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Das Tierversuchsprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee der Chongqing Medical University (IACUC-CQMU-2025-10073) genehmigt.
Herstellung von Sesquiterpen-Lacton-angereicherten Fraktion (SLEL)
Getrocknete medizinische Materialien von Eupatorium lindleyanum DC. wurden pulverisiert und zweimal mit 70 % (v/v) Ethanol unter reduziertem Druck einer Refluxextraktion unterzogen. Jede Extraktion erfolgte mit einem Lösungsmittel-Material-Verhältnis von 10:1 (v/w) für 2 Stunden. Die kombinierten Extrakte wurden gefiltert, unter reduziertem Druck bei ≤60 °C konzentriert und anschließend vakuumgefriertrocknet, um das rohe Ethanolextraktpulver zu erhalten.
Der getrocknete Extrakt wurde vollständig in destilliertem Wasser gelöst (Endkonzentration: 100 mg/mL) und nacheinander der Polyamidharzchromatographie unterzogen, gefolgt von einer D101-makroporösen Adsorptionsharzchromatographie zur Anreicherung von Sesquiterpen-Lactonen. Nachdem das Adsorptionsgleichgewicht erreicht war, wurde das D101-Harz mit destilliertem Wasser gewaschen, um polare Verunreinigungen zu entfernen, und anschließend mit wasserfreiem Ethanol eluiert. Nach der Ethanolelution wurde die gesammelte Fraktion unter reduziertem Druck konzentriert und gefriertrocknet, um die SLEL-Fraktion zu erzeugen, die bis zur Nutzung bei −20 °C gelagert wurde.
Die Trennung erfolgte auf einer UPLC-Plattform mit einem binären mobilen Phasensystem aus Acetonitril und 0,1 % (v/v) Ameisensäure im Wasser. Das Gradientenprogramm umfasste eine anfängliche 25-minütige isokratische Haltung bei niedrigem organischen Gehalt, einen kurzen linearen Steiggang auf 70 % Acetonitril, eine hochorganische Stufenphase bei 90 % Acetonitril und einen abschließenden Gleichgewichtsschritt zur Rückkehr zu den Ausgangsbedingungen. Das System wurde mit 0,25 mL·min⁻1 betrieben, mit einer Säulentemperatur von 35 °C und einem Einspritzvolumen von 0,1 μL (Zusatzabbildung S1).
Tiere
In dieser Studie wurden insgesamt 36 männliche Sprague–Dawley-Ratten (200 ± 20 g) und 36 männliche BALB/c-Mäuse (20 ± 2 g) eingesetzt. Die Tiere wurden unter standardisierten Bedingungen gehalten (22 ± 2 °C, 55 ± 5 % Luftfeuchtigkeit, 12 Stunden Hell/Dunkel-Zyklus) mit freiem Zugang zu Futter und Wasser. Die Tiere wurden vor den Experimenten sieben Tage lang akklimatisiert und täglich auf allgemeine Gesundheit überwacht. Alle Verfahren wurden durchgeführt, um das Leiden der Tiere zu minimieren, und vor der Blutentnahme und Gewebeentnahme wurde eine Anästhesie angewendet.
Xyleng-induziertes Ohrödem bei Mäusen
Das Modell des Mausorödems wurde wie zuvor beschriebenfestgelegt 9. Nach der Akklimatisierung wurden die Mäuse zufällig in sechs Gruppen (n = 6 pro Gruppe) eingeteilt: Kontrollgruppe (CG), Modell (MG), Dexamethason (DEX, 10 mg/kg) sowie SLEL niedrige Dosis (75 mg/kg), mittlere Dosis (150 mg/kg) und hohe Dosierung (300 mg/kg). Alle Behandlungen wurden einmal täglich für 7 aufeinanderfolgende Tage oral mit Gavage verabreicht (Enddosisvolumen: 10 mL/kg). 1,5 Stunden nach der letzten Verabreichung wurde die Entzündung ausgelöst, indem 30 μL Xylen gleichmäßig auf beide Oberflächen des rechten Ohrs aufgetragen wurden, außer in der Kontrollgruppe. Dreißig Minuten später wurden die Mäuse betäubt, Blutproben entnommen und 8-mm-Rundohr-Punches aus identischen anatomischen Positionen beider Ohren entnommen.
