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Methodenartikel

Ein translationales chirurgisches Porcines Modell für postoperative intraabdominale Adhäsionsbildung

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DOI:

10.3791/70377

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13. März 2026

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1Department of Surgery, Stanford University School of Medicine, 2Hagey Laboratory for Pediatric Regenerative Medicine, Division of Plastic and Reconstructive Surgery, Stanford University School of Medicine, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Material Science and Engineering, Stanford University, 5Sarafan ChEM-H, Stanford University, 6Department of Pediatrics (Endocrinology), Stanford University School of Medicine, 7Woods Institute for the Environment, Stanford University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein Schweinemodell der postoperativen intraabdominalen Adhäsionsbildung mit Yucatan-Mini-Schweinen, die eine offene Bauchoperation mit Darmresektion durchlaufen. Der Ansatz induziert zuverlässig intraabdominale Verwachsungen und bietet eine Plattform zur Bewertung der Adhäsionsentwicklung sowie zum Testen von Anti-Adhäsionsstrategien.

Zusammenfassung

Ein Schweinemodell der postoperativen intraabdominalen Adhäsionsbildung wurde mit Yucatan-Mini-Schweinen entwickelt. Das Protokoll kombiniert Mittellinien-Laparotomie, Dünndarmresektion mit zweischichtiger primärer Anastomose und einer einseitigen, parietalen Peritonealabschürfung im Format einer offenen Bauchchirurgie. Die Adhäsionsbildung wurde vier Wochen nach der Operation anhand etablierter Makro- und histologischer Bewertungskriterien bewertet, wobei die Bewertungen von blinden Beobachtern durchgeführt wurden. Verwachsungen entwickelten sich bei allen Tieren mit diesem Modell und waren multifokal, mit Darmschleifen zwischen Darm- und Bauchwand, mit dem Peritoneum über anderen Organen im Bauchraum (z. B. der Leber) und Operationsstellen mit variabler Schwere. Die histologische Analyse nach vier Wochen zeigte Verwachsungen, die überwiegend aus extrazellulären Matrixen, Fibroblasten und Blutgefäßen bestanden, was mit einem Phänotyp der Wundheilung in der Remodellierungsphase übereinstimmt. Dieses Modell ist relevant für die Untersuchung der Biologie der abdominalen Adhäsionsfibrose und/oder für die translationale Bewertung von Kandidaten für Antiadhäsionstherapien. Durch die Integration eines klinisch relevanten intestinalen chirurgischen Eingriffs mit einer definierten Peritonealverletzung und einer standardisierten Beurteilungsstrategie bietet dieses Protokoll einen reproduzierbaren Ansatz zur Induktion und Bewertung postoperativer intraabdominaler Adhäsionen in einem Großtiermodell.

Einleitung

Postoperative Verwachsungen sind eine Hauptursache für Morbidität nach Bauch- und Beckenoperationen und entwickeln sich bei bis zu 93 % der Patienten 1,2, wobei etwa 20 % innerhalb von fünf Jahren wegen adhäsionsbedingter Komplikationen eine Krankenhausaufnahme benötigen 3,4. Die Peritonealverletzung entsteht durch Bauchoperationen sowie durch intraabdominale Reizungen (Infektion oder chemische Exposition) oder chronische entzündliche Erkrankungen wie entzündliche Darmerkrankungen. Die daraus resultierenden Verwachsungen können zu einer Vielzahl klinischer Folgen führen, darunter wiederkehrende Darmverstopfungen, die manchmal zusätzliche Operationen erfordern, oder Unfruchtbarkeit und chronische Schmerzen 5,6,7. Die Adhäsionsbildung kann besonders schwerwiegend nach multiviszeralen Resektionen bei Malignität sein, wie zytoreduktive Operationen, chronische Entzündungen oder Darmperforation, bei denen eine umfangreiche Peritonealverletzung die fibrotische Reaktion verstärkt. Darüber hinaus kann eine adhäsive Erkrankung nachfolgende chirurgische Eingriffe erheblich erschweren, was es oft unmöglich macht, einen minimalinvasiven Ansatz durchzuführen oder unbeabsichtigte iatrogene Schäden am Darm oder anderen Organen verursacht.

