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- Die chemotherapeutische Behandlung von Tumoren zielt in der Regel auf stark proliferative Zellen ab, wobei eine kleine Untergruppe der Stammzellpopulation zurückbleibt, was zur Rekapitulation des Tumors führt. Diese Stammzellen werden als Seitenpopulation bezeichnet. Da der Seitenpopulation spezifische Zellmarker fehlen, verwenden wir einen Farbstoff-Efflux-Assay, um sie aus anderen Tumorzellen zu isolieren.
Geben Sie zunächst Hoechst-Farbstoff zu den isolierten Zebrafisch-Tumorzellen. Hoechst dringt in den Zellkern ein und bindet an die A-T-reiche Region in der kleinen Furche der DNA. Die Seitenpopulation der Zellen weist eine höhere Konzentration an ABC-Transportern auf der Oberfläche auf, was zu einem schnellen Ausfluss des Farbstoffs außerhalb der Zelle führt und eine geringe Fluoreszenz aufweist.
Nehmen Sie ein weiteres Fläschchen mit Hoesct-behandelten Tumorzellen und fügen Sie Verapamil hinzu. Dieses Fläschchen dient als Kontrolle, da Verapamil die ABC-Transporter blockiert, was zu einer Verringerung des Hoechst-Efflux und damit zu einer Erhöhung der Fluoreszenz in der Seitenpopulation führt.
Inkubieren Sie sowohl die Kontroll- als auch die Probenzelle im Dunkeln. Als nächstes färbt man Zellen mit Propidiumiodid, die ausschließlich in den Zellkern toter Zellen eindringen und zwischen DNA-Basen interkalieren, wodurch die toten Zellen rot gefärbt werden. Sortieren Sie abschließend die Zellen mit einem fluoreszenzaktivierten Zellsortierer. Im folgenden Protokoll werden wir die Seitenpopulation von Tumorzellen aus dem Zebrafisch isolieren.
- Vor der Zellfärbung den Hoechst-Farbstoff in einem nukleasefreien Wasser verdünnen, um ein Milligramm pro Milliliter Arbeitslösung zu erhalten. Lagern Sie die vorbereitete Lösung abgedeckt mit Aluminiumfolie bei 4 Grad Celsius und lösen Sie dann 49,1 Milligramm Verapamil in einem Milliliter DMSO auf, um eine 100-mikromolare Inhibitorlösung zu erhalten.
Als nächstes bereiten Sie die Probe vor, indem Sie FBS/PBS 2,5 Mikroliter DMSO, 15 Mikroliter eines Milligramms pro Milliliter Hoechst-Farbstoff und 10 zu den sechs Tumorzellen in ein FACS-Röhrchen mit einem Endvolumen von einem Milliliter geben.
Zur Vorbereitung der Kontrolle werden FBS/PBS, 2,5 Mikroliter 100 millimolares Verapamil und 15 Mikroliter ein Milligramm pro Milliliter Hoechst-Farbstoff zugegeben. Fügen Sie 10 zu den 6 Tumorzellen hinzu, mit einem Endvolumen von einem Milliliter.
Inkubieren Sie die Probe und die Kontrolle in einem 28 Grad Celsius warmen Wasserbad im Dunkeln für 120 Minuten. Legen Sie die Zellen nach der Inkubation sofort auf Eis und bewahren Sie sie im Dunkeln auf.
Zentrifugieren Sie die Zellen bei 300 mal G, 4 Grad Celsius für sechs Minuten. Entfernen Sie dann den Überstand und waschen Sie die Zellen mit einem Milliliter FBS/PBS. Drehen Sie die Zellen noch einmal sechs Minuten lang bei 300 mal G, 4 Grad Celsius.
Sobald die Zellen pelletiert sind, entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen in einem Milliliter FBS/PBS. Bewahren Sie die Proben bis zur Zellsortierung bei 4 Grad Celsius auf. 15 Minuten vor der Zellsortierung zwei Mikroliter ein Milligramm pro Milliliter Propidiumiodid-Stammlösung pro Milliliter der Zellsuspension hinzufügen. Werfen Sie dann die Proben gut in die Strudel.
Analysieren Sie die gefärbten Zebrafisch-T-ALL-Zellsuspensionen mit einem fluoreszenzaktivierten Zellsortierer. Stimulieren Sie Proben mit einem UV-Laser für die Hoechst-Farbstoffanalyse und einem 488-Nanometer-Laser für den Nachweis von Propidiumiodid- oder GFP-positiven T-ALL-Zellen.
- Die Anzahl der Zellen, die Konzentration des Farbstoffs, die Inkubationstemperatur und die Inkubationsdauer müssen möglicherweise für jeden verwendeten Zelltyp optimiert werden, und Änderungen an jeder dieser Bedingungen können die Ergebnisse des Assays drastisch verändern.