Name: Wachstum und Differenzierung von adulten Hippocampus Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-07T16:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 44 s
Description: Erfahren Sie die Kultivierung und Differenzierung von neuronalen Stammzellen aus dem Hippocampus adulter arktischer Erdhörnchen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Neurogenese und neuronaler Entwicklung unter kontrollierten Bedingungen.

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Diese Arbeit wurde vom US Army Medical Research und Materiel Command gewähren # 05178001 und NS041069-06 aus dem National Institute of Neurological Disorders and Stroke unterstützt. Wir danken Joel Vonnahme für hilfreiche Kommentare über das Protokoll.

1. AGS Neural Stem Cell and Media Preparation <ol><li> Adult Hippocampus Arctic Ziesel (AGS) neurale Stammzellen in einer Art und Weise isoliert zuvor beschriebenen 9 kann ab sofort im Handel als kryokonserviert Fläschchen erhältlich. Die Zellen werden über Nacht in isolierten Pakete mit Trockeneis, um sicherzustellen, dass die Zellen in einer kryokonservierten Zustand bleiben ausgeliefert. Zur Aufrechterhaltung Integrität, entpacken Sie die Zellen sofort nach Erhalt und an einem niedriger als -150 ° C oder in der Gasphase eines Flüssigstickstoff Dewar. </li><li> Bereiten agsNSC Basal Medium + 5% FBS durch Zugabe von 5 ml FBS (LS-1012) auf 95 mL agsNSC Basal Medium </li><li> Bereiten agsNSC Expansion Medium durch Zugabe von 500 ul B-27 Supplement (Invitrogen) zu 50 mL agsNSC Basal Medium. Teilen Sie den Rest der B27 in 1 ml Aliquots und bei -20 ° C bis zur Verwendung. </li><li> Warm 25 ml agsNSC Basal Medium + 5% FBS und 20 ml agsNSC Expansion Medium in einem 37 ° C Wasserbad. </li><li> Coat-Kolben für die Erweiterung mit Poly-L-Ornithin verwendet <ol><li> Thaw der Poly-L-Ornithin (10 ug / mL) funktionierende Lösung. Bewahren Sie die Lösung zwischen 2-8 ° C für bis zu 1 Monat nach dem Auftauen. </li><li> 8 ml Poly-L-Ornithin funktionierende Lösung zu einem belüfteten T-75 Kolben und verteilen die Lösung über die gesamte Kultur Oberfläche des Kolbens. (Passen Umfang der Arbeitszeit für andere Kulturgefäße, die verwendet werden mit 0,5 mag -.. 1,0 ml Poly-L-Ornithin funktionierende Lösung pro 10 cm 2 Kulturfläche) </li><li> Inkubieren Kolben bei 37 ° C für mindestens 24 Stunden. (Verwenden eines Inkubators ohne Zusatz von CO 2 ist für die Inkubation von Poly-L-Ornithin beschichteten Kulturgefäße bevorzugt.) Beschichtete Kolben für gespeichert werden können bis zu zwei Wochen in den Brutkasten. </li><li> Vor dem Gebrauch absaugen Poly-L-Ornithin funktionierende Lösung aus dem Kolben und waschen zweimal mit steriler Gewebekultur-Wasser. Flüssigkeitsaufnahme, bis der Kolben ist fast trocken sein. </li></ol></li><li> Nehmen Sie ein Fläschchen aus dem Dewar und überprüfen Sie, ob Sie den Verschluss fest verschlossen ist. Halten Sie die Oberseite der Durchstechflasche Verlassen der unteren Hälfte der Flasche in einem 37 ° C Wasserbad für ca. 60-90 Sekunden oder bis Fläschchen fast vollständig aufgetaut ist, eine kleine Menge Eis sollte noch sichtbar sein. Um mögliche Kontaminationen, halten Sie den Verschluss aus dem Wasser. Nicht zu tauen, da dies kann die Zellen schädigen. </li><li> Besprühen Sie die Außenseite der Flasche mit 70% Ethanol oder Isopropanol, dann die Flasche in einem biologischen Sicherheitsschrank. Entfernen Sie den Deckel vorsichtig, um eine Verunreinigung oder Spritzer zu vermeiden. </li><li> Vorsichtig wieder die Zellen in der Ampulle durch Zugabe von 1 ml agsNSC Basal Medien + 5% FBS mit einer sterilen Pipette. Übertragen Sie die resuspendierten Zellen in 25 ml warmem agsNSC Basal Medium + 5% FBS in einer 50 ml-Zentrifugenröhrchen. </li><li> Spülen Sie die Kryo-Röhrchen einmal mit verdünnten Zellsuspension. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 150 xg für 6 Minuten. Für beste Ergebnisse, die Berechnung der Geschwindigkeit für jedes einzelne Zentrifuge Typ. </li><li> Während die Zellen Spinnen sind hinunter, 10 ml agsNSC Expansion Medium auf die trockene Poly-L-Ornithin beschichteten T-75 einwiegen und 40 ul rh FGF-basic (40ng/mL). Nach der Zentrifugation absaugen die überstehende Flüssigkeit darauf achten, nicht saugen das Pellet. Re-die Zellen in 10 ml agsNSC Expansion Medium. Übertragen Sie die resuspendierten Zellen in agsNSC Expansion Medium in den Medien in den T-75 Kolben. </li><li> Schütteln Sie die Kulturgefäß Seite an Seite gleichmäßig zu verteilen Zellen innerhalb des Gefäßes. </li><li> Ort ausgesät Kulturgefäß in ein 37 ° C, 5% CO 2-Inkubator. Die Zellen sollten in den Kolben legen und beginnen, um Prozesse innerhalb von zwei Stunden der Aussaat zu bilden. Wenn die Zellen schweben bleiben und ballte innerhalb des Mediums, dann Zentrifuge Zellen in 5% FBS und führen Sie die Schritte 1,8-1,10 mit frischem Medium und Kolben. </li></ol> 2. Ausbau der AgsNSC <ol><li> Zwei Tage (~ 48 Stunden) nach dem Auftauen und Aussäen der Zellen, sollte eine vollständige Medium Ersatz erfolgt mit 20 ml agsNSC Expansion Medium plus 40 ul spike von rh FGF-basic werden. </li><li> Spike-Kolben mit 40 ul rh FGF-basic am Tag nach der Impfung. Die Zellen werden bereit sein, trypsinize, wenn sie 75-80% Konfluenz von der dritten oder vierten Tag nach der Impfung erreicht haben. Die Kultivierung der undifferenzierten Stammzellen für länger als 4 Tage nach der Impfung wird nicht empfohlen, da längere Inkubationszeit wird es Zellen zu beginnen, zu Neuronen und Neuronen differenzieren kann durch Trypsinierung in Schritt 3 verletzt werden. Die rh FGF-basic kann bei 4 ° C gelagert werden bis zu einer Woche und noch pflegen Aktivität. Die rh FGF-basic kann auch durch einen zusätzlichen Frost / Tau bei -20 ° C zu gehen, wenn mehr Zeit benötigt wird. </li></ol> 3. Trypsinierung der Zellen <ol><li> agsNSC sollte 3 bis 4 Tage nach der Inokulation passagiert werden. Bereiten Sie eine Poly-L-Ornithin beschichteten Kolben zwischen 24 Uhr und eine