Name: Vorbereitung der akuten Schnitten des Hippocampus von Ratten und transgenen Mäusen für das Studium der Synaptic Veränderungen während des Alterns und Amyloid-Pathologie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-03-23T14:15:00.000+00:00
Duration: 14 min 57 s
Description: Lernen Sie die Präparation akuter Hippocampus-Schnitte von gealterten Ratten und transgenen Mäusen zur Untersuchung synaptischer Veränderungen bei Alterung und Amyloid-Pathologie. Diese Methode minimiert Gewebeschäden.

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Arbeit unterstützt durch NIH AG027297, eine Auszeichnung von der Kentucky Spinal Cord und Head Injury Research Trust, und ein Geschenk der Kleberg Foundation.

<ol><li>Norris, C. M., Halpain, S., Foster, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alterations+in+the+balance+of+protein+kinase%2Fphosphatase+activities+parallel+reduced+synaptic+strength+during+aging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Alterations in the balance of protein kinase/phosphatase activities parallel reduced synaptic strength during aging.</a> J Neurophysiol. 80, 1567-1570 (1998).</li>
<li>Norris, C. M., Korol, D. L., Foster, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+susceptibility+to+induction+of+long-term+depression+and+long-term+potentiation+reversal+during+aging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Increased susceptibility to induction of long-term depression and long-term potentiation reversal during aging.</a> J Neurosci. 16, 5382-5392 (1996).</li>
<li>Norris, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampal+%27zipper%27+slice+studies+reveal+a+necessary+role+for+calcineurin+in+the+increased+activity+of+L-type+Ca%282%2B%29+channels+with+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Aging%22%5BJournal%5D)">Hippocampal 'zipper' slice studies reveal a necessary role for calcineurin in the increased activity of L-type Ca(2+) channels with aging.</a> Neurobiol Aging. 31, 328-338 (2010).</li>
<li>Burke, S. N., Barnes, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Senescent+synapses+and+hippocampal+circuit+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Senescent synapses and hippocampal circuit dynamics.</a> Trends Neurosci. 33, 153-161 (2010).</li>
<li>Foster, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+homeostasis+and+modulation+of+synaptic+plasticity+in+the+aged+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Cell%22%5BJournal%5D)">Calcium homeostasis and modulation of synaptic plasticity in the aged brain.</a> Aging Cell. 6, 319-325 (2007).</li>
<li>Foster, T. C., Norris, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-associated+changes+in+Ca%282%2B%29-dependent+processes%3A+relation+to+hippocampal+synaptic+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Age-associated changes in Ca(2+)-dependent processes: relation to hippocampal synaptic plasticity.</a> Hippocampus. 7, 602-612 (1997).</li>
<li>Thibault, O., Gant, J. C., Landfield, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expansion+of+the+calcium+hypothesis+of+brain+aging+and+Alzheimer%27s+disease%3A+minding+the+store%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Cell%22%5BJournal%5D)">Expansion of the calcium hypothesis of brain aging and Alzheimer's disease: minding the store.</a> Aging Cell. 6, 307-317 (2007).</li>
<li>Demuro, A., Parker, I., Stutzmann, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+signaling+and+amyloid+toxicity+in+Alzheimer+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Calcium signaling and amyloid toxicity in Alzheimer disease.</a> J Biol Chem. 285, 12463-12468 (2010).</li>
<li>Green, K. N., LaFerla, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linking+calcium+to+Abeta+and+Alzheimer%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Linking calcium to Abeta and Alzheimer's disease.</a> Neuron. 59, 190-194 (2008).</li>
<li>Kumar, A., Thinschmidt, J. S., Foster, T. C., King, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aging+effects+on+the+limits+and+stability+of+long-term+synaptic+potentiation+and+depression+in+rat+hippocampal+area+CA1%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Aging effects on the limits and stability of long-term synaptic potentiation and depression in rat hippocampal area CA1.</a> J Neurophysiol. 98, 594-601 (2007).</li>
<li>Norris, C. M., Halpain, S., Foster, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversal+of+age-related+alterations+in+synaptic+plasticity+by+blockade+of+L-type+Ca2%2B+channels%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Reversal of age-related alterations in synaptic plasticity by blockade of L-type Ca2+ channels.</a> J Neurosci. 18, 3171-3179 (1998).</li>
<li>Norris, C. M., Scheff, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+of+afferent+function+and+synaptic+strength+in+hippocampal+CA1+following+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Recovery of afferent function and synaptic strength in hippocampal CA1 following traumatic brain injury.</a> J Neurotrauma. 26, 2269-2278 (2009).</li>
<li>Sama, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-1beta-dependent+signaling+between+astrocytes+and+neurons+depends+critically+on+astrocytic+calcineurin%2FNFAT+activity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Interleukin-1beta-dependent signaling between astrocytes and neurons depends critically on astrocytic calcineurin/NFAT activity.</a> J Biol Chem. 283, 21953-21964 (2008).</li>
<li>Ye, H., Jalini, S., Mylvaganam, S., Carlen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+large-conductance+Ca%282%2B%29-activated+K%28%2B%29+channels+depresses+basal+synaptic+transmission+in+the+hippocampal+CA1+area+in+APP+%28swe%2Find%29+TgCRND8+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Aging%22%5BJournal%5D)">Activation of large-conductance Ca(2+)-activated K(+) channels depresses basal synaptic transmission in the hippocampal CA1 area in APP (swe/ind) TgCRND8 mice.</a> Neurobiol Aging. 31, 591-604 (2010).</li>
<li>Bear, M. F., Malenka, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+plasticity%3A+LTP+and+LTD%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Synaptic plasticity: LTP and LTD.</a> Curr Opin Neurobiol. 4, 389-399 (1994).</li>
<li>Foster, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Involvement+of+hippocampal+synaptic+plasticity+in+age-related+memory+decline%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res+Brain+Res+Rev%22%5BJournal%5D)">Involvement of hippocampal synaptic plasticity in age-related memory decline.</a> Brain Res Brain Res Rev. 30, 236-249 (1999).</li>
<li>Foster, T. C., Kumar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Susceptibility+to+induction+of+long-term+depression+is+associated+with+impaired+memory+in+aged+Fischer+344+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Learn+Mem%22%5BJournal%5D)">Susceptibility to induction of long-term depression is associated with impaired memory in aged Fischer 344 rats.</a> Neurobiol Learn Mem. 87, 522-535 (2007).</li>