Trotz ihrer klinischen Bedeutung ist die Entwicklung wirksamer Anti-Adhäsionsstrategien begrenzt – wahrscheinlich teilweise behindert durch Einschränkungen in präklinischen Modellen, die die Anatomie, Physiologie und Wundheilungsreaktionen beim Menschen wiederholen8. Nagermodelle werden aufgrund ihrer Verfügbarkeit, experimentellen Handhabbarkeit und zuverlässigen Adhäsionsgeneration 9,10,11 weit verbreitet verwendet. Allerdings können ihre kleine Peritonealhöhle, das dünne Mesenterium und ihr ausgeprägtes Entzündungsmilieu die translationale Relevanz 8,12 einschränken. Solche Modelle haben zur Entwicklung von Anti-Adhäsions-Ansätzen beigetragen, die eine robuste Wirksamkeit in Tierversuchen zeigten, aber beim Menschen einen begrenzten oder kontextabhängigen klinischen Nutzen zeigten 8,13,14,15,16,17. Darüber hinaus sind humanvergleichbare chirurgische Eingriffe wie Darmresektion und Anastomose bei Nagetieren schwer translational relevant zu modellieren, und artspezifische Unterschiede im Arzneimittelstoffwechsel schränken die klinische Extrapolation18 weiter ein.

Großtiermodelle, insbesondere Schweine, werden aufgrund ihrer anatomischen und physiologischen Ähnlichkeit mit Menschen und ihrer vergleichbaren chirurgischen Handhabung weit verbreitet zur Untersuchung von Bauchprozessen eingesetzt, was eine Plattform bietet, um sowohl die Adhäsionsbildung als auch therapeutische Interventionen zu untersuchen 19,20,21,22. Bestehende Modelle der Schweineadhäsion haben wichtige Erkenntnisse geliefert, doch viele konzentrieren sich auf die verfahrensspezifische Adhäsionsbildung und fehlen oft standardisierte Verfahren, die ihre Anwendbarkeit insbesondere auf schwere Verwachsungen nach einer offenen Darmoperation beschränken 23,24,25,26,27.

Um diese Einschränkungen zu beheben, entwickelten wir ein Schweinemodell postoperativer intraabdominaler Adhäsionen, das Mittellinien-Laparotomie, Dünndarmresektion und eine einseitige, parietale peritoneale Abschürfung integriert. Diese multifokale Peritonealstrategie repapituliert adhäsionsfördernde Verletzungen, die häufig bei Bauchoperationen auftreten, und erzeugt Verwachsungen unterschiedlicher Stärke und Stellen im Vier-Wochen-Zeitpunkt, mit garantierten Verwachsungen an der Seite des Bauches, wo gerichtete parietale Abschlüsse sowie stochastische Verwachsungen im gesamten Bauchraum durchgeführt werden. Durch die Einbeziehung eines klinisch relevanten intestinalen chirurgischen Eingriffs mit einer definierten und reproduzierbaren Peritonealverletzung überwindet dieses Modell wesentliche Einschränkungen früherer Schweinesysteme und bietet eine konsistente Grundlage zur Untersuchung der postoperativen Adhäsionsbildung und zur Bewertung von Antiadhäsionsinterventionen.

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Protokoll

Ethikerklärung

Alle Schweinestudien wurden nach Protokollen durchgeführt, die vom Stanford University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Protokoll #34052 genehmigt wurden, wie zuvorbeschrieben 28.