Woche vor Passagierung wenn die agsNSC wieder ausgebaut werden soll. </li><li> Saugen Sie dasMedium aus dem Kulturgefäß. Fügen Sie 2,5 ml 0,05% Trypsin/0.02% EDTA (CM-0017), um das Schiff für jede 75 cm 2 Oberfläche. Vorsichtig, um alle Zellen zu gewährleisten sind mit dem Trypsin / EDTA beschichtet. Zellen, die normalerweise anfangen, von der Oberfläche lösen innerhalb von 60 Sekunden, abhängig von der Mündung der Zellen. Nicht über trypsinize, als damit die Zellen beschädigen. Leichtes Antippen des Kulturgefäß von mehreren Seiten ermutigen Distanz. </li><li> Sobald die Zellen ablösen, 10 ml agsNSC Basal Medium + 5% FBS in den Kolben. Vorsichtig schwenken, um alle Trypsin-Lösung gewährleistet wird neutralisiert. Unter aseptischen Labormethoden, Pipette die Zellen in ein steriles Zentrifugenröhrchen mit 10 ml agsNSC Basal Medium +5% FBS. Wiederholen Sie durch Waschen der Kolben wieder mit einem zusätzlichen 10 ml agsNSC Basal Medium + 5% FBS und verbinden sich mit der ersten Wäsche. </li><li> Centrifuge Zellen bei 150 xg für 6 Minuten, wie oben beschrieben. Nach der Zentrifugation sollte die Zellen bilden eine saubere lose Pellets. Saugen Sie neutralisiert Trypsin und Medium aus dem Zentrifugenröhrchen und resuspendieren Sie das Zellpellet in 10 mL (pro T-75 Kolben) der vorgewärmten agsNSC Basal Medium + 5% FBS durch vorsichtiges Auf-und Abpipettieren 2X mit einer 10 ml Pipette. Führen Sie eine Zellzahl wie unten beschrieben. </li></ol> 4. Standard-Berechnung für Beschichtung von Zellen <ol><li> Unter aseptischen Bedingungen, wirbeln die Zellsuspension und Transfer 15 ul der Zellsuspension zu einem Reaktionsgefäß. Add 15 ul von 0,4% Trypanblau. Vorsichtig mischen und Last 10 ul Zellsuspension zu jedem der beiden Kammern in einem sauberen Hämazytometer wie eine helle Linie Zählkammer (Katalog # 1490: Hausser Scientific, <a href="http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm">http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm</a> ). </li><li> Graf ein Minimum von 4 Quadranten auf der Hämazytometer. Die blauen Zellen, die positiv für Trypanblau sind tot und sollte nicht gezählt werden. Für eine genaue Zellzahl, sollte die optimale Anzahl von Zellen pro Quadrant 25-75 Zellen. </li><li> Nach Auszählung der Zellen, berechnen den Mittelwert der 4-Quadranten. Multiplizieren Sie die durchschnittliche Zellzahl von 10.000 und mit dem Verdünnungsfaktor (2, wenn mit den empfohlenen Mengen), die Anzahl der Zellen pro ml zu bestimmen. Beachten Sie, dass, wenn Gesamtanteil Lebensfähigkeit weniger als 92% kann es zu einer Reihe von Ursachen haben. Ein Grund für die niedrige Rentabilität kann über Trypsinierung werden, vor der Neutralisation mit FBS Trypsin. Ein weiterer Grund kann sein, dass die Konzentration von Serum (FBS), um Trypsin zu niedrig ist und die Zellen weiterhin trypsiniert werden. Drittens kann die Zellen zu konfluenten haben, was Stammzellen zur Differenzierung durch Zell-Zell-Kontakt, was zu Verletzungen während Trypsinierung. Wenn diese Methode aufmerksam verfolgt eine Ausbeute von 3 oder mehr Verdoppelungen erwartet werden, was einer Bevölkerung von&gt; 4.000.000 Zellen aus einer anfänglichen Anzahl von ~ 500.000. </li></ol> 5. Inokulation von weiterer Expansion Flask <ol><li> Zur Ermittlung der Gesamtzahl der Zellen erforderlich, um ein Schiff zu impfen, multiplizieren Sie den gewünschten Aussaatdichte (6.600 Zellen pro cm 2 oder 500.000 Zellen pro T-75 Kolben) durch die Fläche (in cm 2) des Schiffes, geimpft werden. Wenn Impfung mehr als ein Schiff multiplizieren Sie die Anzahl der Zellen pro Schiff durch die Gesamtzahl der Schiffe. Zur Ermittlung des Volumens (ml) der Zellsuspension benötigt, um jedes Schiff zu impfen, teilen Sie die Anzahl der Zellen erforderlich, um ein Schiff durch die Anzahl der lebensfähigen Zellen / ml in der Zellsuspension zu impfen. Wenn Impfung mehr als ein Schiff berechnet das Gesamtvolumen der Zellsuspension durch Multiplikation des Volumens für ein Schiff durch die Gesamtzahl von Schiffen geimpft werden mussten benötigt. </li><li> Zentrifugieren Sie die gewünschte Lautstärke von Zellen in agsNSC Basal Medium + 5% FBS, so dass eine lose Pellets. Normalerweise 500.000 Zellen sind auf ein Gesamtvolumen von 25 mL in agsNSC Basal Medium +5% FBS, wie vorher beschrieben hat. Flüssigkeitsaufnahme und Re-suspendieren die losen Pellets in 10 ml agsNSC Expansion Medium Diese zusätzliche Zentrifugationsschritt erforderlich FBS vor der Inokulation zu entfernen. Fügen Sie 10 ml vorgewärmten agsNSC Expansion Medium, um die T-75 Kolben. Fügen Sie die 10 ml des resuspendierten Zellsuspension auf die T-75 Kolben fügen Sie dann 40 ul rh FGF-basic in den Kolben. Bedenken Sie, dass die Trypsinierung und Impfung sollte nicht länger als 1,5 Stunden bei der Entscheidung die maximale Anzahl von Flaschen mit einem beliebigen Zeitpunkt zu arbeiten. Man sollte auch genügend Medien für komplette Medien ändert sich, wenn mit zahlreichen Flaschen. </li><li> Schütteln Sie die Flasche von einer Seite zur gleichmäßigen Verteilung der Zellen und Ort der Kultur Schiffe in einem 37 ° C, 5% CO 2-Inkubator, wie zuvor beschrieben. </li></ol> 6. Verdünnung der Zellen für die Beimpfung des Well Platten für Differenzierung <ol><li> Jeder Multi-Well-Format kann verwendet werden, aber Inokulation in BD Biocoat Poly-L-Lysin-beschichtete 96-Well-Platten described hier. Bestimmen Sie das Volumen der Zellsuspension für Ihr Experiment durch Multiplikation der Anzahl von Brunnen, die von 0,2 ml pro Vertiefung für eine 96-Multi-Well-Platte geimpft werden benötigt, und fügen Sie ca. 10% zu einem Verlust an Volumen während der Impfung zu decken. Berechnen Sie die Verdünnung auf eine Zelldichte von 75.000 Zellen / ml. Bestimmen Sie die Höhe der FBS auf die Differenzierung Medium hinzugefügt werden, um eine Endkonzentration von 2% FBS (Tabelle 1) zu erreichen. Mix der FBS und Differenzierung Medium. Vorsichtig die Zellen mit den berechneten Umfang der Differenzierung Medium mit