<li>Hsu, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alterations+in+the+balance+of+protein+kinase+and+phosphatase+activities+and+age-related+impairments+of+synaptic+transmission+and+long-term+potentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Alterations in the balance of protein kinase and phosphatase activities and age-related impairments of synaptic transmission and long-term potentiation.</a> Hippocampus. 12, 787-802 (2002).</li>
<li>Vouimba, R. M., Foy, M. R., Foy, J. G., Thompson, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((17beta-estradiol+suppresses+expression+of+long-term+depression+in+aged+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res+Bull%22%5BJournal%5D)">17beta-estradiol suppresses expression of long-term depression in aged rats.</a> Brain Res Bull. 53, 783-787 (2000).</li>
<li>Abdul, H. M., Furman, J. L., Sama, M. A., Mathis, D. M., Norris, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NFATs+and+Alzheimer%27s+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">NFATs and Alzheimer's Disease.</a> Mol Cell Pharmacol. 2, 7-14 (2010).</li>
<li>Abdul, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cognitive+decline+in+Alzheimer%27s+disease+is+associated+with+selective+changes+in+calcineurin%2FNFAT+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cognitive decline in Alzheimer's disease is associated with selective changes in calcineurin/NFAT signaling.</a> J Neurosci. 29, 12957-12969 (2009).</li>
<li>Anantharaman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beta-amyloid+mediated+nitration+of+manganese+superoxide+dismutase%3A+implication+for+oxidative+stress+in+a+APPNLH%2FNLH+X+PS-1P264L%2FP264L+double+knock-in+mouse+model+of+Alzheimer%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Beta-amyloid mediated nitration of manganese superoxide dismutase: implication for oxidative stress in a APPNLH/NLH X PS-1P264L/P264L double knock-in mouse model of Alzheimer's disease.</a> Am J Pathol. 168, 1608-1618 (2006).</li>
<li>Gengler, S., Hamilton, A., Holscher, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+plasticity+in+the+hippocampus+of+a+APP%2FPS1+mouse+model+of+Alzheimer%27s+disease+is+impaired+in+old+but+not+young+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Synaptic plasticity in the hippocampus of a APP/PS1 mouse model of Alzheimer's disease is impaired in old but not young mice.</a> PLoS One. 5, e9764-e9764 (2010).</li>
<li>Stringer, J. L., Lothman, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+effects+of+extracellular+calcium+concentrations+on+hippocampal+pyramidal+cell+responses%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">In vitro effects of extracellular calcium concentrations on hippocampal pyramidal cell responses.</a> Exp Neurol. 101, 132-146 (1988).</li>
<li>Landfield, P. W., Pitler, T. A., Applegate, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+high+Mg2%2B-to-Ca2%2B+ratios+on+frequency+potentiation+in+hippocampal+slices+of+young+and+aged+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The effects of high Mg2+-to-Ca2+ ratios on frequency potentiation in hippocampal slices of young and aged rats.</a> J Neurophysiol. 56, 797-811 (1986).</li>
<li>Ames, A. 3rd, Sakanoue, M., Endo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NA%2C+K%2C+CA%2C+MG%2C+AND+C1+CONCENTRATIONS+IN+CHOROID+PLEXUS+FLUID+AND+CISTERNAL+FLUID+COMPARED+WITH+PLASMA+ULTRAFILTRATE%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">NA, K, CA, MG, AND C1 CONCENTRATIONS IN CHOROID PLEXUS FLUID AND CISTERNAL FLUID COMPARED WITH PLASMA ULTRAFILTRATE.</a> J Neurophysiol. 27, 672-681 (1964).</li>
<li>Gant, J. C., Sama, M. M., Landfield, P. W., Thibault, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+and+simultaneous+emergence+of+multiple+hippocampal+biomarkers+of+aging+is+mediated+by+Ca2%2B-induced+Ca2%2B+release%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Early and simultaneous emergence of multiple hippocampal biomarkers of aging is mediated by Ca2+-induced Ca2+ release.</a> J Neurosci. 26, 3482-3490 (2006).</li>
<li>Thibault, O., Hadley, R., Landfield, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+postsynaptic+%5BCa2%2B%5Di+and+L-type+calcium+channel+activity+in+aged+hippocampal+neurons%3A+relationship+to+impaired+synaptic+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Elevated postsynaptic [Ca2+]i and L-type calcium channel activity in aged hippocampal neurons: relationship to impaired synaptic plasticity.</a> J Neurosci. 21, 9744-9756 (2001).</li>
<li>Thibault, O., Landfield, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increase+in+single+L-type+calcium+channels+in+hippocampal+neurons+during+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Increase in single L-type calcium channels in hippocampal neurons during aging.</a> Science. 272, 1017-1020 (1996).</li>
<li>Stutzmann, G. E., Caccamo, A., LaFerla, F. M., Parker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dysregulated+IP3+signaling+in+cortical+neurons+of+knock-in+mice+expressing+an+Alzheimer%27s-linked+mutation+in+presenilin1+results+in+exaggerated+Ca2%2B+signals+and+altered+membrane+excitability%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Dysregulated IP3 signaling in cortical neurons of knock-in mice expressing an Alzheimer's-linked mutation in presenilin1 results in exaggerated Ca2+ signals and altered membrane excitability.</a> J Neurosci. 24, 508-513 (2004).</li>
<li>Stutzmann, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+ryanodine+receptor+recruitment+contributes+to+Ca2%2B+disruptions+in+young%2C+adult%2C+and+aged+Alzheimer%27s+disease+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Enhanced ryanodine receptor recruitment contributes to Ca2+ disruptions in young, adult, and aged Alzheimer's disease mice.</a> J Neurosci. 26, 5180-5189 (2006).</li>
<li>Lee, H. K., Min, S. S., Gallagher, M., Kirkwood, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NMDA+receptor-independent+long-term+depression+correlates+with+successful+aging+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">NMDA receptor-independent long-term depression correlates with successful aging in rats.</a> Nat Neurosci. 8, 1657-1659 (2005).</li>
<li>McNaughton, B. L., Douglas, R. M., Goddard, G. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+enhancement+in+fascia+dentata%3A+cooperativity+among+coactive+afferents%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Synaptic enhancement in fascia dentata: cooperativity among coactive afferents.</a> Brain Res. 157, 277-293 (1978).</li>
</ol>

Die Produktion dieses Video-Artikel wurde von Leica Microsystems gesponsert.