1. Viehzucht

  1. Kaufen Sie Yucatán-Mini-Schweine (empfohlen 9 bis 12 kg, 7 bis 9 Wochen alt) bei einem verifizierten Anbieter. Wir empfehlen n = 4 Schweine pro Kohorte. Tiere werden paarweise in licht- und temperaturkontrollierten Räumen untergebracht.
  2. Bieten Sie standardmäßiges Schweinefutter ad libitum an. Die Tiere sollten Zugang zu einer kontinuierlichen Wasserversorgung haben, um eine Dehydrierung zu vermeiden.
  3. Überwachen und dokumentieren Sie das Körpergewicht und die allgemeine Gesundheit in regelmäßigen Abständen gemäß institutionellen Standards.

2. Anästhesie und präoperative Vorbereitung

  1. Beruhigende Schweine in ihren heimischen Gehegen mit intramuskulärem Xylazin und Ketamin. Bringen Sie die Tiere vorsichtig in den OP-Bereich, sobald die Sedierung vom Tierarzt als ausreichend angesehen wird.
  2. Im OP-Saal sichern Sie die Atemwege des Tieres durch eine endotracheale Intubation. Halten Sie während des gesamten Eingriffs die Anästhesie mit Isofluran unter Aufsicht eines zugelassenen Tierarztes aufrecht.
  3. Verabreichen Sie intravenöse Flüssigkeiten, vasokonstriktive Medikamente und Inotrope bei Bedarf zur Behandlung einer intraoperativen Hypotonie und vermeiden Sie eine Darmuntervergiftung und das potenzielle Risiko eines Anastomotiklecks.
  4. Tragen Sie eine Augensalbe auf, um die Augen zu schmieren und Hornhautabschürfungen vorzubeugen. Verabreichen Sie Cefazolin oder ein gleichwertiges Antibiotikum eine Stunde vor dem Schnitt, um eine Wundinfektion zu verhindern.

3. Chirurgischer Eingriff

  1. Legen Sie das Tier im Rücken auf ein Heizkissen, um die Normothermie aufrechtzuerhalten. Misse die Sauerstoffsättigung (SpO2) mit einem Pulsoximeter, den Puls mit einem Herzfrequenzmessgerät und die Temperatur alle 10 Minuten.
  2. Entfernen Sie Haare aus dem Bauch mit elektrischen Haarschneidern und bereiten Sie die Haut dann mit einer Runde Alkoholabstrich vor, gefolgt von Mullbinden, die in Povidon-Jod getränkt sind. Entfernen Sie die überschüssige antiseptische Lösung mit einem sterilen Handtuch vom Bauch.
  3. Bedecken Sie den Bauch mit sterilen Handtüchern und chirurgischen Vorhängen, um die Sterilität während des gesamten Eingriffs zu gewährleisten. Infiltrieren Sie Lidocain-Lösung mit einer 25-Gauge-Nadel in die Bauchwand an der geplanten Schnittstelle.
  4. Führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, indem Sie einen vollständigen Schnitt durch die Haut, das subkutane Gewebe und die Bauchwandmuskulatur entlang der Linea alba machen, um mit einem 10-Klingen-Skalpell in die Bauchhöhle einzutreten. Setzen Sie Bauchwand-Retraktoren ein und zerreißen Sie den Darm.
  5. Identifizieren Sie einen Bereich des Darms ~10–15 cm proximal zur ileozekalen Klappe und entfernen Sie ein 2,5 cm (1 Zoll) breites Segment des Dünndarms mit einer Schere. Entfernung des zugehörigen Mesenteriums mit Elektrokauterie zur Hämostase der mesenterischen Blutgefäße. Schließen Sie die beiden offenen Darmenden mit unterbrochenen 3-0 Seidennähten, um einen wasserdichten Verschluss zu erzielen. Führen Sie eine zweischichtige, seitliche primäre Anastomose durch (funktionale End-to-End-Anastomose). Rekonstruiere die innere Schicht des Lumens mit einer synthetischen 3-0 absorbierbaren Naht in laufender Form und die äußere Schicht mit einer laufenden 3-0 nicht absorbierbaren Naht. Versuchen Sie, während des Eingriffs das Verlust des Darms zu minimieren.
  6. Schleifen Sie vorsichtig einen 3 x 5 cm großen Abschnitt des parietalen Peritoneums entlang der rechten Bauchwand mit steriler Mullbinde oder einem Elektrokauterie-Kratzpolster, bis die Peritonealfläche ausgefranst erscheint oder ein subseröses Ödem in der Bauchwand vorliegt (10–15 Stöße bei mittlerem Druck). Die linke Bauchseitenwand kann unabgeschliffen bleiben, um als technische Kontrolle zu dienen, wobei sich bei diesem Modell stochastische Verwachsungen im gesamten Bauchraum bilden, ähnlich wie bei menschlichen Krankheiten.
  7. Positionieren Sie den Darm in die Bauchhöhle und entfernen Sie die Bauchwandretraktoren. Spülen Sie den Bauch mit 1 Liter erwärmter steriler Kochsalzlösung, entfernen Sie die gesamte Flüssigkeit und bestätigen Sie vor dem Verschluss die Hämostase (keine aktive Blutung).
  8. Schließen Sie die Faszie mit einer laufenden 0-0 absorbierbaren Naht. Schließen Sie die Haut mit einer laufenden 2-0 oder 3-0 nicht absorbierbaren Naht und decken Sie den Schnitt mit einem sterilen Verband ab. Die durchschnittliche Dauer des Eingriffs betrug eine Stunde.
  9. Extubieren Sie die Tiere nach der Rückkehr der spontanen Atmung. Überwachen Sie die Vitalwerte (Puls, Sauerstoffsättigung, Temperatur, Blutdruck) kontinuierlich, bis Sie vollständig von der Narkose genesen sind.