FBS. (Anmerkung: Während des Laufs werden die Zellen in agsNSC Basal Medium + 5% FBS Während FBS Zellen schützt während der Zentrifugation und erleichtert die Zelladhäsion FBS hemmt differention Verdünnung FBS bis 2% wird die Haftung der Zellen an die Multi-Well-Oberfläche zu ermöglichen... Die 2% FBS wird dann weiter die Differenzierung fördern verdünnt. Insulin-Transferrin-Selen (ITS-e) ist auch in der Differenzierung Medium zur Differenzierung zu fördern enthalten. </li><li> In einem Biosicherheitswerkbank, verzichten 200 ul verdünnt Zellsuspension aus einer sterilen Combitip Reservoir in jede Vertiefung einer Poly-L-Lysin-beschichtete 96-Well-Platte mit einer Mehrkanal-Pipette und große Öffnung Tipps. Die Inkubation für 1,5-2 Stunden bei 37 ° C, 5% CO 2. Nachdem die Zellen angeschlossen haben, nach etwa 90 bis 120 Minuten, entfernen Sie vorsichtig 50% (100 ul für 96-Well-Platten) des Mediums aus jedem Well mit großer Öffnung Pipettenspitzen. Vorsichtig wieder die Lautstärke mit warmem agsNSC Differenzierung Medium entfernt, erneut mit großer Öffnung Pipettenspitzen. (Verwendung von Standard-Öffnung Tipps können die Zellen schädigen). </li><li> Zwei Tage nach der Impfung (~ 48 Stunden), führen Sie einen 50% mittlere Veränderung mit agsNSC Differenzierung Mittlere und große Öffnung Pipettenspitzen. </li></ol> 7. Wartung von Neuronen <ol><li> Bereiten Neuronale Wartung Medium mit NeuraLife, Glutamin und B27 nach den Anweisungen. Neuronale Wartung Medium sollte wöchentlich vorbereitet werden. </li><li> Zwei Tage nach der letzten agsNSC Differenzierung Medium ändern, in der Regel Tag 4 nach der Inokulation, führen Sie einen 50% mittel-Ersatz Verwendung neuronaler Wartung Medium. </li><li> Weiter zu 50% mittel-Ersatz Verwendung neuronaler Wartung Medium alle 2 bis 3 Tage durchführen. Neuronale Prozesse sollten innerhalb weniger Tage zu ändern, um neuronale Wartung Medium erscheinen. Die Zellen sollten innerhalb von 3 Wochen nach der neuronalen Wartung Medium übertragen werden. Neuronen können unter Verwendung einer Reihe von im Handel erhältlichen neuronalen Marker werden. Astrozyten wird auch immer beachtet werden. </li><li> Kultur der Bevölkerung in der Regel Ausdruck einer mehr als 40%-Verhältnis von Neuronen insgesamt Zellzahl. Die Verwendung von Neuron Wartung andere Medien als NeuraLife können vorsehen, minderwertige Zellen, die nicht aussehen, morphologisch reif und kann nicht so lange in Kultur überleben. </li></ol> 8. Repräsentative Ergebnisse: Die Arctic Ziesel adulten neuralen Stammzellen wird auch weiterhin alle 24 Stunden für 3 bis 5 Tage für mindestens zwei Passagen verdoppeln, wenn bei 500.000-600.000 cells/75mm ausgesät. Diese Zellen werden leicht mit der Entfernung von basicFGF und B27 und das Vorhandensein von 1-2% FBS und 1% Insulin / Transferrin / Selen zu differenzieren, und wird TUJ1 (Covance) positive Neurone in 14-21 Tagen (siehe Abbildung 2) werden. Das Verhältnis von Neuronen insgesamt Zellen zwischen 40-60%, abhängig vom Alter der Kultur (Abbildung 3) Bereich. Neuronen können für Experimente von 12 Tagen nach der Aussaat über mindestens 21 Tage nach der Aussaat genutzt werden. <img src="/files/ftp_upload/2199/2199fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Mikrophotographie von AGS erwachsenen Hippocampus neuronale Stammzellen. Phase Mikrophotographie AGS erwachsenen Hippocampus neuronale Stammzellen folgenden 3 Tagen Wachstum in agsNSC Basalmedien in Poly-L-Ornithin beschichteten Kolben. Die Verdoppelung tritt etwa alle 24 Stunden. Foto bei 100-facher Vergrößerung. <img src="/files/ftp_upload/2199/2199fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Fluorescent Aufnahme von differenzierten AGS erwachsenen Hippocampus neuronale Stammzellen AGS neuralen Stammzellen wurden Differenzierung Medien für 4 Tage, dann in Neuralife für 17 Tage vor dem Fixieren erhalten unterzogen. Die Zellen wurden mit 4% Paraformaldehyd und Neuronen identifiziert mit TUJ1 Primärantikörper (Covance) und Alexa Fluor 568 Sekundärantikörper (grün) von Invitrogen fixiert. Hoechst-Farbstoff 33343 wurde hinzugefügt, um alle Kerne (blau) gefärbt. Zellzahl, Neuron-Nummer und Neuron-Verhältnis wurden anhand von Neuritenwachstum Software und die ArrayScan Instrument aus Cellomics. Dieses Foto entspricht etwa 57% Neuronen. 10-facher Vergrößerung <img src="/files/ftp_upload/2199/2199fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. Neuron Zahlen und Neuron Verhältnis Differenzierte AGS neuralen Stammzellen an dreiKultur im Alter AGS neuralen Stammzellen wurden Differenzierung Medien für 4 Tage ausgesetzt, dann erhalten in Neuralife für 12, 15 und 17 Tage vor der Fixierung. Die Zellen wurden fixiert und Neuronen mit TUJ1 Primärantikörper (Covance) identifiziert. Hoechst-Farbstoff zugegeben, um alle Keime für insgesamt Zellidentifizierung Fleck. Zellzahl, Neuron Anzahl und Prozent Neuron-Verhältnis wurden anhand von Neuritenwachstum Software und die ArrayScan Instrument aus Cellomics. Die Werte stellen Mittelwerte von 15 Wells pro Bedingung + SD. Tabelle 1. Beispielrechnungen in die Passage und Aussaat verwendet <ol><li> Mit 700.000 Zellen / ml Zellsuspension </li><li> Mit einer Zelldichte von 75.000 Zellen / ml bzw. 15.000 Zellen pro Vertiefung von 0,2 ml Volumen in jede Vertiefung. </li><li> Impfen 96 Vertiefungen mit 0,2 ml pro Well = 19,2 ml oder gewünschte Endvolumen 21 mL. </li><li> (Endkonzentration x Endvolumen) ÷ anfängliche Konzentration = Initial Volume (21 mL x 75.000 Zellen / ml) ÷ 700.000 = 2,25 mL </li><li> Volumen der FBS in Zellsuspension. 2,25 ml = 2,25 ml x 0,05 = 0,1125 mL </li><li> Volumen der FBS benötigt in 21 mL = 21 mL x 0,02 = 0,42 mL </li><li> Volumen der FBS auf Differenzierung Medium hinzufügen = 0,42 mL - 0,1125 ml = 0,3075 mL </li><li> Volumen der Differenzierung Medium = 21 ml - 2,25 ml Zellsuspension - 0,3075 mL 5% FBS = 18,44 mL. </li><li> Kombinieren 18,44 ml Differenzierungsmedium mit 0,308 mL FBS und fügen 2,25 ml Zellsuspension. </li></ol>

