$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
- Beginnen Sie mit einer Leukämie-Zellsuspension, die die gewünschte Zelldichte enthält. Zentrifugieren und resuspendieren Sie die Zellen in einem Nährmedium, das Serum enthält. Die Serumzugabe fördert das kontinuierliche Zellwachstum und die Zellen bewegen sich durch die verschiedenen Zellzyklusphasen. Verdünnen Sie die Zellen in einer Bromodeoxyuridin- oder BrdU-Markierungslösung und züchten Sie sie unter physiologischen Bedingungen für die erforderliche Dauer.
Zellen in der Synthese oder S-Phase nehmen BrdU - ein Thymidin-Analogon - auf, das Thymidin während des DNA-Replikationsprozesses ersetzt. Zentrifugieren Sie die Zellen, um überschüssiges BrdU zu entfernen, und resuspendieren Sie die Zellen in einem geeigneten Medium. Übertragen Sie die Zellen auf eine Multi-Well-Platte. Lassen Sie die Zellen unter physiologischen Bedingungen für verschiedene Zeiträume wachsen.
Zu verschiedenen Zeiträumen durchlaufen die Zellen den Rest der S-, G2-, Mitose- und G1-Phase und treten in den nächsten Zellzyklus ein, was die Abschätzung der Zellproliferation ermöglicht. Führen Sie eine Antikörperfärbung durch, um BrdU mit Fluorochrom-Antikörpern zu markieren und die Zellproliferation mittels Durchflusszytometrie zu messen.
Im Inneren des Durchflusszytometers absorbieren Fluorochrome die Laserenergie und fluoreszieren. Die Anzahl der proliferierenden Zellen korreliert direkt mit der beobachteten Fluoreszenz. Im Beispielprotokoll werden wir die Pulsmarkierung von akuten lymphatischen Leukämiezellen demonstrieren.
- Dieses Protokoll verwendet die akute lymphatische Leukämie-Zelllinie NALM6, kann aber auf jede nicht-adhärente Zelllinie angewendet werden. Halten Sie die NALM6-Zellen in T-75-Kulturflaschen bei vollständiger RPMI bei 37 Grad Celsius in 5 % Kohlendioxid in der Luft. Nachdem Sie die Zellen gesammelt und eine Zellzählung durchgeführt haben, resuspendieren Sie die Zellen in vollständiger RPMI bei 2 mal 10 auf die 6 Zellen pro Milliliter.
Verdünnen Sie die Zellen 1 zu 2 mit BrdU Complete RPMI, um eine endgültige Zellkonzentration von 1 mal 10 auf die 6 Zellen pro Milliliter zu erhalten. Gehen Sie vorsichtig mit BrdU um, da es ein potenzielles Mutagen und Teratogen ist. Inkubieren Sie bei 37 Grad Celsius mit 5 % Kohlendioxid für 45 Minuten.
Als nächstes verdünnen Sie die Zellen 1 zu 10 mit Complete RPMI. Zentrifugieren Sie fünf Minuten lang bei 150-fachem G und entsorgen Sie vorsichtig den gesamten Überstand. Resuspendieren Sie die Zellen in einem kleinen Volumen von Complete RPMI, führen Sie eine Zellzählung durch und stellen Sie die Zellkonzentration auf 1 mal 10 bis 6 Zellen pro Milliliter ein. Pipettieren Sie 1 Milliliter Zellen in jede Vertiefung einer 48-Well-Platte.
Pipettieren Sie 1 Milliliter DPBS in alle unbesetzten Vertiefungen, um reproduzierbarere Ergebnisse zu erzielen. Inkubieren Sie bei 37 Grad Celsius in 5 % Kohlendioxid an der Luft für die gewünschten Zeitpunkte, je nachdem, was das Versuchsdesign messen soll. Wenn die Inkubation abgeschlossen ist, überführen Sie alle Zellen in FACS-Röhrchen.
Spülen Sie jede Vertiefung nacheinander mit 1 Milliliter PBS bis zu einem endgültigen Gesamtvolumen von 5 Millilitern. Zentrifugieren Sie fünf Minuten lang bei 150-fachem G und entfernen Sie vorsichtig den gesamten Überstand. Die Zellen sind nun bereit für die Färbung, die sofort durchgeführt werden sollte. Wenn eine Oberflächenfärbung erforderlich ist, sollte diese jetzt vor der Fixierung durchgeführt werden.