Die Schritte in diesem Protokoll beschriebenen hilft sicherzustellen, dass Gehirn Dissektionen out sind mindestens so schnell und effizient in Jahren durchgeführt, wie in jungen erwachsenen Ratten. Wir bieten auch ausreichend detailliert für den Anfänger für die Errichtung ihrer eigenen Slice Studien LTP und LTD. Wenn die weitere Erforschung des Alterns und AD Veränderungen der synaptischen Funktion und Plastizität ist eines Ihrer Ziele, gibt es mindestens zwei weitere methodische Fragen, oben angedeutet, dass weitere Beachtung verdienen. Zunächst in verschiedenen Laboren haben gezeigt, dass die Ca 2 +: Mg2 +-Verhältnis in der Aufnahme ACSF eine deutliche Wirkung auf die Induktion synaptischer Plastizität im Hippocampus Scheiben 2,10,24,25 können. In Säugetierzellen CSF, die Ca 2 +: Mg2 +-Verhältnis von rund eins (siehe zB 26). Allerdings ACSF Ca 2 +: Mg2 +-Verhältnisse näher zu 2 werden in der Regel in Scheiben Studien der synaptischen Funktion und Plastizität eingesetzt. In frühen Studien, diese Praxis wahrscheinlich wurde angepasst, um die Induktion von LTP zu optimieren, anschließend wurden zur Routine für alle Plastizität Studien. Allerdings kann diese Praxis in Alterungs-und AD-Studien problematisch, weil der gut charakterisierten Unterschiede in der neuronalen Ca 2 +-Regulation. Genauer gesagt, Ca 2 +-Einstrom und / oder Ca 2 +-induzierte Ca 2 +-Version ist in alten Ratten und / oder AD-Modell-Mäusen während der neuronalen Aktivierung 3,27-31 erhöht. Induktion von LTD ist besonders empfindlich auf subtile Veränderungen in ACSF Ca 2 +-Spiegel. Unser Protokoll, das 2 mM Ca 2 + und 2 mM Mg2 +, führt häufig zu LTD für ältere, nicht aber junge Tiere 2, während Studien mit einem Ca 2 + verwendet: Mg2 + Verhältnis näher bei zwei, haben robuste LTD bei Erwachsenen beobachtet in der Abwesenheit von einem Altersunterschied 2,10 oder in Verbindung mit reduzierten LTD in alten Ratten 32. Diese Beobachtungen unterstreichen die Notwendigkeit, sorgfältig zu prüfen, ACSF Ca 2 + und Mg2 +-Konzentrationen beim Vergleich Ca 2 +-abhängige Plastizität in alten und jungen erwachsenen Tieren. Das zweite methodische Problem betrifft die starke Abhängigkeit von LTP auf postsynaptische Depolarisation 33 und die Alterung / Genotyp Unterschiede in der synaptischen Stärke. In einem typischen Experiment LTP, Baseline und LTP Stimulationsintensität ist in der Regel eingestellt, um eine halbmaximale (oder drei Viertel maximal) EPSP Amplitude zu erzeugen. Das mögliche Problem ist, dass im Alter von Ratten und Mäusen APP/PS1 zeigen meist synaptischen Stärke im Verhältnis zu ihren jüngeren und / oder Wildtyp-Gegenstücke reduziert, so dass Baseline EPSP Werte werden auch kleinere in alten Ratten und Mäusen APP/PS1. Kleinere EPSPs kann auf weniger Depolarisation während LTP Stimulation zu übersetzen, was zu einer verringerten Wahrscheinlichkeit für die Induktion LTP 33. Aufgrund dieser potenziellen verwechseln, ist es schwierig, festzustellen, ob diese Tiere einen Durchsatz Defizit, eine Plastizität Defizit oder beides aufweisen. Das heißt, LTP Induktion Mechanismen in Alter und / oder APP/PS1 Mäusen funktionell intakt (keine Plastizität Defizit), aber nicht ausreichend stimuliert (Durchsatz Defizit) unter diesen Bedingungen. Diese Unterscheidung ist wichtig, da die Mechanismen für den Durchsatz und Mechanismen für die Plastizität sehr unterschiedlich reagieren können, um eine spezifische pharmakologische Behandlung. Wir versuchen, die Auswirkungen eines geringeren Durchsatz auf LTP-Induktion durch die Normalisierung der EPSP Amplitude auf der gleichen Ebene (z. B. 1 mV) über alle Scheiben vor der LTP Stimulation zu minimieren. Andere Strategien können wirksam sein, als auch (zB Verwendung von Spannung oder Strom Klemme an das Membranpotential zwischen Gruppen auszugleichen während LTP-Stimulation), und sollte bei der Untersuchung von LTP in diesen Tiermodellen werden.