<ol><li>Barnes, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Freeze+avoidance+in+a+mammal%3A+body+temperatures+below+0+degree+C+in+an+Arctic+hibernator%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Freeze avoidance in a mammal: body temperatures below 0 degree C in an Arctic hibernator.</a> Science. 244, 1593-1595 (1989).</li>
<li>Dave, K. R., Prado, R., Raval, A. P., Drew, K. L., Perez-Pinzon, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Arctic+ground+squirrel+brain+is+resistant+to+injury+from+cardiac+arrest+during+euthermia%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Arctic ground squirrel brain is resistant to injury from cardiac arrest during euthermia.</a> Stroke. 37, 1261-1265 (2006).</li>
<li>Dave, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+kinase+C+epsilon+activation+delays+neuronal+depolarization+during+cardiac+arrest+in+the+euthermic+arctic+ground+squirrel%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurochem%22%5BJournal%5D)">Protein kinase C epsilon activation delays neuronal depolarization during cardiac arrest in the euthermic arctic ground squirrel.</a> J Neurochem. 110, 1170-1179 (2009).</li>
<li>Ross, A. P., Christian, S. L., Zhao, H. W., Drew, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+tolerance+to+oxygen+and+nutrient+deprivation+and+N-methyl-D-aspartate+in+cultured+hippocampal+slices+from+hibernating+Arctic+ground+squirrel%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Persistent tolerance to oxygen and nutrient deprivation and N-methyl-D-aspartate in cultured hippocampal slices from hibernating Arctic ground squirrel.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 26, 1148-1156 (2006).</li>
<li>Christian, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arctic+ground+squirrel+%28Spermophilus+parryii%29+hippocampal+neurons+tolerate+prolonged+oxygen-glucose+deprivation+and+maintain+baseline+ERK1%2F2+and+JNK+activation+despite+drastic+ATP+loss%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Arctic ground squirrel (Spermophilus parryii) hippocampal neurons tolerate prolonged oxygen-glucose deprivation and maintain baseline ERK1/2 and JNK activation despite drastic ATP loss.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 28, 1307-1319 (2008).</li>
<li>Jin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+stroke-induced+neurogenesis+in+the+human+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Evidence for stroke-induced neurogenesis in the human brain.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 13198-13202 (2006).</li>
<li>Maysami, S., Lan, J. Q., Minami, M., Simon, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proliferating+progenitor+cells%3A+a+required+cellular+element+for+induction+of+ischemic+tolerance+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Proliferating progenitor cells: a required cellular element for induction of ischemic tolerance in the brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 28, 1104-1113 (2008).</li>
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<li>Brewer, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+culture+of+adult+rat+hippocampal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Isolation and culture of adult rat hippocampal neurons.</a> J Neurosci Methods. 71, 143-155 (1997).</li>
<li>Palmer, T. D., Takahashi, J., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+adult+rat+hippocampus+contains+primordial+neural+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The adult rat hippocampus contains primordial neural stem cells.</a> Mol Cell Neurosci. 8, 389-404 (1997).</li>
</ol>

