pH 7,4)Servicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNG1105Knochenentkalkung
100% Ethanol-LösungMacklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghai, ChinaE708068Vollständige Enttrocknung und Lösungsmittelvorbereitung
12c-Klinge und chirurgisches SkalpellTianda Medical Co., Ltd., Huaian, CN6951933811154Entstehung des schleimhäutigen Lappens
3-0 SeidenligaturenJinhuan Medical, Shanghai, CNNC9201232Ligatur
4 % ParaformaldehydBiosharp, Hefei, CNBL539AGewebefixierung
70 % EthanolLaborvorbereitung-Sample-Speicherung
75%ige EthanollösungMacklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghai, ChinaE885996Oberflächendesinfektion und anfängliche Dehydrierung
Amoxicillin 50 μ g/mLNorth China Pharmaceutical Co., Ltd, Shijiazhuang, CNH13020635Antibiotika-Supplementierung im Trinkwasser
Avatar-SoftwareAvatar Integrated Systems Inc, München, DE-Analyse von Knochenparametern
BHI-MediumCrown Lab Supplies Inc, British Columbia, CA110052P. gingivalis-Kultur
CT-VoxelBruker Corporation, Billerica, MA, USA-Mikro-CT-Bildvisualisierung
EosinPeking Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Peking, CN
G1100		Zytoplasmatische Färbung
Ethanolserie (80 %, 90 %, 95 %)LaborvorbereitungAllmähliche Dehydrierung/Rehydrierung von Geweben
GraphPad-PrismaGraphPad Software, Inc., San Diego, CA, USAVersion 9.0.0Statistische Analyse und Graphengenerierung
StirnlampeShenzhen Supfire Lighting Co., Ltd, Shenzhen, CNHL23-XIntraorale Beleuchtung
HämatoxylinPeking Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Peking, CNH8070Nuklearfärbung
ImplantatträgerSichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Sichuan, CNEinzigartiges ProduktManuelle Implantation
IsofluraneRWD Life Science Co., Ltd, Shenzhen, CNR510-22-10 Inhalationsanästhesie-Wartung
Manueller Schraubendreher-AdapterDiqin Decorative Materials Co., Ltd, Hangzhou, CNDQ-80013Osteotomie
Medizinische WattestäbchenKekang Pharmaceutical Co., Ltd, Suzhou, CNHN-02Hämostase
Mikro-CT-ScannerServicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNVNC-102μ CT-Scans
NadelhalterShanghai Medical Instruments Co., Ltd, Shanghai, CNJ32110Nahtligation
Neutraler BalsamPeking Solarbio Science & Technology Co., Ltd.
Beijing, CN		G8590Histologische Schnittmontage
AugenzwangenSolingmed Technology Co., Ltd, Shenzhen, CNSS-5002Ligaturplatzierung
ParaffinAmin Noori General Trading LLC, Dubai, AE8012-95-1Gewebeeinbettung
PBSProcell Life Science & Technology Co., Ltd, Wuhan, CNPB180327Gewebebewässerung
Porphyromonas gingivalisÄquivalent-Entzündungseinleitung
PovidoneiodChengdu Yong'an Pharmaceutical Co., Ltd, Chengdu, CNH51023539Desinfektion
AufklärungssoftwareRecon Technology Ltd, Kaimaninseln, GBVersion 1.7.4.0Mikro-CT-Bildrekonstruktion
GummibandZhejiang Yueyi Rubber Products Co., Ltd, Taizhou, CNVYR43*1.4Kiefertraktion und Fixierung
SD RatsVersuchstierzentrum der Southwest Medical University, Luzhou, CNSCXK(Chuan)2024-0046Chirurgische Eingriffe
Scharfe chirurgische SchereHunan Cofoe Medical Technology Co., Ltd., Changsha, CN1.0806E+13Gewindeschnitt
GewebezangeFine Science Tools, Foster City, CA, USA11000-12Zungentraktion und Fixierung
Titanimplantate (Ø 1.8&Times; 3,2 mm)Sichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Sichuan, CNEinzigartiges ProduktTitanimplantat
Tribromoethanol (Avertin)Henan Saihou Biotechnology Ltd., Zhengzhou, CN-Intraperitoneale Anästhesie
XylenSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghai, CN10023418Gewebebeseitigung und Entwachsen

Referenzen

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