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> Fischer </td><td> BP358-1 </td></tr><tr><td> KCl </td><td> Fischer </td><td> BP366-500 </td></tr><tr><td> KH 2 PO 4 (einbasischen) </td><td> Sigma </td><td> P5379-100G </td></tr><tr><td> MgSO 4 </td><td> Sigma </td><td> M2643-500G </td></tr><tr><td> CaCl 2 (Dihydrat) </td><td> Sigma </td><td> C3306-250G </td></tr><tr><td> NaHCO 3 </td><td> Fischer </td><td> S233-500 </td></tr><tr><td> C 6 H 12 O 6 (Dextrose) </td><td> Fischer </td><td> BP350-1 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Reagenzien erforderlich <table border="1"><tbody><tr><td> Bezeichnung des Geräts </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Erlenmeyerkolben </td><td> Fischer </td><td> FB-500-2000 FB-500-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Aquarium Bubbler </td><td></td><td></td><td> Wird für sauerstoffartig Medien. Erhältlich in den meisten Zoohandlungen </td></tr><tr><td> 50 ml Becherglas </td><td> Fischer </td><td> 02-540G </td><td> Für Gehirn storarge in ACSF </td></tr><tr><td> Parafilm </td><td> Fischer </td><td> 13-374-10 </td><td></td></tr><tr><td> Small Animal Guillotine </td><td> World Precision Instruments (WPI) </td><td> DCAP-M </td><td></td></tr><tr><td> Flache Papiertuch </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Nr. 11 Feather Skalpell </td><td> Fischer </td><td> 08 bis 916-5B </td><td></td></tr><tr><td> Beebee Knochen Schere </td><td> Feine Science Tools (FST) </td><td> 16044-10 </td><td></td></tr><tr><td> Lempert Rongeure </td><td> Roboz </td><td> RS-8321 </td><td> Verwenden Sie für Ratten </td></tr><tr><td> Friedman-Pearson Rongeure </td><td> FST </td><td> 16020-14 </td><td> Verwenden Sie für Mäuse oder Ratten </td></tr><tr><td> Hippocampus-Tool </td><td> FST </td><td> 10099-15 </td><td></td></tr><tr><td> Löffel </td><td></td><td></td><td> Ein Kunststoff Teelöffel tun </td></tr><tr><td> Spachtel </td><td> Fischer </td><td> 21 bis 401-25A </td><td> Spachtel </td></tr><tr><td> Chirurgische Iris Schere </td><td> FST </td><td> 14058-09 </td><td></td></tr><tr><td> Kunststoff-Transfer Pipetten </td><td> Fischer </td><td> 13-711-43 </td><td></td></tr><tr><td> 110mm Whatman Filterpapier </td><td> Fischer </td><td> 09-805E </td><td> Whatman Katze. 1001-110 </td></tr><tr><td> Glas-Petrischale </td><td> Fischer </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Leica VT1000P Manuelle Vibrating Mikrotom </td><td> Vibratom </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 0.1mm FA-10 Feather S Klinge </td><td> Ted Pella </td><td> 121-9 </td><td> 0.1mm FA-10 Feather S Klinge </td></tr><tr><td> Borosilikatglas Pasteur-Pipette (mit Gummiball) </td><td> Fischer </td><td> 13 bis 678-20A </td><td> Für die Übertragung von Scheiben: Tip abgebrochen und Wärme-poliert für größere Öffnung </td></tr><tr><td> 35 mm Polysterine Kulturschale </td><td> Corning </td><td> 430588 </td><td> Wird für das Sammeln Scheiben nach der Sektion </td></tr></tbody></table> Tabelle 2. Werkzeuge und Materialien für die Präparation <table border="1"><tbody><tr><td> Ausstattung / Werkstoffe </td><td> Firma </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr><td> Aufnahmekammer </td><td> Custom Built </td><td></td></tr><tr><td> P-97 Horizontal Pipette Puller </td><td> Sutter Instrument Co. </td><td></td></tr><tr><td> Schwingungsisolierung Tabelle </td><td> Technische Manufacturing Corporation (TMC) </td><td></td></tr><tr><td> Faraday-Käfig </td><td> Maßarbeit </td><td></td></tr><tr><td> Pyrex Aspirator Flasche mit Bottom Sidearm (Product # 1220-1L) </td><td> Corning </td><td></td></tr><tr><td> Gravity-kontrollierter IV Set mit Regler (Product # 2C8891) </td><td> Baxter </td><td></td></tr><tr><td> Zentrale Vakuum-Leitung </td><td></td><td> Erhältlich in den meisten modernen Labors </td></tr><tr><td> 95% O 2 / 5% CO 2 Gas Mix </td><td> Schottet-Gross Co. </td><td></td></tr><tr><td> TygonTM Lab Schlauch Für O 2 / CO 2 Lieferung </td><td> Fisher Scientific </td><td> Nicht giftig, nicht oxidierenden, kommt in einer Vielzahl von Größen. </td></tr><tr><td> Eclipse-E600FN Mikroskop </td><td> Nikon </td><td> mit 10x und 40x-Objektive, in der Nähe infared Filter und GFP, DS-Red2 Filter </td></tr><tr><td> Coole Snap-ES Digital Camera </td><td> Photometrics </td><td> Coole Snap-ES Digital Camera </td></tr><tr><td> X-Cite Fluorescent Illuminator </td><td> EXFO </td><td> X-Cite Fluorescent Illuminator </td></tr><tr><td> Mikroskop-Plattform </td><td> Siskiyou </td><td> Benutzerdefinierte montiert </td></tr><tr><td> RC-22 Submersible Aufnahme Kammer (Product # 64-0228) </td><td> Warner Instruments (WI) </td><td> Benötigt P-1-Plattform und Bühne Adapter (Product # 64-0277 Von Warner) </td></tr><tr><td> TC2BIP 2/3Ch Temperaturregler </td><td> Zell Microcontrols </td><td> TC2BIP 2/3Ch Temperaturregler </td></tr><tr><td> 4-Achsen-Handbuch Miniature Manipulator </td><td> Siskiyou </td><td></td></tr><tr><td> Platinum Iridium-Draht (0,002 in) (Teil # PTT0203) </td><td> WPI </td><td></td></tr><tr><td> A365 Stimulus Isolator </td><td> WPI </td><td> A365 Stimulus Isolator </td></tr><tr><td> Multiclamp 700b Verstärker </td><td> Axon Instruments </td><td></td></tr><tr><td> Digidata 1322a A / D-Wandler </td><td> Axon Instruments </td><td></td></tr><tr><td> PClamp Software </td><td> Axon Instruments </td><td></td></tr><tr><td> Personal Computer (Pentium 4) </td><td> Dell </td><td></td></tr></tbody></table> Tabelle 3. Elektrophysiologie Ausrüstung und Materialien

vorbereitung der akuten schnitten des hippocampus von ratten und transgenen mäusen für das studium der synaptic veränderungen während des alterns und amyloid-pathologie

Preparation of Acute Hippocampal Slices from Rats and Transgenic Mice for the Study of Synaptic Alterations during Aging and Amyloid Pathology

Das Nagetier Hippocampus Scheibe Vorbereitung ist vielleicht die am weitesten verwendete Werkzeug zur Untersuchung von Säugetieren synaptische Funktion und Plastizität. Der Hippocampus kann schnell und einfach von Ratten und Mäusen gewonnen werden und Scheiben bleiben für Stunden in Sauerstoff künstlichen Liquor lebensfähig. Darüber hinaus werden grundlegende Techniken electrophysisologic leicht auf die Untersuchung der synaptischen Funktion im Hippocampus Scheiben aufgebracht und haben lieferte einige der besten Biomarker für kognitive Beeinträchtigungen. Der Hippocampus Scheibe ist besonders beliebt für das Studium der synaptischen Plastizität Mechanismen für Lernen und Gedächtnis beteiligt. Änderungen in der Induktion der Langzeit-Potenzierung und Depression (LTP und LTD) der synaptischen Wirksamkeit in Schnitten des Hippocampus (oder deren Fehlen) werden häufig verwendet, um den neurologischen Phänotyp der kognitiv-beeinträchtigten Tieren und / oder beschreiben die Wirkungsweise von bewerten nootropische Verbindungen. Dieser Artikel beschreibt die Verfahren verwenden wir für die Vorbereitung Schnitten des Hippocampus von Ratten und transgenen Mäusen für die Untersuchung der synaptischen Veränderungen mit Gehirn Altern und Alzheimer-Krankheit (AD) 1-3 verbunden. Verwenden von gealterten Ratten und AD-Modell Mäuse bieten eine einzigartige Reihe von Herausforderungen für Forscher daran gewöhnt, mit jüngeren Ratten und / oder Mäuse in ihrer Forschung. Aged Ratten haben dickere Schädel und härter Bindegewebe als jüngere Ratten und Mäusen, die Hirn-Extraktion und / oder Dissektion Verzögerung und damit zu negieren oder zu übertreiben wirkliche Alter-Unterschiede in der synaptischen Funktion und Plastizität können. Altern und Amyloid-Pathologie kann auch verschärfen Hippocampus Schaden während der Dissektion Verfahren nachhaltig, wieder verkompliziert keine Rückschlüsse aus physiologischen Beurteilung erstellt. Hier diskutieren wir die Schritte während der Dissektion Verfahren, um diese Probleme zu minimieren. Beispiele der synaptischen Antworten in &quot;gesund&quot; und &quot;ungesund&quot; Scheiben von Ratten und Mäusen gewonnen vorgesehen sind, sowie Vertreter der synaptischen Plastizität Experimente. Die möglichen Auswirkungen der anderen methodologischen Faktoren auf die synaptische Funktion in diesen Tiermodellen (zB Aufnahme-Lösungskomponenten, Stimulationsparameter) werden ebenfalls diskutiert. Während der Schwerpunkt dieses Artikels basiert auf der Verwendung von alten Ratten und transgenen Mäusen, Novizen auf die Physiologie Scheibe finden sollten detailliert genug hier, um auf ihre eigenen Studien zu beginnen, mit einer Vielzahl von Tiermodellen.

Dieser Artikel beschreibt Verfahren zur Herstellung von Schnitten des Hippocampus von Ratten und transgenen Mäusen für die Untersuchung der synaptischen Veränderungen mit Gehirn Altern und altersbedingte neurodegenerative Erkrankungen wie Alzheimer-Krankheit.

Vorbereitung der akuten Schnitten des Hippocampus von Ratten und transgenen Mäusen für das Studium der Synaptic Veränderungen während des Alterns und Amyloid-Pathologie

Die Präparation von hippokampalen Schnitten bei Nagetieren ist möglicherweise das am häufigsten eingesetzte Instrument zur Untersuchung der synaptischen Funktion und Plastizität bei Säugern. Die ...