JA Kelleher-Andersson ist der Gründer der Neuronascent und ist der Erfinder auf die Arktis Ziesel Patentanmeldungen. Neuronascent erhält Lizenzgebühren auf den Verkauf von AGS Medien-und Stammzellen. RC McGee wird von Lifeline, Inc., die die Medien und die AGS neuralen Stammzellen verteilt eingesetzt werden.

AGS adulten neuralen Stammzellen sind robust und können für eine Vielzahl von Passagen macht sie eine ausgezeichnete Quelle von neuralen Stammzellen für das Studium der grundlegenden neuronalen Stammzell-Eigenschaften erweitert werden. Die Erweiterung liegt bei etwa einer Verdoppelung alle 24 Stunden, aber diese Zellen müssen vor dem Erreichen der Konfluenz passagiert werden, weil der Kontakt zwischen den Zellen wird die Differenzierung zu Astrozyten zu begünstigen. Kontakt-vermittelte Differenzierung wird dazu beitrage...

<table><tbody><tr><td>agsNSC</td><td>Lifeline Cell Technology</td><td>FC-0004</td><td></td></tr><tr><td>agsNSC-Expansionssatz</td><td>Lifeline Cell Technology</td><td>LL-0008</td><td>Alternative Bezugsquelle für DMEM/F12, B27 und rhFGFb (&lt;a href=&quot;http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com&lt;/a&gt;)</td></tr><tr><td>agsNSC-Differenzierungssatz</td><td>Lifeline Cell Technology</td><td>LL-0009</td><td>Alternative Bezugsquelle für DMEM/F12 und ITS-x (&lt;a href=&quot;http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com&lt;/a&gt;)</td></tr><tr><td>NeuraLife-Medien-Wartungssatz</td><td>Lifeline Cell Technology</td><td>LL-0012</td><td>Alternative Quellen sind NeuraBasal (LifeLine) oder Neurobasal (Invitrogen), Glutamin und B27 (&lt;a href=&quot;http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com&lt;/a&gt;) Differenzierte Zellen werden bis zu 3 Wochen in NeuroLife, jedoch nicht länger als 2 Wochen in Neurobasal gehalten (&lt;a href=&quot;http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com&lt;/a&gt;)</td></tr><tr><td>Mikrometer (z. B. Bright-Line-Zählkammer)</td><td>Hausser Scientific</td><td>1490</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm">http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Biocoat Poly-L-Lysin-beschichtete 96-Well-Platten</td><td>BD Biosciences</td><td>356516</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.bdbiosciences.com">www.bdbiosciences.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Pipettenspitzen mit großem Durchlass</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-707-141</td><td>Vermeidet Schädigung neuronaler Zellen beim Pipettieren. &lt;a href=&quot;http://www.fishersci.com">http://www.fishersci.com&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

wachstum und differenzierung von adulten hippocampus arctic ground squirrel neural stem cells

Growth and Differentiation of Adult Hippocampal Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

Arctic Erdhörnchen (Urocitellus parryii, AGS) sind einzigartig in ihrer Fähigkeit, mit einer Körpertemperatur in der Nähe oder unter dem Gefrierpunkt 1 überwintern. Diese Tiere auch gegen ischämischen Schädigung des Gehirns in vivo 2,3 und Sauerstoff-Glukose-Entzug in vitro 4,5. Diese einzigartigen Eigenschaften gaben den Anstoß zu AGS Neuronen zu isolieren, um inhärente neuronalen Eigenschaften, die für die Kapazität des AGS Neuronen zu Verletzungen und zum Zelltod durch Ischämie verursacht und extrem kalten Temperaturen widerstehen Konto konnte zu untersuchen. Identifizieren Proteine ​​oder Gen-Targets, die für die besonderen Eigenschaften dieser Zellen ermöglichen könnte, in der Entdeckung von wirksamen Therapien für eine Reihe von ischämischen Indikationen und für das Studium der Kältetoleranz Hilfe. Adult AGS Hippocampus enthält neurale Stammzellen, die sich zu vermehren weiter und ermöglicht den problemlosen Ausbau dieser Stammzellen in Kultur. Wir beschreiben hier Methoden, mit denen Forscher die Stammzellen und differenzierten Neuronen für eine beliebige Anzahl von Zwecken nutzen kann. Durch die enge folgenden Schritte der AGS neuralen Stammzellen können durch zwei Passagen oder mehr erweitert werden und dann differenziert, um eine Kultur mit hohem TUJ1-positive Neuronen (~ 50%) ohne den Einsatz von giftigen Chemikalien, die Zahl der sich teilenden Zellen zu minimieren. Ischämie induziert Neurogenese 6 und Neurogenese, die über MEK / ERK-und PI3K/Akt Überleben Signalwege trägt zur Ischämie Widerstand in vivo 7 und in vitro 8 (Kelleher-Anderson, Drew et al., In Vorbereitung) verläuft. Die weitere Charakterisierung dieser einzigartigen neuronalen Zellen können an vielen Fronten voraus, mit einigen oder allen dieser Methoden.

Neurale Stammzellen wurden aus dem Hippocampus von erwachsenen, nicht überwinternde einjährige Arctic Erdhörnchen (AGS) aufgestellt. Diese neuralen Stammzellen können durch zahlreiche Passagen erweitert werden, differenziert und gepflegt wie ein fast 50:50 Neuron zu Gliazellen Kultur.