Carragenan-induzierte Pfotenödem bei Ratten
Das Modell des Rattenpfotenödems wurde mit Carrageen entwickelt, wie zuvorbeschrieben 10. Die Ratten wurden zufällig sechs Gruppen zugeteilt (n = 6 pro Gruppe): CG, MG, DEX (5 mg/kg) sowie SLEL niedrige Dosis (50 mg/kg), mittlere Dosis (100 mg/kg) und hohe Dosierung (200 mg/kg). Die Behandlungen wurden einmal täglich für 7 Tage (10 ml/kg) oral verabreicht. Das Ausgangsvolumen der Pfoten wurde vor der endgültigen Dosierung gemessen. Dreißig Minuten nach der letzten Verabreichung wurden 0,1 ml 1% (w/v) Carragenan-Lösung subkutan in die Plantaroberfläche der rechten Hinterpfote injiziert. Das Pfotenvolumen wurde 1, 2, 3 und 4 Stunden nach der Injektion mit einem Plethysmometer gemessen. Das Pfotenödem wurde berechnet wie folgt:
Pfotenödem (%) = (Vt − V0) / V0 × 100%
Histologische Untersuchung
Ohren- und Pfotengewebe wurden unmittelbar nach funktionellen Untersuchungen entnommen. Die Gewebe wurden in 10 % neutralem Formalin für 72 Stunden bei Raumtemperatur fixiert, in Paraffin eingebettet, in Schnitt (5 μm) eingebettet und gemäß den Standardprotokollen11 mit H&E gefärbt.
Enzymgekoppelter Immunsorbent-Test (ELISA)
Serumproben wurden durch Zentrifugation bei 3.000 × g für 10 Minuten bei 4 °C gewonnen. Die Konzentrationen von TNF-α, IL-6 und IL-1β wurden mit kommerziell erhältlichen ELISA-Kits gemäß Standardprotokollen quantifiziert.
Western-Blot-Analyse
Totalproteinextrakte wurden aus Ohr- und Pfotengeweben mit RIPA-Lysepuffer hergestellt, ergänzt mit Protease- und Phosphataseinhibitoren. Die Proteinkonzentrationen wurden mittels eines BCA-Tests quantifiziert, und gleiche Mengen Protein (30 μg pro Probe) wurden mit SDS-PAGE aufgelöst und auf PVDF-Membranen übertragen. Die Membranen wurden bei Raumtemperatur 1 Stunde lang mit 5 % fettarmer Milch blockiert, gefolgt von einer Inkubation mit primären Antikörpern bei 4 °C über Nacht und HRP-konjugierten sekundären Antikörpern für 1 Stunde bei Raumtemperatur. Immunreaktive Bänder wurden mittels verstärkter chemilumineszenz nachgewiesen und mit der ImageJ-Software quantifiziert.
Quantitative Echtzeit-PCR (qRT-PCR)
Die gesamte RNA wurde aus Ohr- und Pfotengeweben mit dem RNA-Extraktionsreagenz, das in der Materialtabelle aufgeführt ist, isoliert. Ein Mikrogramm Gesamt-RNA wurde gemäß den Anweisungen des Herstellers rückwärts in cDNA mit einem kommerziellen Reverse-Transkriptions-Set transkribiert. Quantitative PCR wurde mit SYBR Green-Chemie und genspezifischen Primern (Tabelle 1) in einem Reaktionsvolumen von 10 μL unter einem zweistufigen Amplifikationsprotokoll durchgeführt. Detaillierte Reverse-Transkriptionsbedingungen und PCR-Zyklusparameter sind im Abschnitt Protokoll angegeben. Die relativen Transkriptniveaus wurden mit der 2⁻ΔΔCT-Methode berechnet, wobei Gapdh als internes Referenzgen verwendet wurde.
Daten- und statistische Analyse
Die Daten werden als Mittelwert ± SD angegeben. Statistische Vergleiche zwischen zwei Gruppen wurden mit einem ungepaarten Studenten-t-Test durchgeführt, während der Einweg-ANOVA für Analysen mit mehr als zwei Gruppen angewandt wurde. Die statistische Signifikanz wurde als p < 0,05 definiert. Die Signifianz ist angegeben als # p < 0,05 und ## p < 0,01 gegenüber der Kontrollgruppe (CG) und * p < 0,05 und ** p < 0,01 gegenüber der Modellgruppe (MG).