Schnittpräparate des Hippocampus von Nagetieren werden häufig zur Untersuchung der synaptischen Funktion und Plastizität bei Säugetieren verwendet. Hier stellen wir ein Protokoll zur Gewinnung und Untersuchung von Schnitten alter Ratten und Mäuse vor, die dickere Schädel und zähere Bindegewebsstrukturen aufweisen als jüngere Tiere. Diese Merkmale können die Entnahme und/oder die Präparation des Gehirns verzögern und dadurch echte Altersunterschiede in der synaptischen Funktion und Plastizität verfälschen oder überbewerten.Außerdem können Alterung und Amyloid-Pathologie hippocampale Schäden, die während des Dissektionsverfahrens entstehen, verschlimmern und dadurch die Interpretation physiologischer Untersuchungen weiter erschweren. In dieser Darstellung erläutern wir die Schritte, die während der Extraktions- und Dissektionsverfahren unternommen werden, um diese Probleme zu minimieren. Zunächst wird das Gehirn rasch entnommen und in kalte, eisgekühlte, kalciumarme, künstliche zerebrospinale Flüssigkeit gelegt.Die Hippocampi werden anschließend vorsichtig auf einem eiskalten Präparationsbrett entfernt, und Hippocampus-Schnitte werden mittels eines Vibroschneidegeräts hergestellt und in einer mit Sauerstoff gesättigten, Kalzium enthaltenden ACSF inkubiert. Schließlich werden synaptische Potentiale und Ströme in mehreren Teilbereichen des Hippocampus hervorgerufen und aufgezeichnet; die erhaltenen Ergebnisse demonstrieren die Auswirkungen des Alterns und/oder einer Alzheimer-ähnlichen Pathologie auf die synaptische Funktion und Plastizität. Die sachgemäße Anwendung dieser Technik hat Konsequenzen für das altersbedingte kognitive Abbauen und Demenz aufgrund der Alzheimer-Krankheit.Das liegt daran, dass eine synaptische Dysfunktion zu den frühesten Biomarkern dieser klinischen Symptome gehört, die mit diesem Verfahren nachgewiesen werden können. Heute wird Dr. Chris Norris, der leitende Wissenschaftler des Labors, neben einem großen Waschbecken stehen. Bereiten Sie den Bereich für die Entnahme des Gehirns und die Hippocampus-Dissektion vor.Legen Sie ein gefaltetes Papiertuch, eine Skalpellklinge Größe 11, BB-Scheren, Knochenzangen und ein Hippocampus-Tool, eine spezialisierte Doppelspatel von feinen chirurgischen Instrumenten, bereit. Stellen Sie außerdem kleine chirurgische Scheren, eine dünne Spatel, eine Plastikpipette, Watman-Filterpapier, eine 100 Millimeter große Glaspetrischale mit Eis, einen Plastiklöffel und einen Becher mit teilweise aufgetauter kalziumfreier Lösung bereit. Eine mit Param bedeckte Zerebrospinalflüssigkeit (CSF).Nach der Enthauptung der Ratte sollte das Gehirn so schnell wie möglich entnommen werden. Legen Sie den Kopf auf das Papiertuch und führen Sie mit dem Skalpell schnell einen Schnitt in der Mitte der Kopfhaut vom Nasenbein bis zum Hinterhauptbein aus.Stellen Sie sicher, dass Sie vollständig durch den Hautmuskel schneiden, um die Schädelnähte vollständig freizulegen. Halten Sie den Kopf fest und schneiden Sie entlang der mittigen Naht durch die occipitalen, parietalen und frontalen Platten. Achten Sie darauf, die untere Schere stets fest an der inneren Oberfläche des Schädels und vom Gehirn weggehalten zu halten.Dies ist entscheidend, um unbeabsichtigte Beschädigungen zu vermeiden. Nächste Folie. Die Ron-Zangen unter der linken Parietalscheibe platzieren und die Backen zusammendrücken, wobei eine Aufwärts- und Vorwärtsbewegung erfolgt, um die Parietal- und Okzipitalscheiben abzuheben.Falls erforderlich, verwenden Sie die Ron-Zangen, um auch die linke frontale Platte zu entfernen. Wiederholen Sie den Vorgang für die andere Hemisphäre. Sobald die Platten gelöst sind, ziehen Sie vorsichtig mit der Ron-Zange oder einer Schere die eventuell an den Schläfenplatten befestigte Dura mater vom Gehirn ab oder schneiden Sie sie durch.Schieben Sie nun die Ron-Jurissen zwischen das Gehirn und die rechte Schläfenplatte, wobei der Druck stets zum Schädel hin und weg vom Gehirn ausgeübt wird. Drücken Sie und drehen Sie die Schläfenplatte so lange zur Seite, bis ein Knirschen gehört oder gefühlt wird. Wiederholen Sie den Vorgang auf der linken Seite.Schieben Sie den breiten Spatel vor dem Hippocampus-Tool zwischen die ventrale Oberfläche des Gehirns und die unteren Schädelplatten, bis er sich vollständig unter dem Gehirn befindet. Bewegen Sie ihn mehrmals seitlich hin und her sowie vorwärts und rückwärts, um mithilfe des Hippocampus-Tools intakte Hirnnerven zu durchtrennen. Heben Sie das Gehirn vorsichtig heraus und tauchen Sie es in kalziumfreie A-CSF-Flüssigkeit, die mit Parfum bedeckt ist; lassen Sie es etwa eine Minute lang abkühlen.Um die Hippocampi zu entnehmen, verwenden Sie einen Löffel, um das Gehirn aus dem aCSF zu entnehmen, und legen Sie es auf ein mit aCSF angefeuchtetes Watman-Papier auf dem Deckel einer eiskalten Petrischale ab. Entfernen Sie mit der Skalpellklinge das Kleinhirn und ungefähr ein Viertel der rostralen Frontallappen. Schneiden Sie nun durch den interhemisphärischen Spalt, um die beiden Hemisphären vollständig voneinander zu trennen.Platzieren Sie eine Hirnhemisphäre zurück in die A-CSF-Slushie