Wachstum und Differenzierung von adulten Hippocampus Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

Arktische Ziesel (*Urocitellus parryii*, AGS) sind einzigartig in ihrer Fähigkeit, mit einer Körperkerntemperatur nahe dem oder unter dem Gefrierpunkt zu hibernieren 1. Diese ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, neuronale Stammzellen zu säen, zu vermehren und zu differenzieren, die aus dem Hippocampus erwachsener, nicht winterruhender einjähriger arktischer Erdhörnchen gewonnen wurden. Dies wird erreicht, indem zunächst die A GS neuronalen Stammzellen ausgesät werden. Anschließend werden die neuronalen Stammzellen in Differenzierungsmedium vermehrt und ausgesät. Der dritte Schritt des Verfahrens besteht darin, die Neuronen zu differenzieren und zu kultivieren, und schließlich werden die Zellen zur Analyse fixiert oder behandelt und fixiert. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die zeigen, dass GS-neuronale Vorläuferzellen während zweier Differenzierungs- und Kultivierungswochen weiterhin proliferieren, selbst unter ischämischen Bedingungen. Die Anzahl der Neuronen wird mithilfe von Färbemethoden und fluoreszenzmikroskopischen Techniken bestimmt, die das Verhältnis der Neuronen messen.Die Implikationen dieser Technik reichen bis hin zur Entdeckung von Therapien für Schlaganfall und Herzstillstand. Da differenzierte Neuronen des arktischen Erdhörnchens gegenüber allen ischämischen Schädigungen tolerant sind, bereiten Sie vor Beginn dieses Verfahrens den Kolben zur Verwendung bei der A-G-S-N-S-C-Expansion vor, indem Sie ihn mit Polyol-Ornithin beschichten. Lassen Sie danach die Arbeitslösung von Polyol-Ornithin im Inkubator. Nach dem Auftauen kann die Lösung bis zu einem Monat bei zwei bis acht Grad Celsius gelagert werden. Geben Sie acht Milliliter der Polyol-Ornithin-Arbeitslösung in einen belüfteten T-75-Kolben und verteilen Sie die Lösung gleichmäßig über die gesamte Kulturfläche des Kolbens. Inkubieren Sie den Kolben bei 37 Grad Celsius mindestens 24 Stunden lang, vorzugsweise in einem Inkubator ohne zugesetztes CO2, bevor Sie ihn verwenden.Aspirieren Sie die Polyol-Ornithin-Arbeitslösung aus dem Kolben und waschen Sie sie zweimal mit steriler Zellkulturgrad-Wasser ab. Aspirieren Sie die Flüssigkeit, bis der Kolben fast trocken ist, bevor Sie arktische Grauhörnchen-Neuralstammzellen auftauen und ansäen. Entfernen Sie zunächst ein Gefäß mit A-G-S-N-S-C aus dem flüssigen Stickstoffbehälter und überprüfen Sie, ob der Gefäßverschluss sicher verschlossen ist.Halten Sie die Oberseite des Gefäßes fest, während die untere Hälfte etwa 60 bis 90 Sekunden lang in einem Wasserbad mit 37 Grad Celsius verbleibt. Achten Sie darauf, dass die Kappe des Gefäßes außerhalb des Wassers bleibt, um eine mögliche Kontamination zu vermeiden. Entnehmen Sie das Gefäß aus dem Wasserbad, sobald es fast vollständig aufgetaut ist.Es sollte noch eine kleine Menge Eis sichtbar sein. Nicht zu stark auftauen, da dies die Zellen beschädigen könnte. Die Außenseite des Gefäßes mit 70 %igem Ethanol oder Isopropanol besprühen und das Gefäß anschließend in einen生物-sicherheitswerkbank bringen.Entfernen Sie die Kappe vorsichtig, um Kontamination oder Spritzer zu vermeiden. Geben Sie mithilfe einer sterilen Pipette ein Milliliter Basalmedium in das Gefäß und resuspendieren Sie vorsichtig.Suspendieren Sie die Zellen. Überführen Sie die resuspendierten Zellen in 25 Milliliter warmes Basalmedium in einer 50-Milliliter-Zentrifugenrobe. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 150 G für sechs Minuten, während die Zellen absinken.Geben Sie 10 Milliliter Expansionsmedium in die trockene, mit poly-L-Ornithin beschichtete T-75-Flasche und fügen Sie anschließend 40 Mikroliter Rh FGF basic hinzu, wenn die Zentrifugation abgeschlossen ist. Aspirieren Sie die Überstände vorsichtig, ohne das Pellet mitzusaugen. Suspendieren Sie die Zellen in 10 Milliliter Expansionsmedium.Überführen Sie die resuspendierten Zellen in das Medium im T-75-Fläschchen. Schwenken Sie das Fläschchen vorsichtig von Seite zu Seite, um die Zellen gleichmäßig im Gefäß zu verteilen. Stellen Sie das beimpfte Fläschchen in einen Inkubator mit 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid.Die Zellen sollten sich innerhalb von zwei Stunden nach der Aussaat am Tag nach der Inokulation an der Flasche anheften und beginnen, Fortsätze auszubilden. Geben Sie 40 Mikroliter Rh FGF basic in die Flasche mit A-G-S-N-S-C. Zwei Tage nach dem Auftauen und der Aussaat der Zellen am dritten oder vierten Tag nach der Inokulation einen kompletten Mediumwechsel mit 20 Milliliter Expansionsmedium sowie einem Zusatz von 40 Mikroliter RH FGF basic durchführen.Der A-G-S-N-S-C sollte durch Aspiration des Mediums für die T-75-Flasche passagiert werden; anschließend 2,5 Milliliter Trypsin-EDTA hinzufügen und vorsichtig schwenken, um sicherzustellen, dass alle Zellen mit dem Trypsin benetzt sind. EDTA, und das Kulturgefäß leicht von mehreren Seiten antippen, um die Ablösung zu fördern. Sobald sich die Zellen gelöst haben, 10 Milliliter Basalmedium zur Flasche hinzufügen und vorsichtig schwenken, um sicherzustellen, dass die gesamte Trypsinlösung neutralisiert wird.Pipettieren Sie die Zellen in ein steriles Zentrifugenröhrchen, das 10 Milliliter Basalmedium enthält. Spülen Sie anschließend den Kolben mit weiteren 10 Millilitern Basalmedium aus und geben Sie diese Zugabe zum ersten Waschansatz. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 150 ×g für sechs Minuten. Nach der Zentrifugation sollten die Zellen ein sauberes, lockeres Pellet bilden; aspirieren Sie das Überstandsmittel aus dem Zentrifugenröhrchen.Danach mit einer 10-Milliliter-Pipette 10 Milliliter vorgewärmtes Basalmedium hinzufügen und resuspendieren. Den Zellpellet durch vorsichtiges zweimaliges Auf- und Abpipettieren suspendieren. Wenn diese Methode genau befolgt wird, kann eine Ausbeute von drei oder mehr Teilungen erwartet werden, was einer Population von mehr als 4 Millionen Zellen aus einer Anfangszahl von etwa 500.000 entspricht. Wir werden die Inokulation von A-G-S-N-S-C in eine mit Poly-L-Lysin beschichtete 96-Loch-Platte zur Differenzierung demonstrieren, obwohl jedes Mehrlochformat für dieses Verfahren verwendet werden kann.Bestimmen Sie zunächst das Volumen der Zellsuspension, das für Ihr Experiment benötigt wird, sowie die Menge an FBS, die dem A-G-S-N-S-C-Differenzierungsmedium zugesetzt werden muss, um eine Endkonzentration von 2 % FBS zu erreichen. Ein Beispiel dieser Berechnungen ist im folgenden Protokolltext in einem Sicherheitswerkbank dargestellt. Mischen Sie das FBS und das Differenzierungsmedium.Dann mischen Sie die Zellen vorsichtig mit einem berechneten Volumen Differenzierungsmedium mit FBS und überführen Sie die Zellen in dem Medium in ein steriles Kombitipp-Reservoir. Geben Sie mithilfe einer Mehrkanalpipette und Pipettenspitzen mit großer Öffnung jeweils 200 Mikroliter der verdünnten Zellsuspension aus dem Reservoir in jede Vertiefung einer mit Poly-L-Lysin beschichteten 96-Loch-Platte. Inkubieren Sie die Platte eineinhalb bis zwei Stunden bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid, damit sich die Zellen anheften können. Das Medium.Das Mediumwechseln kann eine herausfordernde Phase dieser Technik sein, da Sie die Zellen möglicherweise verletzen, wenn Sie Pipettenspitzen normaler Größe verwenden. Deshalb verwenden wir Pipettenspitzen mit großer Öffnung, um die Zellen während des Mediumwechsels nicht zu beschädigen. Wenn die Zellen angeheftet sind, entfernen Sie vorsichtig 50 %, in diesem Fall 100 Mikroliter, des Mediums aus jedem Wells mit Pipettenspitzen großer Öffnung.Ersetzen Sie das entnommene Volumen vorsichtig durch warmes Differenzierungsmedium, erneut unter Verwendung von Pipettenspitzen mit großer Öffnung. Inkubieren Sie die Platte zwei Tage nach der Inokulation bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid.Führen Sie einen 50 %igen Mediumwechsel unter Verwendung von Differenzierungsmedium sowie Pipettenspitzen mit mittlerem oder großem Öffnungsdurchmesser durch. Das neuronale Erhaltungsmedium zur Pflege der Neuronen sollte wöchentlich gemäß den Herstelleranweisungen hergestellt werden. Zwei Tage nach der letzten Differenzierung.Mediumwechsel. Führen Sie einen 50 %igen Mediumaustausch mit neuronalem Erhaltungsmedium durch. Entfernen Sie vorsichtig 100 Mikroliter des Differenzierungsmediums aus jeder Vertiefung mithilfe von Pipettenspitzen mit großer Öffnung und ersetzen Sie diese durch 100 Mikroliter neuronales Erhaltungsmedium.Führen Sie alle zwei bis drei Tage weiterhin 50 % Mediumwechsel mit neuronalem Erhaltungsmedium durch. Neuronale Fortsätze sollten innerhalb weniger Tage nach dem Wechsel zum neuronalen Erhaltungsmedium sichtbar werden. Die Zellen sollten innerhalb von drei Wochen nach dem Wechsel zum neuronalen Erhaltungsmedium verwendet werden.Mittlere arktische Erdhörnchen. Adulte neuronale Stammzellen verdoppeln sich weiterhin alle 24 Stunden über einen Zeitraum von drei bis fünf Tagen für mindestens zwei Passagen, wenn sie bei 500.000 bis 600.000 Zellen pro 75 cm²-Flasche kultiviert werden. Diese 100×-Mikroaufnahme zeigt adulte hippocampale GS-Neurostammzellen nach drei Tagen Wachstum in A-G-S-N-S-C.Basale Medien in mit Polyol-Ornithin beschichteten Kolben werden entfernt, ebenso FBS und RH FGF basic. Die A-GS-Neuralstammzellen differenzieren sich zu etwa der Hälfte in Neuronen und zur Hälfte in Astrozyten. Die Neuronen sind innerhalb von 14 bis 21 Tagen Tuj1-positiv, wie durch diese Fluoreszenzmikrografie veranschaulicht.Hier wurden die Zellen mit 4 % Paraformaldehyd fixiert und Neuronen durch grüne Färbung identifiziert. Unter Verwendung des primären Antikörpers TJ1 und des sekundären Antikörpers LOR 5 68 wurden alle Kerne durch Zugabe von Hoechst 33342 blau angefärbt. Das Verhältnis von Neuronen zu Gesamtzellen liegt zwischen 40 und 60 %, abhängig vom Alter der Kultur.Dieses Diagramm zeigt die Anzahl der Neuronen und die Neuronenverhältnisse, die sich aus GS-neuralen Stammzellen an den Tagen 16, 19 und 21 nach der Inokulation differenziert haben. Zur Differenzierung können Neuronen ab 12 Tagen nach der Aussaat bis mindestens 21 Tage nach der Aussaat für Experimente verwendet werden. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Neuronen der arktischen Erdhörnchen für die Verwendung in Ischämie-Experimenten vorbereitet.