4. Postoperative Pflege

  1. Verabreichen Sie Carprofen (25 - 50 mg postorisch) rund um die Uhr für die ersten 3 Tage nach der Operation und dann nach Bedarf (PRN). Halten Sie die Tiere in den ersten 3 postoperativen Tagen auf einer flüssigproteinreichen Diät (1,5 Flaschen zweimal täglich).
  2. Verabreichen Sie Amoxicillin (10 mg/kg) zweimal täglich oral für eine Woche, danach nach Anzeichen einer Wundinfektion (Rötung, Wärme, Schwellungen mit oder ohne Drainage).
  3. Überprüfen Sie zweimal täglich Tiere auf Appetit, Aktivität, Darmfunktion und Wundintegrität. Wenn Sie sich wegen einer Infektion Sorgen machen, besprechen Sie die Antibiotikadosierung und -dauer mit dem Tierarzt. Der sterile Verband sollte in den ersten 3 Tagen nach dem Eingriff angebracht bleiben, um das Risiko einer Wundinfektion zu minimieren. Nehmen Sie das Gewicht in 2- bis 3-Tage-Intervallen auf, um die Gewichtsaufrechterhaltung postoperativ sicherzustellen.
  4. Umstellen Sie die Tiere ab dem postoperativen Tag 4 (POD4) auf festes Futter. Überbrücke die Nahrungsaufnahme mit einer ergänzenden flüssigen proteinreichen Diät, bis du genügend Kalorien aus festem Essen allein vertragst.

5. Euthanasie

  1. Tiere werden in der 4. Woche unter tierärztlicher Aufsicht mit einer Euthanasielösung nach institutionellen Standards eingeschläfert.
  2. Beurteile die Verwachsungen grob. Sammeln Sie sofort Gewebe und Blutproben für nachgelagerte Analysen. Entsorgen Sie alle biologischen und pharmazeutischen Abfälle gemäß den Umwelt-, Gesundheits- und Sicherheitsrichtlinien Ihrer Institution.

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Ergebnisse

Das vorgeschlagene postoperative Adhäsionsmodell für Schwein (Abbildung 1) wurde mit einem angepassten Bewertungssystem kombiniert, um Adhäsionen in Echtzeitzu bewerten 28. Die Adhäsionsbewertung wurde unabhängig von 3 Teammitgliedern durchgeführt, die zum 4-Wochen-Zeitpunkt auf einer repräsentativen Kohorte von n=4 Schweinen unter experimentellen Bedingungen geblindet waren; die Werte wurden für einen...