und stellen Sie die andere auf die Präparierbühne, sodass die frontale Ebene des Frontallappens nach unten zeigt. Der weiße Hirnstamm und das Mittelhirn sollten sich leicht vom rosa oder graulichen überlagernden Kortex unterscheiden lassen. Lokalisieren Sie die Colliculi am Mittelhirn. Diese erscheinen als zwei weiße Knötchen und befinden sich an der Oberseite des Gehirns.In dieser Position halten Sie den Mittelhirnbereich vorsichtig mit der Schere fest und schieben das Spatel zwischen die Hirnkörperchen und die Großhirnrinde. Ziehen Sie dann vorsichtig das Hirnstamm-, Mittelhirn- und Thalamusgewebe abwärts. Bindegewebe oder Gefäße müssen möglicherweise mit der Schere durchtrennt werden.Verwenden Sie die scharfe Kante des Spatels, um den Fornix zu durchtrennen, ein weißes Faserbündel, das sich am vorderen dorsalen Bereich des Hippocampus befindet. Ziehen Sie vorsichtig mit der Schere den Hirnstamm, Mittelhirn und Thalamus nach außen, ohne sie vollständig vom restlichen Gehirn zu lösen.Die weißen Fasern, die am unteren Rand des Hippocampus eine flache Hyperbel bilden, sollten in dieser Ansicht nun sichtbar sein. Mit der Transferpipette vorsichtig etwas ACSF in den Spalt unterhalb des FIA spritzen, um die Trennung des Hippocampus vom Cortex zu erleichtern. Das Spatel vorsichtig in diesen Spalt einführen und, während Hirnstamm, Mittelhirn und Thalamus mit der Schere festgehalten werden, den Hippocampus vorsichtig abrollen und jeglichen verbleibenden Cortex, Blutgefäße und weißes Mark vom Hippocampus entfernen.Beträufeln Sie mit wenigen Millilitern A-CSF. Halten Sie das Gewebe mit der Transferpipette unter Verwendung einer CSF-Schlammmischung feucht und kalt. Entfernen Sie anschließend die andere Hemisphäre und wiederholen Sie die Dissektion, um Ratten-Hippocampi zu schneiden.Füllen Sie das Reservoir des Vibratoms mit eiskaltem, kalziumfreiem ACSF, sodass die Schneidebühne und die Klinge vollständig untergetaucht sind. Schneiden Sie mit einem Skalpell die rostralen und kaudalen Spitzen jedes Hippocampus ab und stellen Sie sie mit den rostralen Flächen zusammen, wobei der Gyrus dentatus jedes Hippocampus auf den jeweils anderen zeigt. Kleben Sie das Gehirngewebe auf einen Montageblock und übertragen Sie es auf die Schneidebühne des Vibratoms.Für Experimente zur synaptischen Physiologie werden 400 Mikrometer dicke Schnitte empfohlen. Überführen Sie die Schnitte mithilfe einer Pipette mit weitem Mund in eine kleine Petrischale, die kalte, calciumfreie CSF enthält.Nach Abschluss des Schneidens werden die Schnitte in eine Haltekammer überführt, die mit mit Sauerstoff angereicherter, Kalzium enthaltender A-CSF gefüllt ist. Erhöhen Sie die Temperatur der Kammer schrittweise von 27 auf 32 Grad Celsius, um grundlegende extrazelluläre Ableitungen durchzuführen. Bei akuten Schnitten ist die Ableitungskammer auf dem Mikroskoptisch so angeordnet, dass vorgewärmte A-CSF über einen Flussregler durch Schwerkraft zugeführt und über eine zentrale Vakuumleitung abgesaugt wird.Überführen Sie mithilfe eines kleinen Pinsels eine Schnittpräparation in die Ableitungskammer, sodass sie in aCSF eingetaucht ist und auf dem eingesetzten Netz liegt. Lassen Sie die Schnittpräparation 10 bis 15 Minuten akklimatisieren. Während dieser Akklimatisierungsphase schalten Sie den Stimulator oder Stimulusisolator ein und stellen die Ausgabe auf null zurück.Danach platzieren Sie eine stimulierende Elektrode über dem Schnitt im Stratum radiatum-Bereich des CA2 nahe der Grenze zum CA3. Senken Sie die Ableitelektrode in das Stratum radiatum des CA1 ab, wobei die Oberfläche des Schnitts gerade durchbrochen wird. Stellen Sie die Ausgabe des Stimulators hier auf ein moderates Niveau ein.Der Stimulusisolator wird auf etwa 150 Mikroampere eingestellt. Senken Sie die Stimulations-Elektrode langsam in kleinen Intervallen ab, bis ein Stimulus-Artefakt aufgezeichnet wird. Bei CA eins setzen Sie das langsame Absenken beider Elektroden, der Stimulations- und der Ableitungselektrode, in Intervallen fort, während CA-eins-Antworten erfasst werden.Erstellen Sie eine synaptische Stärke-Kurve, bis die Amplituden des Faservollzugs und des exzitatorischen postsynaptischen Potentials unter Verwendung eines Software-Aufzeichnungsprogramms wie Clamp X maximale Werte erreichen. Anschließend verwenden Sie die Software, um Reize in einem Bereich unterschiedlicher Intensitäten abzugeben und die entsprechende Aktivität in CA1 aufzuzeichnen. Der Bereich und die Anzahl der verwendeten Stimulusintensitätsstufen sollten ausreichend sein, um bei Auftragung gegen FV- oder EPSP-Werte eine sigmoidale Kurve zu erzeugen.Als Nächstes, um die synaptische Plastizität zu untersuchen, stellen Sie die Reizintensität für jeden Schnitt so ein, dass eine ein Millivolt starke Antwort ausgelöst wird. Beginnen Sie mit der Basalreizung bei einer Frequenz von 0,033 Hertz EPSP. Die Steigungswerte sollten mindestens 20 Minuten lang stabil sein, bevor entweder eine langzeitige Potenzierung (LTP) oder eine langzeitige Depression (LTD) induziert wird.Um eine Basislinienphase aufzuzeichnen, verwenden Sie eine Klemm-X-Parameterdatei, um