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Dieses Video zeigt den Prozess der Bildung von Neurosphären und deren Expansion aus Hippocampusgewebe. Neurale Stamm- und Vorläuferzellen aus dem Gyrus dentatus der postnatalen Maus vermehren sich und bilden primäre Neurosphären, die dann neu ausgesät werden, um sekundäre Neurosphären zu bilden.

Bildung und Expansion von Neurosphären aus einem Hippocampusgewebe

Neuronale Stammzellen aus dem erwachsenen Gehirn geerntet steigen in Anwendungen, die von der Grundlagenforschung der Entwicklung des Nervensystems zu erforschen mögliche klinische Anwendungen in der regenerativen Medizin eingesetzt. Dies macht eine strenge Kontrolle bei der Isolierung und Kultivierungsbedingungen verwendet werden, um diese Zellen entscheidend für experimentelle Ergebnisse klingen wachsen.

Wachsende neuronale Stammzellen aus konventionellen und Nonconventional Regionen der Volks Nagetier Gehirn

Hier beschreiben wir eine detaillierte Protokoll für die gleichzeitige Erzeugung von neuralen Vorläuferzellkulturen, entweder als Mono-oder haftNeuroSphären, aus der Subventrikularzone und Gyrus dentatus der einzelnen erwachsenen Mäusen.

Eine Maus, zwei Kulturen: Isolierung und Kultur von adulten neuralen Stammzellen aus dem Zwei Neurogene Zonen der einzelnen Mäuse

Dieser Videoartikel veranschaulicht ein umfassendes Protokoll zum Nachweis und zur Quantifizierung aller Stadien der adulten Hippocampus-Neurogenese innerhalb desselben Gewebeabschnitts. Wir haben eine Methode entwickelt, um die Einschränkungen der indirekten multiplen Immunfluoreszenz zu überwinden, die entstehen, wenn geeignete Antikörper von verschiedenen Wirtsspezies nicht verfügbar sind.

Immunhistochemie und Multiple Markierung mit Antikörper aus dem gleichen Host Arten, die Adult Neurogenese Studieren

Wir berichten über eine auf Fluoreszenz aktivierte Zellsortierung (FACS) basierende Methode, um neurale Stammzellen (NSCs) und ihre Nachkommen aus der subventrikulären Zone (SVZ) des adulten Mäusegehirns zu isolieren. Angewendet auf FUCCI-transgene Mäuse (Fluorescence Ubiquitination Cell Cycle Indicator) ermöglicht es die Untersuchung des Zellzyklusverlaufs durch Live-Bildgebung.

Zellsortierung von Neural Stamm- und Vorläuferzellen aus dem erwachsenen Maus Subventrikularzone und Live-Bildgebung ihrer Zellzyklus Dynamics

Der Eckzahn Gehirn ist ein wertvolles Modell, bei dem die adulte Neurogenese zu studieren. Präsentiert hier sind Protokolle zur Isolierung und erweitert erwachsenen Hunde-Hippocampus-neuralen Vorläuferzellen aus primären Hirngewebe.

Isolierung und Expansion von adulten Canine Hippocampus Neural Precursors

Das Ziel dieses Protokolls ist es, einen Ansatz zur Analyse des Verhaltens von adulten neuronalen Stamm-/Vorläuferzellen als Reaktion auf die chemogenetische Manipulation eines bestimmten lokalen neuronalen Schaltkreises zu beschreiben.

Assaying Circuit Spezifische Regulation von adulthippocampal neuralen Vorläuferzellen

Präsentiert hier ist ein Protokoll für die spontane Erzeugung von Neurosphären in neuronalen Vorläuferzellen aus hochdichten plattierten Neuronen angereichert. Während des gleichen Experiments, wenn Neuronen mit einer niedrigeren Dichte plattiert werden, führt das Protokoll auch zu verlängerten primären Rattenneuronkulturen.

Generation von Neurosphären aus gemischten primären Hippocampus und kortikalen Neuronen isoliert aus E14-E16 Sprague Dawley Rat embryo

In diesem Artikel beschreiben wir ausführlich ein Protokoll zur Erzeugung von Neurosphärenkulturen aus postnatalen mausneuronischen Stammzellen, die aus den wichtigsten neurogenen Nischen der Maus abgeleitet sind. Neurosphären werden verwendet, um neuronale Stammzellen aus Hirngewebe zu identifizieren, was die Schätzung von Vorläuferzellzahlen ermöglicht. Darüber hinaus können diese 3D-Strukturen unter differenziativen Bedingungen plattiert werden, was zu Neuronen, Oligodendrozyten und...

Isolierung und Expansion von Neurosphären aus postnatalen (P1-3) Maus neurogenen Nischen

Die Transplantation von humanen pluripotenten Stammzellen-abgeleiteten GABAergen Neuronen, die durch neuronale Programmierung erzeugt werden, könnte ein möglicher Behandlungsansatz für neurologische Entwicklungsstörungen sein. Dieses Protokoll beschreibt die Erzeugung und Transplantation von GABAergen neuronalen Vorläufern aus menschlichen Stammzellen in das Gehirn von neonatalen Mäusen, was eine Langzeituntersuchung transplantierter Neuronen und die Bewertung ihres therapeutischen Potenzials...

Transplantation von GABAergen Neuronen aus humanen Stammzellen in den frühen postnatalen Maushippocampus zur Linderung neurologischer Entwicklungsstörungen

Hier beschreiben wir ein Nukleofektionssystem, das die Effizienz der Genübertragung in expandierten neuralen Stammzellen (NSCs) verbessern soll, die aus der adulten subventrikulären Zone von Mäusen isoliert wurden. Die Ergebnisse zeigen, dass diese Methode die Genstörung in NSCs signifikant verbessert, die Wirksamkeit traditioneller Transfektionsprotokolle übertrifft und die Überlebensrate der Zellen erhöht.

Isolierung, Expansion und Nukleofektion von neuralen Stammzellen aus der adulten subventrikulären Zone der Maus

Erfahren Sie die Kultivierung und Differenzierung von neuronalen Stammzellen aus dem Hippocampus adulter arktischer Erdhörnchen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Neurogenese und neuronaler Entwicklung unter kontrollierten Bedingungen.

Wachstum und Differenzierung von adulten Hippocampus Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

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