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Diskussion

Das vorgeschlagene Modell der porcinen Adhäsion bietet eine klinisch relevante und zuverlässige Methode zur Modellierung intraabdominaler Adhäsionen. Im Gegensatz zu fokalen oder ein-Stellen-Verletzungsmodellen wurde die Kombination aus Mittellinien-Laparotomie, Dünndarmresektion mit Anastomose und standardisierter parietaler Peritonealabrasion bewusst ausgewählt, um die multifaktoriellen Peritonealinsulten, die bei offenen Bauchoperationen auftreten, nachzubilden. Die kontrollierte Absc...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine relevanten Offenlegungen.

Danksagungen

Die in dieser Veröffentlichung berichtete Forschung wurde vom Stanford SPARK-Programm, dem Surgical Adhesions Improvement Project Grant des American College of Surgeons, großzügig unterstützt von der Familie Carlino, sowie vom Department of Surgery der Stanford University unterstützt. Wir möchten dem Stanford Veterinary Service Center und dem Personal des Comparative Animal Pavillion danken. Alle Ideen, Analysen, Referenzen und Figuren wurden von den Autoren erstellt und überprüft. KI-Werkzeuge wurden nur für kleinere Sprach- und Grammatikkorrekturen verwendet.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Tiere
Weibliche Yucatán-Mini-Schweine, 9 bis 12 kg Körpergewicht (7 bis 9 Wochen alt)S& S Farms8
Chirurgische Ausrüstung
DMI4000 B-MikroskopLeica MicrosystemsHistologie
Materialien
Euthasol VirbacEuthanasie
Eosin-haltiger alkoholischer FleckAzer Scientific   Kat#ES709Histologie
Frosted SlidesFisher Scientific Kat#12-550-400Histologie
Mayer′ s Hämatoxylinlösung  Sigma-Aldrich Cat#MHS80 Histologie
Medikamente
AmoxicillinCovetrus59629Infektionsprävention
10 mg/kg PO BID 1 x 1
Ancef/CefazolinCovetrus84773Präoperative Infektionskontrolle
25 mg/kg IV
AtipamezolCovetrus82124Sedierungsumkehrmittel
0,2 mg/kg&nlffel;
AtropinCovetrus74760Bradykardie
0,04 mg/kg   
Bupernorphin Verlängerungsfreisetzung (ER)Wedgewood PharamcyAnalgesie
0,18 mg/kg IV
Carprofen – intraoperativDechraAnalgesie
25 mg/kg IV&nspoon;
Carprofen – postoperativDechraAnalgesie
25-50 mg PO PRN
CereniaZoetisAnti-Übelkeitsmittel
1-2 mg/kg intraoperativ intraoperativ
IsofluraneDechraSedierung 
Lidocain 2 %VetOneV1 510212Analgesie
2 mg/kg SQ vor dem Schnitt
KetaminDechraAnästhesie & Analgesie
12 mg/kg IM
DobutaminHospira Dosierung und Titration nach Anästhesist & NBSP;
Povidonjod (Betadin)ValleyVet12265Antiseptikum
Xylazin (Rompun)DechraGW l400000Sedierung/Analgesie
2,2 mg/kg IM
Chirurgische Materialien
3-0 PDS (Polydioxanon) NahtEthiconKat#Z316HAnastamosis
Menge - 2 
3-0 Seidennaht (Pop-off) EthiconKatze#1679HAnastamosis
Menge – 1 Packung Pop-off
0-0 PDS (Polydioxanon) NahtEthiconKat#Z990GLinea Alba Closure
Anzahl - 1
3-0 ProlenennahtEthiconKat#8684GHautverschluss
Menge - 1
Bovie-Elektrokauterität Grayline Medizinische VersorgungKatze#E2516Homöostase und Schnitt
Standardset steriler abomdinaler chirurgischer Instrumente mit Bauchwand-Retraktoren wie Army/Navy oder Richardson-Reaktoren.
3M Tegaderm + Pad 3MKat#3593Chirurgischer Verband
Proteinreiche FlüssigdiätSicherstellenDiät
1,5 Flaschen BID
Software
BioRenderVereinbarungsnummer SH28Z3OOKIFigurengenerierung 
Adobe IllustratorAdobev29.8.1Figurengenerierung 
FIJINIHFigurengenerierung 
*Hinweis: KI-Werkzeuge wurden nur für kleinere Sprach- und Grammatikänderungen verwendet
*BID – zweimal täglich,  IV – intravenös, IM – intramuskulär, PO – per OS/ oral, SQ – subkutan, PRN – je nach Bedarf