alle 30 Sekunden zu stimulieren und aufzuzeichnen. Öffnen Sie anschließend eine separate Parameterdatei, um LTP zu induzieren, indem Sie einen einsekündigen Reizimpuls mit 100 Hertz anwenden, oder verwenden Sie mehrere kurze Impulse mit 200 Hertz, die alle 200 Millisekunden zur Induktion von LTD gegeben werden. Geben Sie 900 Reizimpulse mit einer Frequenz von einem Hertz ab. Nachdem die Reiztrains wieder auf die Baseline-Parameterdatei umgeschaltet haben, sammeln Sie synaptische Antworten für 60 Minuten oder länger. Vergleichen Sie die vor der Hoch- bzw. Niedrigfrequenzstimulation ermittelten EPSP-Steigungs-Werte mit den Werten 60 Minuten danach, um das Vorhandensein einer LTP, die durch eine Zunahme der synaptischen Stärke angezeigt wird, oder einer LTD, die durch eine Abnahme der synaptischen Stärke angezeigt wird, zu bestimmen. Beide Prozesse gelten weithin als entscheidende Mechanismen für Lernen und Gedächtnis.Hier sind repr&auml;sentative Kurven der synaptischen St&auml;rke aus zwei verschiedenen hippokampalen Schnitten von zwei A PP PS.One-M&auml;usen dargestellt. Einem Maus wurde ein neuartiges entz&uuml;ndungshemmendes adenoassoziiertes virales Reagenz verabreicht. Der anderen wurde ein kontrolliertes virales Reagenz verabreicht.Wie ersichtlich ist, wenn eine vergleichbare Anzahl präsynaptischer Fasern unter verschiedenen Behandlungsbedingungen aktiviert wird. Wenn Gruppen ähnliche FV-Amplituden aufweisen, wie auf der x-Achse angegeben, ist die Kurve des Reagenz-a-Schnitts nach links verschoben, was auf größere EPSP-Amplituden hinweist. Diese Daten zeigen, dass die basale synaptische Stärke im mit Reagenz a behandelten Schnitt höher ist.Hier sind die Ergebnisse von LTP-Experimenten, die an denselben Schnitten durchgeführt wurden. Beachten Sie, dass die EPSP-Steigungswerte im Reagenz-a-Schnitt deutlich höher sind als im Kontrollschnitt während der einstündigen Basislinie nach der Applikation einer 100-Hz-Stimulation, was darauf hinweist, dass LTP im Reagenz-a-Schnitt vorhanden war, jedoch nicht im Kontrollschnitt. Diese Abbildung zeigt, wie die EPSP-Wellenformen in Schnitten von Mäusen mit Reagenz A und Kontrollmäusen vor und 60 Minuten nach der 100-Hz-Stimulation aussahen.Die Zunahme der EPSP-Steigung in der Zeit nach der 100-Hertz-Periode ist in dem Reagenz-A-Schnitt sehr deutlich sichtbar und weist auf LTP hin. Die bisher gezeigten Experimente in den Abbildungen zeigen, dass Reagenz A die synaptische Stärke erhöht und LTP-Defizite verbessert. Bei PP-PS-eins-Mäusen wurden ähnliche Experimente an hippocampalen LACS von alten Ratten durchgeführt.Hier sind die synaptischen Stärkekurven von zwei verschiedenen hippocampalen Schnitten eines mit einem neuartigen entzündungshemmenden Wirkstoff behandelten Rattentieres und eines weiteren Rattentieres, das mit einem Kontrollfahrzeugreagenz behandelt wurde, dargestellt. Beachten Sie, dass diese Kurven für die beiden Schnitte sehr ähnlich sind, was darauf hinweist, dass Wirkstoff A kaum Auswirkungen auf die basale synaptische Stärke hat. Diese Abbildung zeigt Ergebnisse von LTD-Experimenten, die an denselben Schnitten durchgeführt wurden.Beachten Sie, dass bei alten Ratten typischerweise die EPSP-Steigungswerte im mit Vehicle behandelten Schnitt in der einstündigen Basislinie nach Applikation einer Ein-Hertz-Stimulation vermindert sind. Die EPSP-Steigungswerte im mit Drug A behandelten Schnitt zeigen hingegen kaum oder keine Depression, was auf das Fehlen einer LTD hinweist. Dargestellt sind hier die EPSP-Wellenformen von Drug-A- und Vehicle-Rattenschnitten vor und 60 Minuten nach der Ein-Hertz-Stimulation. Die Abnahme der EPSP-Steigung in der Phase nach der Ein-Hertz-Stimulation ist im Vehicle-Schnitt sehr deutlich, jedoch nicht im Drug-A-Schnitt erkennbar.Die Ergebnisse in diesen Abbildungen zeigen, dass das Medikament A Plastizitätsunterschiede bei alten Ratten verbessert, indem es die Induktion von LTD blockiert, jedoch die basale synaptische Funktion nicht beeinflusst. Diese Daten zeigen, dass mehrere Parameter der synaptischen Funktion und Plastizität bei alten Ratten und Alzheimer-Modell-Mäusen durch experimentelle Behandlungen moduliert werden können, und unterstreichen die Nützlichkeit akuter hippocampaler Schnitte zur Untersuchung des nootropen und/oder neuroprotektiven Potenzials neuer experimenteller Arzneimittel und Reagenzien. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, darauf zu achten, Ihre Schnelligkeit beim Herausnehmen des Gehirns mit Ihrer Präzision und Vorsicht bei der Dissektion, dem Schneiden und dem Umgang mit dem Hippocampus für elektrophysiologische Messungen in Einklang zu bringen.

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Vorbereitung der akuten Schnitten des Hippocampus von Ratten und transgenen Mäusen für das Studium der Synaptic Veränderungen während des Alterns und Amyloid-Pathologie (Video) | JoVE Journal

Vorbereitung der akuten Schnitten des Hippocampus von Ratten und transgenen Mäusen für das Studium der Synaptic Veränderungen während des Alterns und Amyloid-Pathologie

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