Referenzen

  1. Ellis, H., et al. Adhesion-related hospital readmissions after abdominal and pelvic surgery: a retrospective cohort study. Lancet. 353 (9163), 1476-1480 (1999).
  2. Stommel, M. W. J., et al. Multicenter Observational Study of Adhesion Formation After Open-and Laparoscopic Surgery for Colorectal Cancer. Ann. Surg. 267 (4), 743(2018).
  3. Krielen, P., et al. Adhesion-related readmissions after open and laparoscopic colorectal surgery in 16 524 patients. Colorectal Dis. 24 (4), 520-529 (2022).
  4. Krielen, P., et al. Adhesion-related readmissions after open and laparoscopic surgery: a retrospective cohort study (SCAR update). Lancet. 395 (10217), 32636-32644 (2020).
  5. Tabibian, N., Swehli, E., Boyd, A., Umbreen, A., Tabibian, J. H. Abdominal adhesions: A practical review of an often overlooked entity. Ann Med and Surg (Lond). 15, 9-13 (2017).
  6. van den Beukel, B. A., et al. Surgical treatment of adhesion-related chronic abdominal and pelvic pain after gynaecological and general surgery: a systematic review and meta-analysis. Hum Reprod Update. 23 (3), 276-288 (2017).
  7. Duron, J. -J. Postoperative intraperitoneal adhesion pathophysiology. Colorectal Dis. 9 (s2), 14-24 (2007).
  8. Carmichael, S. P., et al. A Scoping Review of Animal Models for Development of Abdominal Adhesion Prevention Strategies. J Surg Res. 302, 364-375 (2024).
  9. Marshall, C. D., et al. Creation of Abdominal Adhesions in Mice. J Vis Exp. (114), e54450(2016).
  10. Kraemer, B., Wallwiener, C., Rajab, T. K., Brochhausen, C., Wallwiener, M., Rothmund, R. Standardised models for inducing experimental peritoneal adhesions in female rats. Biomed Res Int. 2014, 435056(2014).
  11. Whang, S. H., et al. In search of the best peritoneal adhesion model: comparison of different techniques in a rat model. J Surg Res. 167 (2), 245-250 (2011).
  12. Dawson, H. D., Smith, A. D., Chen, C., Urban, J. F. An in-depth comparison of the porcine, murine and human inflammasomes; lessons from the porcine genome and transcriptome. Vet. Microbiol. 202, 2-15 (2017).
  13. Hassanabad, A. F., et al. Prevention of Post-Operative Adhesions: A Comprehensive Review of Present and Emerging Strategies. Biomolecules. 11 (7), 1027(2021).
  14. Burns, J. W., Colt, M. J., Burgees, L. S., Skinner, K. C. Preclinical evaluation of Seprafilm bioresorbable membrane. Eur J Surg Suppl. (577), 40-48 (1997).
  15. Trew, G., et al. Gynaecological endoscopic evaluation of 4% icodextrin solution: a European, multicentre, double-blind, randomized study of the efficacy and safety in the reduction of de novo adhesions after laparoscopic gynaecological surgery. Hum Reprod. 26 (8), 2015-2027 (2011).
  16. van den Tol, P., ten Raa, S., van Grevenstein, H., Marquet, R., van Eijck, C., Jeekel, H. Icodextrin reduces postoperative adhesion formation in rats without affecting peritoneal metastasis. Surgery. 137 (3), 348-354 (2005).
  17. van der Wal, J. B. C., Iordens, G. I. T., Vrijland, W. W., van Veen, R. N., Lange, J., Jeekel, J. Adhesion prevention during laparotomy: long-term follow-up of a randomized clinical trial. Ann Surg. 253 (6), 1118-1121 (2011).
  18. Burkina, V., Rasmussen, M. K., Pilipenko, N., Zamaratskaia, G. Comparison of xenobiotic-metabolising human, porcine, rodent, and piscine cytochrome P450. Toxicology. 375, 10-27 (2017).
  19. Kramer, K., Senninger, N., Herbst, H., Probst, W. Effective Prevention of Adhesions With Hyaluronate. Arch Surg. 137 (3), 278-282 (2002).
  20. Crispi, C. P., et al. Practical considerations in the use of a porcine model (Sus scrofa domesticus) to assess prevention of postoperative peritubal adhesions. PLoS One. 15 (1), e0219105(2020).
  21. Iliopoulos, J., et al. Evaluation of a bioabsorable polylactide film in a large animal model for the reduction of retrosternal adhesions. J Surg Res. 118 (2), 144-153 (2004).
  22. Turcotte, S., Sideris, L., Younan, R., Drolet, P., Dubé, P. Pharmacokinetics of intraperitoneal irinotecan in a pig model. J Surg Oncol. 101 (7), 637-642 (2010).
  23. Pu, Z., Nian, H., Li, Z., Zhong, P., Ma, S., Li, J. Research progress on animal models of peritoneal adhesion. Surgery. 178, (2025).
  24. Lauder, C. I. W., Strickland, A., Maddern, G. J. Use of a modified chitosan-dextran gel to prevent peritoneal adhesions in a porcine hemicolectomy model. J Surg Res. 176 (2), 448-454 (2012).
  25. Crispi, C. P., et al. Practical considerations in the use of a porcine model (Sus scrofa domesticus) to assess prevention of postoperative peritubal adhesions. PLoS One. 15 (1), (2020).
  26. Chen, M. D., Teigen, G. A., Reynolds, H. T., Johnson, P. R., Fowler, J. M. Laparoscopy versus laparotomy: an evaluation of adhesion formation after pelvic and paraaortic lymphadenectomy in a porcine model. Am J Obstet Gynecol. 178 (3), 499-503 (1998).
  27. Dubcenco, E., et al. Adhesion formation after peritoneoscopy with liver biopsy in a survival porcine model: comparison of laparotomy, laparoscopy, and transgastric natural orifice transluminal endoscopic surgery (NOTES). Endoscopy. 41 (11), 971-978 (2009).
  28. Foster, D. S., et al. Postoperative adhesions are abrogated by a sustained-release anti-JUN therapeutic in preclinical models. Sci Transl Med. 17 (789), (2025).
  29. Foster, D. S., et al. Elucidating the fundamental fibrotic processes driving abdominal adhesion formation. Nat Commun. 11 (1), 4061(2020).
  30. Sullivan, T. P., Eaglstein, W. H., Davis, S. C., Mertz, P. The pig as a model for human wound healing. Wound Repair Regen. 9 (2), 66-76 (2001).
  31. Lunney, J. K., Van Goor, A., Walker, K. E., Hailstock, T., Franklin, J., Dai, C. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), (2021).
  32. Walters, E. M., Wells, K. D., Bryda, E. C., Schommer, S., Prather, R. S. Swine models, genomic tools and services to enhance our understanding of human health and diseases. Lab Anim (NY). 46 (4), 167-172 (2017).
  33. Ribitsch, I., et al. Large Animal Models in Regenerative Medicine and Tissue Engineering: To Do or Not to Do. Front Bioeng Biotechnol. 8, 972(2020).
  34. Prabhakar, S. Translational research challenges: finding the right animal models. J Investig Med. 60 (8), 1141-1146 (2012).

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